WO2008101936A1 - Zellen zur therapie des herzens - Google Patents

Zellen zur therapie des herzens Download PDF

Info

Publication number
WO2008101936A1
WO2008101936A1 PCT/EP2008/052027 EP2008052027W WO2008101936A1 WO 2008101936 A1 WO2008101936 A1 WO 2008101936A1 EP 2008052027 W EP2008052027 W EP 2008052027W WO 2008101936 A1 WO2008101936 A1 WO 2008101936A1
Authority
WO
WIPO (PCT)
Prior art keywords
cell
cells
negative
positive
cell preparation
Prior art date
Legal status (The legal status is an assumption and is not a legal conclusion. Google has not performed a legal analysis and makes no representation as to the accuracy of the status listed.)
Ceased
Application number
PCT/EP2008/052027
Other languages
English (en)
French (fr)
Inventor
Marion Haag
Jochen Ringe
Michael Sittinger
Carsten TSCHÖPE
Current Assignee (The listed assignees may be inaccurate. Google has not performed a legal analysis and makes no representation or warranty as to the accuracy of the list.)
Charite Universitaetsmedizin Berlin
Original Assignee
Charite Universitaetsmedizin Berlin
Priority date (The priority date is an assumption and is not a legal conclusion. Google has not performed a legal analysis and makes no representation as to the accuracy of the date listed.)
Filing date
Publication date
Application filed by Charite Universitaetsmedizin Berlin filed Critical Charite Universitaetsmedizin Berlin
Priority to EP08709114A priority Critical patent/EP2129774B1/de
Publication of WO2008101936A1 publication Critical patent/WO2008101936A1/de
Priority to US12/544,760 priority patent/US20100040587A1/en
Anticipated expiration legal-status Critical
Priority to US14/642,816 priority patent/US20150175970A1/en
Priority to US16/147,775 priority patent/US20190100727A1/en
Ceased legal-status Critical Current

Links

Classifications

    • C—CHEMISTRY; METALLURGY
    • C12—BIOCHEMISTRY; BEER; SPIRITS; WINE; VINEGAR; MICROBIOLOGY; ENZYMOLOGY; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING
    • C12N—MICROORGANISMS OR ENZYMES; COMPOSITIONS THEREOF; PROPAGATING, PRESERVING, OR MAINTAINING MICROORGANISMS; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING; CULTURE MEDIA
    • C12N5/00—Undifferentiated human, animal or plant cells, e.g. cell lines; Tissues; Cultivation or maintenance thereof; Culture media therefor
    • C12N5/06—Animal cells or tissues; Human cells or tissues
    • C12N5/0602—Vertebrate cells
    • C12N5/0652—Cells of skeletal and connective tissues; Mesenchyme
    • C12N5/0657—Cardiomyocytes; Heart cells
    • A—HUMAN NECESSITIES
    • A61—MEDICAL OR VETERINARY SCIENCE; HYGIENE
    • A61K—PREPARATIONS FOR MEDICAL, DENTAL OR TOILETRY PURPOSES
    • A61K35/00—Medicinal preparations containing materials or reaction products thereof with undetermined constitution
    • A61K35/12—Materials from mammals; Compositions comprising non-specified tissues or cells; Compositions comprising non-embryonic stem cells; Genetically modified cells
    • A61K35/34—Muscles; Smooth muscle cells; Heart; Cardiac stem cells; Myoblasts; Myocytes; Cardiomyocytes
    • A—HUMAN NECESSITIES
    • A61—MEDICAL OR VETERINARY SCIENCE; HYGIENE
    • A61P—SPECIFIC THERAPEUTIC ACTIVITY OF CHEMICAL COMPOUNDS OR MEDICINAL PREPARATIONS
    • A61P9/00—Drugs for disorders of the cardiovascular system
    • A61P9/10—Drugs for disorders of the cardiovascular system for treating ischaemic or atherosclerotic diseases, e.g. antianginal drugs, coronary vasodilators, drugs for myocardial infarction, retinopathy, cerebrovascula insufficiency, renal arteriosclerosis
    • G—PHYSICS
    • G01—MEASURING; TESTING
    • G01N—INVESTIGATING OR ANALYSING MATERIALS BY DETERMINING THEIR CHEMICAL OR PHYSICAL PROPERTIES
    • G01N33/00—Investigating or analysing materials by specific methods not covered by groups G01N1/00 - G01N31/00
    • G01N33/48—Biological material, e.g. blood, urine; Haemocytometers
    • G01N33/50—Chemical analysis of biological material, e.g. blood, urine; Testing involving biospecific ligand binding methods; Immunological testing
    • G01N33/53—Immunoassay; Biospecific binding assay; Materials therefor
    • G01N33/569—Immunoassay; Biospecific binding assay; Materials therefor for microorganisms, e.g. protozoa, bacteria, viruses
    • G01N33/56966—Animal cells
    • C—CHEMISTRY; METALLURGY
    • C12—BIOCHEMISTRY; BEER; SPIRITS; WINE; VINEGAR; MICROBIOLOGY; ENZYMOLOGY; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING
    • C12N—MICROORGANISMS OR ENZYMES; COMPOSITIONS THEREOF; PROPAGATING, PRESERVING, OR MAINTAINING MICROORGANISMS; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING; CULTURE MEDIA
    • C12N2501/00—Active agents used in cell culture processes, e.g. differentation
    • C12N2501/06—Anti-neoplasic drugs, anti-retroviral drugs, e.g. azacytidine, cyclophosphamide
    • C—CHEMISTRY; METALLURGY
    • C12—BIOCHEMISTRY; BEER; SPIRITS; WINE; VINEGAR; MICROBIOLOGY; ENZYMOLOGY; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING
    • C12N—MICROORGANISMS OR ENZYMES; COMPOSITIONS THEREOF; PROPAGATING, PRESERVING, OR MAINTAINING MICROORGANISMS; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING; CULTURE MEDIA
    • C12N2501/00—Active agents used in cell culture processes, e.g. differentation
    • C12N2501/10—Growth factors
    • C12N2501/11—Epidermal growth factor [EGF]
    • C—CHEMISTRY; METALLURGY
    • C12—BIOCHEMISTRY; BEER; SPIRITS; WINE; VINEGAR; MICROBIOLOGY; ENZYMOLOGY; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING
    • C12N—MICROORGANISMS OR ENZYMES; COMPOSITIONS THEREOF; PROPAGATING, PRESERVING, OR MAINTAINING MICROORGANISMS; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING; CULTURE MEDIA
    • C12N2501/00—Active agents used in cell culture processes, e.g. differentation
    • C12N2501/10—Growth factors
    • C12N2501/115—Basic fibroblast growth factor (bFGF, FGF-2)
    • C—CHEMISTRY; METALLURGY
    • C12—BIOCHEMISTRY; BEER; SPIRITS; WINE; VINEGAR; MICROBIOLOGY; ENZYMOLOGY; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING
    • C12N—MICROORGANISMS OR ENZYMES; COMPOSITIONS THEREOF; PROPAGATING, PRESERVING, OR MAINTAINING MICROORGANISMS; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING; CULTURE MEDIA
    • C12N2506/00—Differentiation of animal cells from one lineage to another; Differentiation of pluripotent cells
    • C12N2506/13—Differentiation of animal cells from one lineage to another; Differentiation of pluripotent cells from connective tissue cells, from mesenchymal cells
    • C12N2506/1307—Differentiation of animal cells from one lineage to another; Differentiation of pluripotent cells from connective tissue cells, from mesenchymal cells from adult fibroblasts
    • C—CHEMISTRY; METALLURGY
    • C12—BIOCHEMISTRY; BEER; SPIRITS; WINE; VINEGAR; MICROBIOLOGY; ENZYMOLOGY; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING
    • C12N—MICROORGANISMS OR ENZYMES; COMPOSITIONS THEREOF; PROPAGATING, PRESERVING, OR MAINTAINING MICROORGANISMS; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING; CULTURE MEDIA
    • C12N2509/00—Methods for the dissociation of cells, e.g. specific use of enzymes

Definitions

  • the invention relates to cells and to a cell preparation for the treatment of heart diseases, and to methods for producing the cells according to the invention and cell preparations.
  • the experimental therapies discussed in connection with heart failure include cell therapy.
  • Basis of the therapeutic approach is the expectation that the weakened heart muscle would be strengthened by the immigration and proliferation of therapeutically applied cells in the heart muscle and its functionality would be increased.
  • a major problem in the application of cell therapy for the treatment of heart disease is to obtain sufficient amounts of cells for therapeutic use.
  • the present invention is based on the problem of obtaining in a simple method from relatively easily accessible cell material outside the body a cell preparation which is suitable for use in cardiomyopathy and other heart diseases, e.g. Infarcts or their sequelae, to be delivered to suffering patients with the aim of improving their cardiac output.
  • cardiomyopathy and other heart diseases e.g. Infarcts or their sequelae
  • a cell or a preparation of a plurality of cells for the treatment of heart disease can be provided by placing a biopsy taken from a patient into a primary culture and propagating it over several passages. Preference is given to obtaining the cells from a primary culture which has been created from a cardiac muscle biopsy, for example a pinhead-sized or even smaller biopsy. The biopsies are "plucked” with the help of a small “pliers”. The culture conditions are described in Example 1.
  • the method differs from that of Messina et al. (see above) by eliminating cardiotrophin and thrombin in the cell culture medium.
  • the cells grown from the biopsy are trypsinized.
  • the cells are not seeded in coated cell culture plates as these cells adhere very well, and the further cultivation of the cells differs also because the "cardiospheres" described by Messina et al do not adhere, that is, they do not grow in culture on solid surfaces such as the bottom of a cell culture dish, a wall of a cell culture flask, a film in nutrient medium or a porous matrix for cell culture. Adherent to preferred cells of the present invention.
  • a method which permits the recovery of a population of cells characterized by a number of particular properties: they are fibroblast-like cells, i. elongate, spindle-shaped cells having a morphology as shown in Fig. 1 b) and shown in Fig. 3, and they grow under the cell culture conditions mentioned in Example 1 adherent.
  • these cells are negative in staining with the CD90 marker, which is characteristic of mesenchymal stem cells and fibroblasts.
  • a cell preparation can be obtained by a cell culture method as described in Example 1.
  • the cells contained in them will differ in their phenotype because, as stated above, they are not grown from a homogeneous population. Accordingly, the characteristic features of a cell preparation according to the invention are not absolutely to be stated as "positive” or “negative” with respect to a cell marker, but with reference to the entire cell population.
  • the cell preparation may be characterized in that a majority of the cells encompassed by it is CD90-negative.
  • CD90 is a marker for thymus cells, hematopoietic stem cells, NK cells and entothelial cells, fibroblasts and myofibroblasts.
  • the cell preparation is at least 80%, more preferably at least 90% CD90 negative. Even more preferred are cell preparations which more than 95%, 98% or 99% are CD90 negative.
  • the method of obtaining the cell preparation may comprise a purification step in which the cells are selected for their expression of CD90.
  • a purification step in which the cells are selected for their expression of CD90.
  • FACS sorting fluorescence-based cell sorting
  • the cells labeled with a fluorescently labeled antibody against the respective antigen are automatically separated in a capillary into a negative and a positive population.
  • the separation by magnetic separation is known.
  • the cells are separated by retention of the antigen-positive cells with antibody-coupled magnetic particles in a very strong magnetic field.
  • the cell preparation can be obtained by a method which, as an alternative to or in addition to the separation according to CD90 negativity, comprises further separation steps which select for further possible characteristics of the cell preparation:
  • the cell preparation may be characterized in that a majority of the cells it comprises are CD105-positive. This means that of the cells included in this population, at least 50% are replaced by a common color marker, e.g. the color markers indicated in the examples, are dyed in FACS.
  • CD105 is a marker typical of endothelial cells and mesenchymal cells.
  • the cell preparation is at least 90%, more preferably at least 98% CD105 positive.
  • the cell preparation may be characterized in that a majority of the cells comprised by it is CD117-negative. This means that of the cells included in this population at least 50% by a conventional color marker, eg the color marker indicated in the examples, in the FACS no more than typically the skilled person CD117 negative known cells (negative control) are stained.
  • CD1 17 c-kit
  • the cell preparation is at least 60%, more preferably at least 70% CD1 17 negative.
  • the cell preparation may be characterized in that a majority of the cells it comprises are CD166 positive. This means that of the cells included in this population, at least 50% are replaced by a common color marker, e.g. the color markers indicated in the examples, are dyed in FACS.
  • CD166 is the acronym for "activated leukocyte cell adhesion molecule (ALCAM)", a markers typical of bone marrow mesenchymal stem cells. "Preferably, according to one embodiment of the present invention, the cell preparation is at least 60%, more preferably at least 70% CD166. positive.
  • the cell preparation may be characterized in that a majority of the cells comprised by it are CD34-negative and CD45-negative. This means that of the cells included in this population, at least 50% are replaced by a common color marker, e.g. the color markers given in the examples, in the FACS no more than typically those skilled in the art as CD34 negative or CD45 negative known cells (negative control) are colored.
  • CD34 and CD45 are stem cell markers.
  • the cell preparation is at least 60%, more preferably at least 70% CD34 and CD45 negative.
  • the cell preparation may be distinguished by the fact that a majority of the cells it comprises after a myogenic induction (see examples) are desmin-positive and / or is positive for antibodies against myocardial myosin.
  • the cell preparation is at least 60%, more preferably at least 70% desmin positive and / or myosin positive.
  • the cell preparations may have all the characteristics mentioned regarding the proportion of CD105-positive, CD1 17-negative, CD166-positive, CD34 / 45-negative cells.
  • the statement of "positivity” or “negativity” can refer to two different populations. This will be explained using the example of a cell preparation designated "60% CD105 positive, 90% CD90 negative”:
  • the amount of cells contained in cell preparations may differ depending on whether global or cumulative characterization is used as a definition. This difference will be greater the more criteria are added, especially with criteria close to 50%.
  • a cell preparation is to be defined both by global and cumulative characterization by the above-mentioned criteria regarding its expression of CD90, CD105, CD1 17, CD166 and CD34 / 45, by the above-mentioned percentages cumulative characterization is preferred.
  • the method makes it possible for the first time to obtain cell preparations with a cell volume of more than 10 10 , even up to 10 13 "14 cells for therapeutic use in the heart.
  • the cells can be administered to the patient as a pharmaceutical preparation.
  • the application of heterologous cell preparations are precluded by the known immunological problems; however, they are quite Indications realistic in which heterologous cell preparations, for example, the transplantation of a donor heart are preferable.
  • the cell preparations have the great advantage that, for example, cell surface proteins which allow recognition of the heterologous cells by the immune system of the patient can be selectively blocked during the recovery process, so that the heterologous cell preparation does not or significantly reduces the known immunological disadvantages of a heterologous graft having.
  • Cells in the sense of this invention are mammalian body cells, in particular humans. According to the invention, cells and cell preparations according to the independent claims can be used for the preparation of a medicament for the treatment of diseases. It is also possible to prepare an autologous as well as an allogenic cell or cell preparation. Autologous cells or cell preparations are obtained by taking a biopsy from the same patient to whom they are also returned. Allogeneic cells or cell preparations have been obtained from a foreign patient.
  • Cells or cell preparations can also be obtained from a biopsy specimen taken from a donor heart. These cells may then be extracorporally propagated and stored to be given to the transplanted patient in case of a medical need.
  • fibroblast-like in the sense of the present invention means that the majority of the cells show a substantially spindle-shaped form in a spindle-shaped manner, meaning that the cells according to the invention have an elongated shape in the majority, for example that the Cells at confluence are 150-250 ⁇ m in length, but at low confluence, cells as small as 60 are found up to more than 350 ⁇ m (elongated shape).
  • the width of the cells can range from 13 to 20 microns, with 9 microns and over 30 microns are possible.
  • fibroblast-like cells are characterized in that they adhere or adhere in culture according to the cell culture conditions specified in the examples at the bottom of the cell culture vessel and be solved by trypsinization from the bottom of the cell culture vessel. The more confluent (denser) the cell culture is, the more uniform fibroblast-like is the cell shape.
  • a cell as "negative” with respect to a tissue marker, such as a "dark of differentiation” CD, e.g. CD90, CD105, CD117, CD166 means that the cell is not stained by labeling with a labeled antibody against the designating marker in such a way that the cell in the FACS (fluorescence-based cell sorting device) or fluorescence microscope has a signal which is comparable in magnitude Color coding of the particular antibody, such as a cell considered by the art to be "positive" with respect to the particular surface marker, with the same antibody and conditions of staining.
  • a tissue marker such as a "dark of differentiation” CD, e.g. CD90, CD105, CD117, CD166 means that the cell is not stained by labeling with a labeled antibody against the designating marker in such a way that the cell in the FACS (fluorescence-based cell sorting device) or fluorescence microscope has a signal which is comparable in magnitude Color coding of the particular antibody, such as a cell considered by the art to
  • CMOS complementary metal-oxide-semiconductor
  • CMOS complementary metal-oxide-semiconductor
  • CD 105 and CD 90 and negative for CD 34 and 45 are positive and negative for CD 105 and CD 90.
  • a primary tissue sample taken from a living or less than 24-hour-old organism is conveniently harvested in a cell culture dish, as known to those skilled in the art, under suitable conditions, e.g. at 37 degrees Celsius, 95% humidity and 5% CO2, taken in culture medium in a nutrient medium.
  • This step of "culture” involves partial digestion of the tissue sample by proteases, preferably trypsin-EDTA and collagenase IV. Alternatively, digestion can be performed without trypsin-EDTA.
  • This culture is called "primary culture.”
  • the cells are growing observed at regular intervals and after reaching a fixed cell density, harvested / isolated.
  • the cells grow out of the biopsy (outgrowth culture) and are then harvested or isolated. These cells are again cultured and passaged whenever the cells cover the bottom of the cell culture vessel to 70-90% (70-90% confluence).
  • passage Transferring cells from one culture vessel to another, usually diluting the cells, is referred to as passage.
  • This expression is synonymous with subculture and should not be confused with the passage in virology (Toni Lindl, "Cell and Tissue Culture” 4th Edition, Spektrum Verlag, pg 255).
  • the cells are applied from the bottom of the cell culture vessel by application trypsinized and re-seeded at a density of 5000-6000 cells / cm 2 . Thus, the cells pass from one passage to the next passage.
  • Confluence refers to the densest possible arrangement of adherent cells as monolayers in culture (see also Lindl, ibid., P. 253).
  • Illnesses which can be treated with the cells, cell preparations and medicaments of the independent claims, or indications for the application of the inventive cells and cell preparations can include cardiac ailments such as ischemic cardiomyopathy with good and bad ejection fraction, inflammatory cardiomyopathy with good and bad ejection fraction, diastolic dysfunction, aortic valve failure (stenosis, insufficiency), mitral valve defect (stenosis, insufficiency), right heart failure, bradycardia and tachycardia arrhythmias including AV blocks and atrial fibrillation, coating of coronary stents, diabetic cardiopathy, collagenosis with cardiac involvement, familial cardiomyopathy, viral induced myocarditis and Cor be hypertensive.
  • cardiac ailments such as ischemic cardiomyopathy with good and bad ejection fraction, inflammatory cardiomyopathy with good and bad ejection fraction, diastolic dysfunction, aortic valve failure (stenosis, insufficiency), mitral valve defect
  • the cell is a cell culture-enhanced cell from a primary culture of a tissue sample taken from a mammal, - the cell is a fibroblast-like cell, and
  • the cell is CD90 negative.
  • the cell was propagated through at least three passages in cell culture.
  • the cell can be of human origin.
  • the isolated mammalian cell is CD105 positive.
  • the isolated mammalian cell is CD105-positive, CD117-negative, CD166-positive, CD34 / 45-negative.
  • tissue sample taken from a mammal is subjected to a time-limited digestion by one or more connective tissue-digesting enzymes,
  • step c) is repeated at least two more times.
  • the tissue sample taken in the method comprises cardiac muscle tissue.
  • the connective tissue-digesting enzyme activity comprises the activity of trypsin-EDTA or collagenase IV or a combination of both activities and the duration of time-limited digestion is less than 10 minutes at an activity of 0.05 to 0.25 U / 500ml for trypsin and / or 0.2 to 4.5 U / ml for Collagenase IV.
  • the first cell culture step has a duration of 7 to 15 days. It is furthermore preferred that the passage step be carried out at a confluency of the cells adhering to the solid surface of 70% or greater, and / or that the cell culture medium of the first cell culture step or the passage step or both steps does not contain cardiotropin, thrombin and mercaptoethanol.
  • the cell preparation obtained in steps a to d described above is subjected to a step of myogenic induction, as a result of which cells can be obtained which can react positively to antibody stains against ⁇ -desmin and / or myosin.
  • the cell preparation obtained in steps a to d is subjected to a purification step in which
  • the cells comprising the cell preparation are brought into contact with molecules capable of binding to specific surface markers of cells, and
  • the molecules capable of binding to specific surface markers of cells may be antibodies to CD90, CD105, CD1 17, CD166, CD34 and / or CD45.
  • molecules capable of binding to specific surface markers of cells may be bound to magnetic particles and retained in a magnetic field during the purification step.
  • the cells can be separated by fluorescence activated cell sorting (FACS).
  • a cell preparation obtainable by the above-characterized purification step is provided.
  • the cells comprised therein are more than 90% CD90 negative, more than 90% CD105 positive, and more than 50% CD117 negative. More preferably, the cells comprised therein are more than 95% CD90 negative, more than 95% CD105 positive, more than 60% CD117 negative, and more than 50% CD166 positive.
  • the so characterized cells of the cell preparation still more than 90% CD34-negative and more than 90% CD45-negative.
  • a cell preparation in which the cells comprised therein are more than 95% CD90 negative, and more than 90% of the CD90 negative portion of the cell preparation consists of CD105 positive cells. More preferably, the cells comprised therein are more than 95% CD90 negative and the CD90 negative portion of the cell preparation is more than 90% CD105 positive and more than 50% CD117 negative. More preferably, the cells comprised therein are greater than 98% CD90 negative and the CD90 negative portion of the cell preparation is more than 95% CD105 positive, greater than 60% CD117 negative and greater than 50% CD165 positive.
  • a cell preparation in which the cells comprised therein are more than 95% CD90-negative, the CD90-negative portion of the cell population is more than 90% CD105-positive and the CD90-negative and CD105-positive portion of the cell preparation to more than 60% CD1 is 17-negative.
  • Cells or cell preparations characterized above can be used for the manufacture of a medicament for the treatment of heart disease, preferably cardiomyopathy.
  • Fig. 1 a shows a biopsy in a cell culture dish with a centimeter measure
  • b) shows in A-E schematically cell forms which the fibroblast-like cells according to the invention can have.
  • F and G show cell shapes different from the fibroblast-like cells of the present invention.
  • FIG. 2 shows morphology and FACS analysis of the cells or cell preparations according to the invention.
  • a and B Adherent cells growing out of culture (A: culture after 5 days), (B: culture after 15 days).
  • C Cell culture of the harvested cells in passage 4 after 5 days in culture.
  • DI Histograms of FACS analyzes, namely: D forward versus side scattered, E and F FACS analysis for CD90, CD117 (G), CD105 (H) and CD73 (I).
  • Fig. 3 shows photographs of the fibroblast-like cells according to the invention under the microscope, namely cells of the batch 21- 1 E4 P1 day6 (top); 16-1 E2 P3 (center); 17-2 E2 P1 Day6 (bottom left) and 16-1 E3 P1 confluent (bottom right).
  • Fig. 4 shows photographs of comparative examples which do not have the form of the fibroblast-like cells according to the invention under the microscope, cells of lot 16-4E2 primary day 6 (top) and 16-1 E3 P3 (middle).
  • Figures 5 and 6 show examples of the growth kinetics of example cultures.
  • Figure 7 shows fluorescence micrographs of cells positive for the antibodies to ⁇ -sarcomeric actin (upper panel A-B ;, A2172, monoclonal anti-actin ( ⁇ -sarcomeric) antibody) (Sigma Aldrich) Secondary antibody: goat ⁇ mouse Cy3 (Dianoval 15-165-003)) as well as against the cardiac isotype of myosin (bottom row, same secondary antibody).
  • Figure 8 shows fluorescence micrographs of cells following myogenic induction with 5-azacytidine positive for the antibodies to ⁇ -desmin (top, monoclonal mouse anti-human desmin, Dako) and ⁇ -smooth muscle myosin (bottom, monoclonal mouse -anti human myosin heavy chain (smooth muscle), Dako) are.
  • Fig. 9 shows an OiI Red O staining of human cells for the detection of adipogenic differentiation or its absence.
  • A cardiac progenitor cells day 15;
  • B induced cardiac progenitor cells day 15;
  • C human MSC, day 15;
  • D induced human MSC, day 15.
  • Fig. 10 shows the chondrogenic detection stain or its absence by way of example on a patient at the end of induction (day 28);
  • A shows the Alcianblaufärbung C collagen type II and E the collagen Typl staining on non-chondorgen induced cell pellet (control).
  • B shows the Alcian blue, D the collagen type II and F the collagen type I staining on the chondrogen induced cell pellet.
  • Figure 1 1 shows the histological evidence of the formation or absence of bone matrix by Kossa staining.
  • AC show uninduced control cultures of patients 1-3 on day 28
  • D shows an uninduced human MSC control culture on day 28
  • EC show osteogen induced cultures of patients 1-3 on day 28
  • H shows a clearly recognizable bone matrix in an osteogenically induced hMSC culture on day 28.
  • Fig. 13 shows the results of FACS sorting: above left to right: unsorted, CD90 positive cells; CD90 negative cells.
  • tissue samples were diluted 3 ⁇ 5 min at 37 ° C. with trypsin / EDTA (diluted 1: 500, activity of the undiluted solution 0.125-0.15 ⁇ / ml, Biochrom AG, Berlin) and 0.45 U / ml collagenase IV (Sigma Aldrich) digested in PBS. After every 5 minutes, the biopsies were transferred to new trypsin-collagenase mixture.
  • PBS phosphate buffered isotonic saline
  • IMDM Iscove 's Modified Dulbecco 's medium supplemented with 10% FBS, 100 U / ml penicillin, 100 ⁇ g / ml streptomycin, 2 mmol / L L-glutamine
  • Explants were cultured in a cell culture vessel with 9.6 cm 2 growth surface in completed IMDM. The explants must be fixed to the bottom of the culture vessel ("press down”). Depending on the explant (patient-dependent), fibroblast-like, adherent cells grow after 7-15 days.
  • explants / cells were washed carefully with PBS (explants should not detach), and then incubated with 1 ml of trypsin / EDTA (0.05% / 0.02%) per explant 3-5 min (culture plate size 9.6 cm 2 , see above) and then the digestion reaction with IDH medium (IMDM, DMEM, urinary F-12 mix completed with 2% B27, 10 ng / ml epidermal growth factor, 20 ng / ml basic fibroblast growth factor, 3.3% FCS, 100 U / ml penicillin, 100 ⁇ g / ml streptomycin, 2 mmol / L L-glutamine).
  • IDH medium IMDM, DMEM, urinary F-12 mix
  • the medium with the detached cells is centrifuged for 5 minutes at 353 g, the supernatant is discarded and the cells are resuspended in IDH medium and cultivated in a total volume of 3 ml of medium (IDH) in a 9.6 cm 2 culture flask (conditions : 5% CO2, 37 ° C 95% humidity).
  • a medium with 5% human serum instead of 3.3% FCS and no B27 added can be used.
  • the commercially available medium Opti pro TM (Gibco, 12309) supplemented with the appropriate amount of serum, penicillin / streptomycin, 200 mM L-alanyl-lglutamine (Biochrom, K0302, 20 ml / L), EGF and FGF can also be used.
  • the cells are passaged.
  • the medium is removed, the cell lawn rinsed once with PBS and the cells are trypsinized. There are then seeded 5,000-6,000 cells per cm 2 cell culture vessel surface.
  • the cells or cell preparations according to the invention were isolated up to 4 times from the same explant at intervals of 6-10 days (depending on the biopsy).
  • the trypsinized cells were washed with PBS / 0.5% BSA. Subsequently, 250,000 cells are incubated in 0.1 ml PBS / 0.5% BSA and the corresponding antibody (AK) for 15 min on ice. Fluorescein isothiocyanate (FITC) labeled, R-phycoerythrin (PE) labeled and allophycocyanin (APC) labeled mouse anti-human AK were used (see Table X). The cells were washed after staining with PBS / 0.5% BSA. Apoptotic cells were labeled with propidium iodide (PI, Sigma, Taufkirchen, Germany) to exclude them from evaluation. The analysis was performed on FACSCalibur (Becton Dickinson, Heidelberg, Germany) and evaluated using the CelIQuest software (Becton Dickinson).
  • Fig. 2 shows in the panels A and B growing in culture adherent cells from the biopsies from (A: culture after 5 days), which stretch and after a few days, a fibroblast-like form (B: culture after 15 days).
  • C shows a cell culture of the harvested cells in passage 4 after 5 days in culture.
  • D-I show in the FACS analysis that the cells are largely negative for CD90 (E and F) and CD117 (G) and positive for CD105 (H) and mostly positive for CD73 (I).
  • the line shows the histogram of the negative (unstained) cell population, the histogram of the stained cells is shown in area.
  • Threshold (primary value): fluorescence channel 1, value: 35
  • the cells are positive for ⁇ -desmin antibody and ⁇ -smooth muscle myosin antibody (see Fig. 8).
  • Example 4 Isolation of a cell population by FACS sorting
  • the cells are stained analogously for Example 2, whereby: 10 - 15 million cells are labeled with ⁇ humanCD90 FITC (BD) in a 1: 100 dilution. The cells are washed with 10 ml PBS / BSA and taken up in 1 ml PBS / BSA working volume.
  • BD ⁇ humanCD90 FITC
  • the cells so stained are sorted by the known methods, e.g. through FACS sorting.
  • the result of the sorting is shown in FIG.
  • the percentage indicates the number of CD90 positive cells. Before sorting, 22% of the CD90 cells are positive, and in the CD90 sorted population, 49% of the CD90 cells were positive.
  • the CD90 negatively sorted population was 96.5% negative.
  • Example 5 Mixed Lymphocyte Reaction (MLR)
  • the MLRs can be used to detect alloreactive T cells in experiments. These are an indication that there is a rejection of foreign tissue / cells.
  • lymphocytes of one individual donor A
  • donor B lymphocytes of another individual's lymphocyte
  • m mytomycin C
  • the CAP cells have immunomodulatory properties. As the MLR shows, they prevent the proliferation of T cells from as little as 5 ⁇ 10 4 cells, so they have an immunosuppressive effect. Thus, these cells behave similarly to mesenchymal stem cells in terms of MLR. This is an important indication of the possibility of allogeneic application of the cells.

Landscapes

  • Health & Medical Sciences (AREA)
  • Life Sciences & Earth Sciences (AREA)
  • Engineering & Computer Science (AREA)
  • Biomedical Technology (AREA)
  • Chemical & Material Sciences (AREA)
  • Cell Biology (AREA)
  • Biotechnology (AREA)
  • Zoology (AREA)
  • Bioinformatics & Cheminformatics (AREA)
  • General Health & Medical Sciences (AREA)
  • Immunology (AREA)
  • Organic Chemistry (AREA)
  • Cardiology (AREA)
  • Genetics & Genomics (AREA)
  • Wood Science & Technology (AREA)
  • Medicinal Chemistry (AREA)
  • Developmental Biology & Embryology (AREA)
  • Biochemistry (AREA)
  • Microbiology (AREA)
  • Urology & Nephrology (AREA)
  • Virology (AREA)
  • Pharmacology & Pharmacy (AREA)
  • Veterinary Medicine (AREA)
  • Public Health (AREA)
  • Animal Behavior & Ethology (AREA)
  • Vascular Medicine (AREA)
  • Hematology (AREA)
  • Molecular Biology (AREA)
  • General Engineering & Computer Science (AREA)
  • Rheumatology (AREA)
  • Epidemiology (AREA)
  • Tropical Medicine & Parasitology (AREA)
  • Pathology (AREA)
  • General Physics & Mathematics (AREA)
  • Analytical Chemistry (AREA)
  • Physics & Mathematics (AREA)
  • Food Science & Technology (AREA)
  • Heart & Thoracic Surgery (AREA)
  • Chemical Kinetics & Catalysis (AREA)
  • General Chemical & Material Sciences (AREA)

Abstract

Erfindungsgemäß werden fibroblastenartige, aus Herzmuskelbiopsien gewonnene Zellen, welche CD90-negativ, CD105-positiv, CD117-negativ und/oder CD166-positiv sind, sowie Zellzubereitungen solcher Zellen zur Therapie von Herzerkrankungen, sowie ein Verfahren zur Bereitstellung derselben offenbart. Die erfindungsgemäßen Zellen zeichnen sich gute Kultivierbarkeit in Zellkultur aus. Weiterhin wird ein Verfahren zur Gewinnung der erfindungsgemäßen Zellen und Zellzubereitungen offenbart.

Description

Zellen zur Therapie des Herzens
Beschreibung
Die Erfindung betrifft Zellen und eine Zellzubereitung zur Behandlung von Herzerkrankungen, sowie Verfahren zur Herstellung der erfindungsgemäßen Zellen und Zellzubereitungen.
Erkrankungen des Herz- und Kreislaufsystems gehören zu den wichtigsten Krankheitsursachen in industrialisierten Gesellschaften. Darunter ist die Herzinsuffizienz, als Ursache oder Folge einer durch andere Faktoren bedingten Pathologie, eine der am häufigsten auftretenden Erkrankungen. Die Fallzahlen in Europa allein liegen im zweistelligen Millionenbereich.
Zu den experimentellen Therapien, welche im Zusammenhang mit Herzinsuffizienz diskutiert werden, gehört auch die Zelltherapie. Grundlage des therapeutischen Ansatzes ist dabei die Erwartung, dass der geschwächte Herzmuskel durch das Einwandern und die Proliferation von therapeutisch applizierten Zellen in den Herzmuskel gestärkt und seine Funktionstüchtigkeit erhöht würde.
Die Gewinnung von adulten Stammzellen aus dem Herz ist dabei ein Gegenstand der Forschung. Während lange Zeit die Regenerierbarkeit von Herzgewebe grundsätzlich in Frage gestellt wurde, sind zurzeit mehrere Ansätze zur Regeneration von geschädigtem Herzmuskel entweder aus Stammzellen oder nicht ausdifferenzierten, Stammzell-ähnlichen Zellen in der Untersuchung und zum Teil in der klinischen Entwicklung.
Pittenger et al. haben mesenchymale Stammzellen charakterisiert (Science 284, 143- 147); diese zeigen unter anderem einen CD90-positiven Phänotyp.
Wang et al. (International Journal of Cardiology 109 (2006) 74 - 81 ) zeigen die Differenzierung von mesenchymalen Stammzellen der Ratte zu differenzierten Herzzellen in Ko-Kultur mit ausdifferenzierten Herzzellen. Die dabei gewonnenen Zellen sind ebenfalls CD90-positiv. Ähnliche Ergebnisse finden Moscoso et al. (Transplantation Proceedings, 37, 481- 482 (2005)) in Zellen des Schweins.
Messina et al. (Circulation Research, Oct. 29, 2004, pp. 91 1-924; WO2005/012510) beschreiben ein Verfahren zur Isolation und Kultivierung von Herzzellen aus Biopsien. Die dort isolierten Zellen sind unter anderem c-kit /CD117-positiv.
Ein wesentliches Problem bei der Anwendung von Zelltherapie zur Behandlung von Herzerkrankungen ist es, ausreichende Zellmengen zur therapeutischen Anwendung zu erhalten.
Der vorliegenden Erfindung liegt das Problem zugrunde, in einem einfachen Verfahren aus relativ einfach zugänglichem Zellmaterial außerhalb des Körpers eine Zellzubereitung zu gewinnen, welche geeignet ist, einem an Kardiomyopathie und anderen Herzerkrankungen, wie z.B. Infarkten oder deren Folgeerscheinungen, leidenden Patienten mit dem Ziel der Verbesserung seiner Herzleistung zugeführt zu werden.
Erfindungsgemäß wird dieses Problem durch die Zelle, die Zellzubereitung und das Verfahren gemäß den unabhängigen Ansprüchen gelöst.
Gemäß einer Ausführungsform der vorliegenden Erfindung kann eine Zelle bzw. eine Zubereitung einer Vielzahl von Zellen zur Therapie einer Herzerkrankung bereitgestellt werden, indem ein einem Patienten entnommenes Biopsat bzw. eine Gewebeprobe aus Zellen eines Patienten in eine Primärkultur gebracht und über mehrere Passagen vermehrt werden. Bevorzugt ist die Gewinnung der Zellen aus einer Primärkultur, welche aus einer Herzmuskelbiopsie angelegt wurde, beispielsweise eines Stecknadelkopf-großen oder noch kleineren Biopsats. Die Biopsate werden mit Hilfe einer kleinen „Zange" „gerupft". Die Kulturbedingungen sind in Beispiel 1 beschrieben.
Gemäß einer Ausführungsform der vorliegenden Erfindung unterscheidet sich das Verfahren von dem von Messina et al. (siehe oben) beschriebenen Verfahren durch den Verzicht von Cardiotrophin und Thrombin im Zellkulturmedium.
Weiterhin wird kein 2-Mercaptoethanol im Medium verwendet. Gemäß einer Ausführungsform der vorliegenden Erfindung werden die aus dem Biopsat ausgewachsenen Zellen abtrypsiniert. Es entfallen somit alle von Messina et al. beschriebenen Schritte zur „Zellernte". Die Zellen werden nicht in beschichteten Zellkulturplatten ausgesät, da diese Zellen sehr gut adhärieren. Die Weiterkultivierung der Zellen unterscheidet sich dann auch deshalb, weil die bei Messina et al. beschriebenen „Cardiospheres" nicht adhärieren, das heißt, sie wachsen in Kultur nicht auf festen Oberflächen wie z.B. dem Boden einer Zellkulturschale, einer Wand einer Zellkulturflasche, einer Folie in Nährmedium oder einer porösen Matrix für die Zellkultur an. Bevorzugte Zellen der vorliegenden Erfindung adhärieren.
Gemäß einer Ausführungsform der vorliegenden Erfindung wird ein Verfahren bereitgestellt, welches die Gewinnung einer Zellpopulation erlaubt, die sich durch eine Reihe besonderer Eigenschaften auszeichnet: es handelt sich um fibroblastenartige Zellen, d.h. lang gestreckte, spindelförmige Zellen mit einer Morphologie wie in Fig. 1 b) und in Fig. 3 gezeigt, und sie wachsen unter den in Beispiel 1 genannten Zellkulturbedingungen adhärent.
Überraschenderweise sind diese Zellen negativ in Bezug auf die Färbung mit dem für mesenchymale Stammzellen und Fibroblasten charakteristischen Marker CD90.
Es ist dabei offensichtlich, dass bei Anlage einer Primärkultur beispielsweise aus einem Herzbiopsat keine homogene Zellpopulation gewonnen werden kann. Ebenfalls offensichtlich ist, dass für die therapeutische Anwendung zurzeit die Applikation einer Vielzahl von Zellen in Frage kommt, also einer Zellzubereitung. Eine solche Zellzubereitung kann durch ein Zellkulturverfahren, wie in Beispiel 1 beschrieben, gewonnen werden. Die darin enthaltenen Zellen werden sich in ihrem Phänotyp voneinander unterscheiden, da sie, wie oben angeführt, nicht aus einer homogenen Population ausgewachsen sind. Die charakteristischen Merkmale einer erfindungsgemäßen Zellzubereitung sind dem entsprechend nicht absolut als „positiv" oder „negativ" bezüglich eines Zellmarkers anzugeben, sondern in Bezug auf die gesamte Zellpopulation.
So kann sich gemäß einer Ausführungsform der vorliegenden Erfindung die Zellzubereitung dadurch auszeichnen, dass eine Mehrheit der von ihr umfassten Zellen CD90-negativ ist. Dies bedeutet, dass von den in dieser Population umfassten Zellen mindestens 50% durch einen üblichen Farbmarker, z.B. den in den Beispielen angegebenen Farbmarker, im FACS nicht mehr als typischerweise dem Fachmann als CD90-negativ bekannte Zellen gefärbt werden. CD90 (Thy-1 ) ist ein Marker für Thymuszellen, hämatopoietische Stammzellen, NK-Zellen und Entothelzellen, Fibroblasten und Myofibroblasten. Bevorzugt ist gemäß einer Ausführungsform der vorliegenden Erfindung die Zellzubereitung zu mindestens 80%, noch bevorzugter zu mindestens 90% CD90-negativ. Noch weiter bevorzugt sind Zellzubereitungen, welche zu mehr als 95%, 98% oder 99% CD90-negativ sind.
Um zu einer bevorzugten Homogenität hinsichtlich der CD90-Negativität der Zellzubereitung zu gelangen, kann gemäß einer Ausführungsform der vorliegenden Erfindung das Verfahren der Gewinnung der Zellzubereitung einen Reinigungsschritt umfassen, in welchem die Zellen hinsichtlich ihrer Expression von CD90 selektiert werden. Es sind dazu z.B. Verfahren durch fluoreszenz-basierte Zellsortierung (FACS- Sorting) in geeigneten Geräten bekannt. Dabei werden die mit einem fluoreszenzmarkierten Antikörper gegen das jeweilige Antigen markierten Zellen automatisch in einer Kapillare in eine negative und eine positive Population getrennt.
Weiterhin ist die Trennung durch magnetische Separation bekannt. Dabei werden die Zellen durch Retention der Antigen-positiven Zellen mit Antikörper-gekoppelten Magnetpartikeln in einem sehr starken Magnetfeld getrennt.
Mittel und Verfahren zur Trennung von Zellen hinsichtlich ihrer Expression von Antigenen sind der Fachwelt bekannt. Ebenfalls kann gemäß einer Ausführungsform der vorliegenden Erfindung die Zellzubereitung durch ein Verfahren gewonnen werden, welches alternativ zu oder zusätzlich zu der Trennung nach CD90-Negativität noch weitere Trennschritte umfasst, die nach weiteren möglichen Charakteristika der Zellzubereitung selektieren:
So kann sich gemäß einer Ausführungsform der vorliegenden Erfindung die Zellzubereitung dadurch auszeichnen, dass eine Mehrheit der von ihr umfassten Zellen CD105-positiv ist. Dies bedeutet, dass von den in dieser Population umfassten Zellen mindestens 50% durch einen üblichen Farbmarker, z.B. den in den Beispielen angegebenen Farbmarker, im FACS gefärbt werden. CD105 ist ein für Endothelzellen und mesenchymale Zellen typischer Marker. Bevorzugterweise ist gemäß einer Ausführungsform der vorliegenden Erfindung die Zellzubereitung zu mindestens 90%, noch bevorzugter zu mindestens 98% CD105-positiv.
Weiterhin kann sich gemäß einer Ausführungsform der vorliegenden Erfindung die Zellzubereitung dadurch auszeichnen, dass eine Mehrheit der von ihr umfassten Zellen CD117-negativ ist. Dies bedeutet, dass von den in dieser Population umfassten Zellen mindestens 50% durch einen üblichen Farbmarker, z.B. den in den Beispielen angegebenen Farbmarker, im FACS nicht mehr als typischerweise dem Fachmann als CD117-negativ bekannte Zellen (negative Kontrolle) gefärbt werden. CD1 17 (c-kit) ist ein Stammzellmarker. Bevorzugterweise ist gemäß einer Ausführungsform der vorliegenden Erfindung die Zellzubereitung zu mindestens 60%, noch bevorzugter zu mindestens 70% CD1 17-negativ.
Ebenfalls kann sich gemäß einer Ausführungsform der vorliegenden Erfindung die Zellzubereitung dadurch auszeichnen, dass eine Mehrheit der von ihr umfassten Zellen CD166-positiv ist. Dies bedeutet, dass von den in dieser Population umfassten Zellen mindestens 50% durch einen üblichen Farbmarker, z.B. den in den Beispielen angegebenen Farbmarker, im FACS gefärbt werden. CD166 ist das Acronym für „activated leukocyte cell adhesion molecule (ALCAM)", ein für mesenchymale Stammzellen aus dem Knochenmark typischer Marker. Bevorzugter Weise ist gemäß einer Ausführungsform der vorliegenden Erfindung die Zellzubereitung zu mindestens 60%, noch bevorzugter zu mindestens 70% CD166-positiv.
Weiterhin kann sich gemäß einer Ausführungsform der vorliegenden Erfindung die Zellzubereitung dadurch auszeichnen, dass eine Mehrheit der von ihr umfassten Zellen CD34-negativ und CD45-negativ ist. Dies bedeutet, dass von den in dieser Population umfassten Zellen mindestens 50% durch einen üblichen Farbmarker, z.B. den in den Beispielen angegebenen Farbmarker, im FACS nicht mehr als typischerweise dem Fachmann als CD34-negativ bzw. CD45-negativ bekannte Zellen (negative Kontrolle) gefärbt werden. CD34 und CD45 sind Stammzellmarker. Bevorzugterweise ist die Zellzubereitung zu mindestens 60%, noch bevorzugter zu mindestens 70% CD34- und CD45-negativ.
Weiterhin kann sich gemäß einer Ausführungsform der vorliegenden Erfindung die Zellzubereitung dadurch auszeichnen, dass eine Mehrheit der von ihr umfassten Zellen nach einer myogenen Induktion (siehe Beispiele) Desmin-positiv ist, und/oder positiv für Antikörper gegen das Myosin des glatten Herzmuskels ist. Bevorzugt ist die Zellzubereitung zu mindestens 60%, noch bevorzugter zu mindestens 70% Desmin- positiv und/oder Myosin-positiv.
Neben der genannten Charakterisierung als CD90-negativ können gemäß einer Ausführungsform der vorliegenden Erfindung die Zellzubereitungen alle genannten Charakteristika hinsichtlich des Anteils von CD105-positiven, CD1 17-negativen, CD166-positiven, CD34/45-negativen, Zellen aufweisen. Hierbei kann sich die Aussage der „Positivität" oder „Negativität" auf zwei verschiedene Populationen beziehen. Dies soll am Beispiel einer als „60% CD105-positiv, 90% CD90-negativ" bezeichneten Zellzubereitung erläutert werden:
- einmal kann diese Bezeichnung sich auf eine Zellzubereitung beziehen, bei welcher 60% aller Zellen CD105-positiv sind. Ebenso würde die Charakterisierung 90% CD90-negativ sich auf die Gesamtpopulation beziehen. Da sich die Definition der Positivität oder Negativität hier jeweils auf die ganze Population bezieht, soll dieses Kriterium als „globale Charakterisierung" bezeichnet werden.
- Zum anderen kann eine Zellzubereitung, bei welcher 60% der CD90-negativen Zellen CD105-positiv sind, so bezeichnete werden. Diese Charakterisierung, bei welchem ein zweites Kriterium nur auf Zellen angewendet wird, welche das erste Kriterium erfüllen, soll hier „kumulative Charakterisierung" genannt werden.
Die in Zellzubereitungen enthaltene Zellmenge, welche sicher CD90-negativ und CD105-positiv ist, unterscheidet sich möglicherweise, je nachdem ob die globale oder die kumulative Charakterisierung als Definition verwendet wird. Dieser Unterschied wird um so größer sein, je mehr Kriterien hinzukommen, besonders bei Kriterien nah der 50%.
Gemäß einer Ausführungsform der vorliegenden Erfindung soll eine Zellzubereitung sowohl durch die genannten Kriterien hinsichtlich ihrer Expression von CD90, CD105, CD1 17, CD166 und CD34/45 sowohl in globaler als auch in kumulativer Charakterisierung definiert sein, und zwar durch alle genannten Prozentzahlen, wobei die kumulative Charakterisierung bevorzugt ist.
Das Verfahren ermöglicht es erstmals, Zellzubereitungen mit einer Zellmenge von über 1010, sogar bis zu 1013"14 Zellen zur therapeutischen Anwendung am Herzen zu erhalten.
Erfindungsgemäß können die Zellen als pharmazeutische Zubereitung dem Patienten verabreicht werden. Zunächst ist hierbei bevorzugt, menschlichen Patienten autologe Zellzubereitungen zu verabreichen. Der Anwendung heterologer Zellzubereitungen stehen die bekannten immunologischen Probleme entgegen; jedoch sind durchaus Indikationen realistisch, in denen auch heterologe Zellzubereitungen z.B. der Transplantation eines Spenderherzens vorzuziehen sind. Insbesondere weisen die Zellzubereitungen den großen Vorteil auf, dass z.B. Zelloberflächenproteine, welche die Erkennung der heterologen Zellen durch das Immunsystem des Patienten ermöglichen, während des Gewinnungsverfahrens gezielt blockiert werden können, so dass die heterologe Zellzubereitung die bekannten immunologischen Nachteile eines heterologen Transplantats nicht oder signifikant vermindert aufweist.
Zur Applikation der erfindungsgemäßen Zellen steht eine Vielzahl bekannter Methoden zur Verfügung. Unter anderem beschreiben Gyöngyösi et al. (J. Kardiol 2004, 1 1 (Supp B; pp 22-24) die Injektion von Zellen durch ein intramyokardiale katheterbasierte Injektion direkt in den Herzmuskel. Da Fibroblasten Tropismus aufweisen, ist weiterhin eine systemische Applikation vorstellbar.
Definitionen
Zellen im Sinne dieser Erfindung sind Körperzellen von Säugetieren, insbesondere von Menschen. Erfindungsgemäß können Zellen und Zellzubereitungen gemäß den unabhängigen Ansprüchen zur Zubereitung eines Medikaments zur Behandlung von Krankheiten verwendet werden. Dabei ist ebenso die Zubereitung einer autologen als auch einer allogenen Zelle oder Zellzubereitung möglich. Autologe Zellen oder Zellzubereitungen sind durch Abnahme eines Biopsats aus demselben Patienten gewonnen wurden, dem sie auch zurückgegeben werden. Allogene Zellen oder Zellzubereitungen sind aus einem fremden Patienten gewonnen worden.
Zellen oder Zellzubereitungen können auch aus einem Biopsat gewonnen werden, welches einem Spenderherzen entnommen wurde. Diese Zellen können dann extrakorporal vermehrt und aufbewahrt werden, um im Falle einer medizinischen Notwendigkeit dem transplantierten Patienten gegeben zu werden.
Die Bezeichnung einer Zellpopulation als „fibroblastenartig" im Sinne der vorliegenden Erfindung bedeutet, dass die Zellen in der Mehrzahl im Mikroskop eine im Wesentlichen spindelförmige Form zeigen. Spindelförmig bedeutet, dass die erfindungsgemäßen Zellen in der Mehrzahl eine lang gestreckte Form aufweisen, beispielsweise, dass die Zellen bei Konfluenz eine Länge von 150-250 μm aufweisen. Bei geringerer Konfluenz findet man jedoch auch Zellen mit einer Größe von nur 60 μm bis hin zu über 350 μm (langgestreckte Form). Die Breite der Zellen kann von 13- 20 μm reichen, wobei auch 9 μm und über 30 μm möglich sind.
Die Zellen sind auch durch ihre charakteristische Form gekennzeichnet, wie sie in Fig. 1 b) (A-E) und Fig. 3 gezeigt ist. Weiterhin sind fibroblastenartige Zellen im Sinne der vorliegenden Erfindung dadurch gekennzeichnet, dass sie in Kultur gemäß den in den Beispielen angegebenen Zellkulturbedingungen am Boden des Zellkulturgefäßes anhaften oder adhärieren und durch Trypsinierung vom Boden des Zellkulturgefäßes zu lösen sind. Je konfluenter (dichter) die Zellkultur ist, desto einheitlicher fibroblastenartig ist die Zellform.
Die Bezeichnung einer Zelle als „negativ" im Bezug auf einen Gewebsmarker wie z.B. ein Protein der CD („düster of differentiation")-Reihe, z.B. CD90, CD 105, CD117, CD166, bedeutet, dass die Zelle durch vorschriftsmäßige Färbung mit einem markierten Antikörper gegen den bezeichnenden Marker nicht in der Weise gefärbt wird, dass die Zelle im FACS (fluoreszenzbasiertes Zellsortierungsgerät) oder Fluoreszenzmikroskop ein größenordnungsmäßig vergleichbar starkes Signal hinsichtlich der Farbmarkierung des jeweiligen Antikörpers gibt, wie eine von der Fachwelt als „positiv" im Bezug auf den jeweiligen Oberflächenmarker angesehene Zelle mit dem gleichen Antikörper und unter vergleichbaren Bedingungen der Färbung.
Gleiches gilt analog für Färbemethoden innerhalb der Zelle.
Bekannte, unmissverständliche Beispiele für positiv bzw. negativ hinsichtlich zweier wesentlicher Marker im Zusammenhang der vorliegenden Erfindung bezeichnete Zellarten sind mesenchymale Stammzellen. Diese sind positiv für CD 105 und CD 90 und negativ für CD 34 und 45.
Gemäß einer Ausführungsform der vorliegenden Erfindung wird eine primäre, einem lebenden oder vor weniger als 24h verstorbenen Organismus entnommene Gewebeprobeprobe in geeigneter Weise, wie dem Fachmann bekannt, in einer Zellkulturschale unter geeigneten Bedingungen, z.B. bei 37 Grad Celsius, 95% Luftfeuchtigkeit und 5% CO2, in einem Nährmedium in Kultur genommen. Dieser Schritt der „Inkulturnahme" beinhaltet einen partiellen Verdau der Gewebeprobeprobe durch Proteasen. Bevorzugt sind hierbei Trypsin-EDTA und Collagenase IV. Alternativ kann der Verdau auch ohne Trypsin-EDTA vorgenommen werden.
Diese Kultur wird als „Primärkultur" bezeichnet. Die Zellen werden in ihrem Wachstum in regelmäßigen Abständen beobachtet und nach Erreichen einer festgelegten Zelldichte, geerntet/isoliert. Gemäß einer Ausführungsform der vorliegenden Erfindung wachsen die Zellen aus dem Biopsat aus (Auswachskultur) und werden dann geerntet bzw. isoliert. Diese Zellen werden wiederum in Kultur gebracht und immer dann passagiert, wenn die Zellen den Boden des Zellkulturgefäßes zu 70 - 90 % bedecken (Konfluenz von 70-90%).
Das Transferieren von Zellen von einem Kulturgefäß in ein anderes, wobei meist eine Verdünnung der Zellen erfolgt, wird als Passage bezeichnet. Dieser Ausdruck ist synonym mit Subkultur und sollte nicht verwechselt werden mit der Passage in der Virologie (Toni Lindl, „Zell- und Gewebekultur" 4. Auflage, Spektrum Verlag, S. 255). Typischerweise werden dabei die Zellen vom Boden des Zellkulturgefäßes durch Anwendung von Trypsin abgelöst („Trypsinierung") und mit einer Dichte von 5000 - 6000 Zellen/ cm2 wieder ausgesät. Somit gelangen die Zellen von einer Passage in die nächste Passage.
Als „Konfluenz" wird die dichteste mögliche Anordnung von adhärenten Zellen als Monolayer in Kultur bezeichnet (siehe auch Lindl, ibid., S. 253).
Krankheiten, die mit den Zellen, Zellzubereitungen und Medikamenten der unabhängigen Ansprüche behandelt werden können, bzw. Indikationen für die Anwendung der erfinderischen Zellen und Zellzubereitungen können unter anderem Herzleiden wie die ischämische Kardiomyopathie mit guter und schlechter Ejektionsfraktion, inflammatorische Kardiomyopathie mit guter und schlechter Ejektionsfraktion, diastolische Dysfunktion, Aortenklappenfehler (Stenose, Insuffiienz), Mitralklappenfehler (Stenose, Insuffiienz), Rechtsherzinsuffizienz, Bradykarde und tachykarde Rhythmusstörungen inkl. AV-Blöcke und Vorhofflimmern, Beschichtung von Koronarstents, Diabetische Kardiopathie, Kollagenosen mit kardialer Beteiligung, Familiäre Kardiomyopathien, viral induzierte Myokarditis und Cor hypertensivum sein.
Gemäß einer Ausführungsform der vorliegenden Erfindung wird eine isolierte Säugetierzelle bereitgestellt, welche durch die folgenden Merkmale gekennzeichnet ist:
- die Zelle ist eine in Zellkultur vermehrte Zelle aus einer Primärkultur einer einem Säugetier entnommenen Gewebeprobe, - die Zelle ist eine fibroblastenartige Zelle, und
- die Zelle ist CD90-negativ.
Bevorzugt wurde die Zelle durch mindestens drei Passagen in Zellkultur vermehrt. Die Zelle kann humanen Ursprungs sein.
Gemäß einer bevorzugten Ausführungsform ist die isolierte Säugetierzelle CD105- positiv ist. Gemäß einer bevorzugten Ausführungsform ist die isolierte Säugetierzelle CD105-positiv, CD117-negativ, CD166-positiv, CD34/45-negativ, Weiterhin wird ein Verfahren zur Gewinnung einer Zellzubereitung zur Verfügung gestellt, bei welchem
a) eine einem Säugetier entnommene Gewebeprobe einem zeitlich begrenzten Verdau durch ein oder mehrere Bindegewebe verdauende Enzyme unterworfen wird,
b) die zeitlich begrenzt verdaute Gewebeprobe in einem ersten Zellkulturschritt unter zur Zellkultur von Säugetierzellen geeigneten Zellkulturbedingungen in einem Zellkulturmedium in einem Zellkulturgefäß mit einer festen Oberfläche kultiviert wird,
c) aus der Gewebeprobe ausgewachsene, an der festen Oberfläche anhaftende Zellen in einem Passageschritt durch limitierte Proteolyse abgelöst, isoliert sowie in erneut in Zellkulturmedium in verdünnt in Kultur gebracht werden,
d) der Schritt c) mindestens weitere zwei Mal wiederholt wird.
Gemäß einer bevorzugten Ausführungsform umfasst die bei dem Verfahren entnommene Gewebeprobe Herzmuskelgewebe. Noch bevorzugter umfasst die Bindegewebe verdauende Enzymaktivität die Aktivität von Trypsin-EDTA oder Collagenase IV oder eine Kombination beider Aktivitäten und die Dauer des zeitlich begrenzten Verdaus beträgt weniger als 10 Minuten bei einer Aktivität von 0,05 bis 0,25 U/500ml für Trypsin und / oder 0,2 bis 4,5 U/ml für Collagenase IV.
Gemäß einer bevorzugten Ausführungsform des Verfahrens hat der erste Zellkulturschritt eine Dauer von 7 bis 15 Tagen. Bevorzugt ist weiterhin, dass der Passageschritt bei einer Konfluenz der an der festen Oberfläche anhaftenden Zellen von 70% oder größer vorgenommen wird, und/oder dass das Zellkulturmedium des ersten Zellkulturschrittes oder des Passageschrittes oder beider Schritte kein Cardiotropin, kein Thrombin und kein Mercaptoethanol enthält.
Gemäß einer bevorzugten Ausführungsform des Verfahrens wird die in den vorstehend beschriebenen Schritten a bis d gewonnene Zellzubereitung einem Schritt der myogenen Induktion unterworfen, als Folge dessen Zellen gewonnen werden können, die positiv auf Antikörperfärbungen gegen α-Desmin und/oder Myosin reagieren können.
Gemäß einer bevorzugten Ausführungsform des Verfahrens wird die in den Schritten a bis d gewonnene Zellzubereitung einem Reinigungsschritt unterworfen, in welchem
die die Zellzubereitung umfassenden Zellen mit zur Bindung an spezifische Oberflächenmarker von Zellen befähigten Molekülen in Kontakt gebracht werden und
- diejenigen Zellen, an welche die zur Bindung an spezifische Oberflächenmarker von Zellen befähigten Moleküle gebunden haben, separiert werden.
Dabei können die zur Bindung an spezifische Oberflächenmarker von Zellen befähigten Moleküle Antikörper gegen CD90, CD105, CD1 17, CD166, CD34 und/oder CD45 sein.
Im Reinigungsschritt können zur Bindung an spezifische Oberflächenmarker von Zellen befähigten Moleküle an Magnetpartikel gebunden sein und während des Reinigungsschrittes in einem Magnetfeld zurückgehalten werden. Ebenso können die Zellen durch Fluoreszenz-aktivierte Zellsortierung (FACS) getrennt werden.
Ebenso wird eine Zellzubereitung zur Verfügung gestellt, die Zellen enthält, die, CD105-positiv, CD117-negativ, CD166-positiv, CD34/45-negativ, α-Desmin-positiv und/oder Myosin-positiv sind.
Ebenso wird eine durch den vorstehend charakterisierten Reinigungsschritt erhaltbare Zellzubereitung zur Verfügung gestellt. Bevorzugterweise sind die darin umfassten Zellen zu mehr als 90% CD90-negativ, zu mehr als 90% CD105-positiv und zu mehr als 50% CD117-negativ. Noch bevorzugter sind die darin umfassten Zellen zu mehr als 95% CD90-negativ, zu mehr als 95% CD105-positiv, zu mehr als 60% CD117-negativ und zu mehr als 50% CD166-positiv. Weiterhin können die so charakterisierten Zellen der Zellzubereitung noch zu mehr als 90% CD34-negativ und zu mehr als 90% CD45-negativ sein.
Ebenso wird eine Zellzubereitung zur Verfügung gestellt, bei der die darin umfassten Zellen zu mehr als 95% CD90-negativ sind, und der CD90-negative Anteil der Zellzubereitung zu mehr als 90% aus CD105-positiven Zellen besteht. Noch bevorzugter sind die darin umfassten Zellen zu mehr als 95% CD90-negativ, und der CD90-negative Anteil der Zellzubereitung ist zu mehr als 90% CD105-positiv und zu mehr als 50% CD117-negativ. Noch bevorzugter sind die darin umfassten Zellen zu mehr als 98% CD90-negativ, und der CD90-negative Anteil der Zellzubereitung ist zu mehr als 95% CD105-positiv, zu mehr als 60% CD117-negativ und zu mehr als 50% CD166-positiv.
Weiterhin bevorzugt ist eine Zellzubereitung bei der die darin umfassten Zellen zu mehr als 95% CD90-negativ sind, der CD90-negative Anteil der Zellpopulation zu mehr als 90% CD105-positiv ist und der gleichzeitig CD90-negative und CD105- positive Anteil der Zellzubereitung zu mehr als 60% CD1 17-negativ ist.
Vorstehend charakterisierte Zellen oder Zellzubereitungen können zur Herstellung eines Medikaments zur Behandlung von Herzleiden, bevorzugt Kardiomyopathie, verwendet werden.
Figurenbeschreibung:
Fig. 1 a) zeigt ein Biopsat in einer Zellkulturschale mit untergelegtem Zentimetermaß
b) zeigt in A - E schematisch Zellformen, welche die erfindungsgemäßen fibroblastenartigen Zellen aufweisen können. F und G zeigen Zellformen, die sich von den erfindungsgemäßen fibroblastenartigen Zellen unterscheiden.
Fig. 2 zeigt Morphologie und FACS-Analyse der erfindungsgemäßen Zellen bzw. Zellzubereitungen. A und B: In Kultur auswachsende adhärente Zellen aus (A: Kultur nach 5 Tagen), (B: Kultur nach 15 Tagen). C: Zellkultur der geernteten Zellen in Passage 4 nach 5 Tagen in Kultur. D-I: Histogramme von FACS-Analysen, und zwar: D Vorwärts- gegen Seitwärtsstreulicht, E und F FACS-Analyse für CD90, CD117 (G), CD105 (H) und CD73 (I).
Fig. 3 zeigt photographische Aufnahmen der erfindungsgemäßen fibroblastenartigen Zellen im Mikroskop, und zwar Zellen der Charge 21- 1 E4 P1 day6 (oben); 16-1 E2 P3 (Mitte); 17-2 E2 P1 Tag6 (Links unten) und 16-1 E3 P1 konfluent (rechts unten).
Fig. 4 zeigt photographische Aufnahmen von Vergleichsbeispielen, welche nicht die Form der erfindungsgemäßen fibroblastenartigen Zellen im Mikroskop aufweisen, und zwar Zellen der Charge 16-4E2 Primär Tag 6 (oben) und 16-1 E3 P3 (Mitte).
Fig. 5 und 6 zeigen Beispiele der Wachstumskinetik von Beispielkulturen.
Fig. 7 zeigt fluoreszensmikroskopische Aufnahmen von Zellen, welche positiv für die Antikörper gegen α-Sarcomeric-Aktin (obere Reihe A - B;, A2172, monoclonaler Anti-Actin (α-Sarcomeric) Antikörper) (Sigma Aldrich) Sekundärantikörper: Ziege α Maus Cy3 (Dianoval 15-165-003)) sowie gegen den Herzisotyp des Myosins (untere Reihe, gleicher Sekundärantikörper) sind.
Fig. 8 zeigt fluoreszensmikroskopische Aufnahmen von Zellen nach einer myogenen Induktion mit 5-Azacytidin, welche positiv für die Antikörper gegen α-Desmin (oben, Monoclonal Maus-anti-menschliches Desmin, Dako) und α-smooth muscle Myosin (unten, Monoclonal Maus-anti menschliches Myosin schwere Kette (smooth muscle), Dako) sind.
Fig. 9 zeigt eine OiI Red O Färbung humaner Zellen zum Nachweis der adipogenen Differenzierung oder ihres Ausbleibens. A: cardiale Progenitorzellen Tag 15; B: induzierte cardiale Progenitorzellen Tag 15; C: humane MSC, Tag 15; D: induzierte humane MSC, Tag 15.
Fig. 10 zeigt die chondrogene Nachweisfärbung oder deren Ausbleiben beispielhaft an einem Patienten zum Induktionsende (Tag 28); A zeigt die Alcianblaufärbung C die Kollagen Typ Il und E die Kollagen Typl Färbung am nicht chondorgen induzierten Zellpellet (Kontrolle). B zeigt die Alcianblau , D die Kollagen Typ Il und F die Kollagen Typ I Färbung am chondrogen induzierten Zellpellet.
Fig. 1 1 zeigt den histologischen Nachweis der Bildung oder des Ausbleibens von Knochenmatrix mittels Kossa-Färbung. A-C zeigen nicht induzierte Kontrollkulturen der Patienten 1-3 an Tag 28, D zeigt eine nicht induzierte humane MSC Kontrollkultur an Tag 28, E-G zeigen osteogen induzierte Kulturen der Patienten 1-3 an Tag 28, H zeigt eine deutlich erkennbare Knochenmatrix in einer osteogen induzierten hMSC-Kultur am Tag 28.
Fig. 12 Fig 12 zeigt die Auswertung eines Experiments zur gemischten Lymphozytenreaktion bei 5 Patienten (n=5).
Fig: 13 zeigt die Ergebnisse der FACS-Sortierung: oben vlnr: unsortiert, CD90- positive Zellen; CD90-negative Zellen.
Beispiele
Beispiel 1 : Kulturbedingungen und Passage
Aufarbeitung der Biopsate:
Aus einem aus Herzmuskel gewonnenen Biopsat wurden bis zu 5 mm3, bevorzugt 1-2 mm3 große Stücke mit einem sterilen Skalpell geschnitten und mit PBS (Phosphatgepufferte isotone Kochsalzlösung) (kalzium- und magnesiumfrei) gewaschen. Die so gewonnenen Gewebeproben wurden 3 x 5 min bei 37 0C mit Trypsin/EDTA (1 :500 verdünnt, Aktivität der unverdünnten Lösung 0,125-0,15 u/ml; Biochrom AG, Berlin) und 0,45 U/ml Collagenase IV (Sigma Aldrich) in PBS verdaut. Nach jeweils 5 min wurden die Biopsate in neues Trypsin-Collagenasegemisch überführt. Der Überstand wurde verworfen und das angedaute Gewebe mit IMDM (Iscove's Modified Dulbecco's Medium komplettiert mit 10 % FBS, 100 U/ml Penicillin, 100 μg/ml Streptomycin, 2 mmol/L L- Glutamin) gewaschen, anschließend wurden die Explantate in einem Zellkulturgefäß mit 9,6 cm2 Wachstumsoberfläche in komplettiertem IMDM kultiviert. Die Explantate müssen am Boden des Kulturgefäßes fixiert werden („festdrücken"). Je nach Explantat (patientenabhängig) wachsen nach 7-15 Tagen fibroblastenartige, adhärente Zellen aus.
Ernte der ausgewachsenen Zellen:
Die Explantate/ Zellen wurden mit PBS vorsichtig gewaschen (Explantate dürfen sich nicht ablösen), und anschließend mit 1 ml Trypsin/EDTA (0,05%/0,02%) pro Explanat 3-5 min inkubiert (Kulturplattengröße 9,6cm2 , siehe oben) und anschließend die Verdaureaktion mit IDH-Medium (IMDM, DMEM, Harn F-12 Mix komplettiert mit 2% B27, 10 ng/ml epidermal growth factor, 20 ng/ml basic fibroblast growth factor, 3,3 % FKS, 100 U/ml Penicillin, 100 ug/ml Streptomycin, 2 mmol/L L- Glutamin) gestoppt. Anschließend wird das Medium mit den abgelösten Zellen 5 min bei 353 g zentrifugiert, der Überstand wird verworfen und die Zellen in IDH-Medium resuspendiert und in einem Gesamtvolumen von 3 ml Medium (IDH) in einem 9,6cm2 Kulturgefäß in Kultur genommen (Bedingungen: 5 % CO2, 37°C 95% Luftfeuchtigkeit).
Alternativ kann ein Medium mit 5% Humanserum statt 3,3 %FKS und ohne Beigabe von B27 verwendet werden. Alternativ kann auch das kommerziell erhältliche Medium Opti pro™ (Gibco, 12309) komplettiert mit der entsprechenden Menge Serum, Penicillin/Streptomycin, 200 mM L-Alanyl-Lglutamine (Biochrom, K0302, 20 ml/L), EGF und FGF verwendet werden.
Bei einer Konfluenz von 70-90% werden die Zellen passagiert. Hierzu wird das Medium entfernt, der Zellrasen einmal mit PBS abgespült und die Zellen abtrypsiniert. Es werden dann 5.000-6.000 Zellen pro cm2 Zellkulturgefäßoberfläche ausgesät. Die erfindungsgemäßen Zellen bzw. Zellzubereitungen wurden bis zu 4 Mal vom selben Explantat im Abstand von 6-10 Tagen (vom Biopsat abhängig) isoliert.
Beispiel 2: Färbung
Die trypsinierten Zellen wurden mit PBS/0,5% BSA gewaschen. Anschließend werden 250.000 Zellen in 0,1 ml PBS/0,5%BSA und dem entsprechenden Antikörper (AK) 15 min auf Eis inkubiert. Es wurden Fluoresceinisothiocyanat (FITC) markierte, R- Phycoerythrin (PE) markierte und Allophycocyanin (APC) markierte Maus anti-Mensch AK verwendet (siehe Tab. X). Die Zellen wurden nach der Färbung mit PBS/0,5%BSA gewaschen. Apoptotische Zellen wurden mit Propidiumiodid (PI, Sigma, Taufkirchen, Deutschland) markiert, um sie aus der Auswertung auszuschließen. Die Analyse erfolgte am FACSCalibur (Becton Dickinson, Heidelberg, Deutschland) und die Auswertung mit Hilfe der CelIQuest Software (Becton Dickinson).
Tabelle 1 : Informationen zu den benutzten Antikörpern
Antikörper Verdünnung Hersteller Bestell Nr.
_
RTC α human CD9Ö Pharmingen """555595"""
FITC α human CD105 1 :20 Acris SM1 177F
APC α HumanCD1 17 1 :20 Invitrogen CD1 1705
PE α humanCD166 1 :20 Pharmingen 559263
FITC α humanCD45 1 :100 Pharmingen 555482
PE α humanCD34 1 :50 Pharmingen 555822
PE α humanCD73 1 :20 Pharmingen 550257
Fig. 2 zeigt in den Panelen A und B in Kultur wachsende adhärente Zellen aus den Biopsaten aus (A: Kultur nach 5 Tagen), die sich strecken und nach einigen Tagen eine fibroblastenartige Form annehmen (B: Kultur nach 15 Tagen). C zeigt eine Zellkultur der geernteten Zellen in Passage 4 nach 5 Tagen in Kultur. D-I zeigen in der FACS-Analyse, dass die Zellen zum größten Teil negativ sind für CD90 (E und F) und CD117 (G) und positiv für CD105 (H) und größtenteils auch positiv für CD73 (I). Die Linie zeigt das Histogramm der negativen (ungefärbten) Zellpopulation, flächig dargestellt ist das Histogramm der gefärbten Zellen.
Die folgende Tabelle 2 zeigt beispielhaft die bei einer Messung verwendeten Parameter am Gerät „FACSCalibur" der Firma Becton-Dickinson:
Tabelle 2: Messparameter der Kanäle des FACS-Gerätes
Figure imgf000018_0001
Figure imgf000019_0001
Tabelle 3: Kompensationen der Kanäle des FACS-Gerätes
Kompensation
FL1 - 2,5 % FL2
FL2 - 1 ,0 % FL1
FL2 - 2,0% FL3
FL3 - 14,6% FL2
FL3 - 0,8% FL4
FL4 - 1 ,0% FL3
Grenzwert (treshhold) primärer Parameter: Fluoreszenzkanal 1 , Wert: 35
Beispiel 3: Kultur mit 5-Azacytidin (Myogene Induktion, Myogenese)
Nach einer Stimulation mit 5-Azacytidin (24 h - 20 μl/ml, 10μM) und einer 4wöchigen
Kultivierung sind die Zellen positiv für α-Desmin-Antikörper und α-smooth muscle myosin-Antikörper (siehe Fig. 8).
(nach: Xu W, Zhang Z, Mesenchymal stem cells from adult human bone marrow differentiate into a cardiomyocyte phenotype in vitro, Exp Biol Med (Maywood). 2004
Jul;229(7):623-31 )
Differenzierung in Fett/Knochen/Knorpel („Multilineage")
Werden die Zellen mit den nach Pittenger et al. (Pittenger et al., Multilineage potential of adult human mesenchymal stem cells. Science. 1999 Apr 2;284(5411 ):143-7) für die hier beschriebenen Zellen modifizierten Protokollen induziert, differenzieren sie nicht in Richtung Fett, Knochen und Knorpel. Die Protokolle von Pittenger et al. wurden dazu an die in Beispiel 1 verwendeten Medien adaptiert. Beispiel 4:. Isolierung einer Zellpopulation per FACS Sortierung
Die Zellen werden analog für Beispiel 2 gefärbt, wobei: 10 - 15 Mio Zellen mit αhumanCD90 FITC (BD) in einer 1 :100 Verdünnung markiert werden. Die Zellen werden mit 10 ml PBS/BSA gewaschen und in 1 ml PBS/BSA Arbeitsvolumen aufgenommen.
Die so gefärbten Zellen werden nach den bekannten Methoden sortiert, z.B. durch FACS-Sortierung. Das Ergebnis der Sortierung ist in Fig. 13 gezeigt. Die Prozentzahl gibt die Zahl der CD90 positiven Zellen an. Vor der Sortierung sind 22 % der Zellen CD90 positiv, in der auf CD90 sortierten Population waren dann 49% der Zellen CD90 positiv. Die auf CD90 negativ sortierte Population war zu 96,5% negativ.
Beispiel 5:. gemischte Lymphozytenreaktion (MLR, Mixed Lymphocyte Reaction)
Durch die MLR lassen sich alloreaktive T-Zellen im Experiment nachweisen. Diese sind ein Indiz dafür, dass es zu einer Abstoßung fremden Gewebes/fremder Zellen kommt. Bei der MLR werden Lymphocyten eines Individuums (Spender A) mit Lymphocyten eines anderen Individuums (Spender B) gemischt. Wenn die T-Zellen des einen Individuums die MHC-Moleküle des anderen Individuums als fremd erkennen, proliferieren dessen T-Zellen. Die Proliferation der Zellen des Spenders A wird durch eine Behandlung der Zellen mit Mytomycin C (m), einem Cytostatikum, verhinert. Die CAP-Zellen besitzen immunmodulatorische Eigenschaften. Wie die MLR zeigt, verhindern sie die Proliferation der T-Zellen bereits ab einem Einsatz von 5 x 104 Zellen, wirken also immunsuppressiv. Somit verhalten sich diese Zellen ähnlich wie mesenchymale Stammzellen im Hinblick auf die MLR. Dies ist ein wichtiges Indiz für die Möglichkeit einer allogene Anwendung der Zellen.
Verschiedene Konzentrationen von Herzzellen (HZ) wurden mit mit Mitomycin behandelten Zellen des Spenders A (Am) gemischt. Bei einer Konzentration von 5 x 104 und 1 x 105 Herzzellen wurde die Proliferation und somit eine Immunreaktion der Zellen des Spenders B unterdrückt. Als Referenz dient die Immunreaktion der Zellen des Spenders A (Mitomycin behandelt, Am) mit den Zellen des Spenders B (siehe Fig. 12). Tabelle 4: Antikörper für die FACS Analyse vor MLR
Figure imgf000021_0001
* ** * *

Claims

Ansprüche
1. Isolierte Säugetierzelle, gekennzeichnet durch die folgenden Merkmale:
- die Zelle ist eine in Zellkultur vermehrte Zelle aus einer Primärkultur einer einem Säugetier entnommenen Gewebeprobe,
- die Zelle ist eine fibroblastenartige Zelle,
- die Zelle ist CD90-negativ und
- die Zelle ist CD105-positiv.
2. Isolierte Säugetierzelle gemäß Anspruch 1 , dadurch gekennzeichnet, dass die Zelle durch mindestens drei Passagen in Zellkultur vermehrt wurde.
3. Isolierte Säugetierzelle gemäß Anspruch 1 oder 2, dadurch gekennzeichnet, dass die Zelle eine Zelle humanen Ursprungs ist.
4. Isolierte Säugetierzelle gemäß einem der vorstehenden Ansprüche, dadurch gekennzeichnet, dass die Zelle CD117-negativ ist.
5. Isolierte Säugetierzelle gemäß einem der vorstehenden Ansprüche, dadurch gekennzeichnet, dass die Zelle CD166-positiv ist.
6. Isolierte Säugetierzelle gemäß einem der vorstehenden Ansprüche, dadurch gekennzeichnet, dass die Zelle CD34-negativ und / oder CD45-negativ ist.
7. Isolierte Säugetierzelle gemäß einem der vorstehenden Ansprüche, dadurch gekennzeichnet, dass die Zelle Desmin-positiv und/oder Myosin-positiv ist.
8. Isolierte Säugetierzelle gemäß einem der vorstehenden Ansprüche, dadurch gekennzeichnet, dass die einem Säugetier entnommene Gewebeprobe aus Herzgewebe entnommen wurde.
9. Verfahren zur Gewinnung einer Zellzubereitung, dadurch gekennzeichnet, dass
a) eine einem Säugetier aus Herzmuskelgewebe entnommene Gewebeprobe einem zeitlich begrenzten Verdau durch ein oder mehrere Bindegewebe verdauende Enzyme unterworfen wird,
b) die zeitlich begrenzt verdaute Gewebeprobe in einem ersten Zellkulturschritt unter zur Kultur von Säugetierzellen geeigneten Bedingungen in einem Zellkulturmedium in einem Zellkulturgefäß mit einer festen Oberfläche kultiviert wird,
c) aus der Gewebeprobe ausgewachsene, an der festen Oberfläche anhaftende Zellen in einem Passageschritt durch limitierte Proteolyse abgelöst, isoliert sowie erneut in Zellkulturmedium verdünnt in Kultur gebracht werden,
d) der Schritt c) mindestens weitere zwei Mal wiederholt wird.
10. Verfahren gemäß Anspruch 9, dadurch gekennzeichnet, dass vor, während oder nach dem ersten Zellkulturschritt die Zellen mit 5-Azacytidin stimuliert werden.
1 1. Verfahren gemäß Anspruch 9 oder 10, dadurch gekennzeichnet, dass die Bindegewebe verdauende Enzymaktivität die Aktivität von Trypsin-EDTA oder Collagenase IV oder eine Kombination beider Aktivitäten umfasst und die Dauer des zeitlich begrenzten Verdaus weniger als 10 Minuten bei einer Aktivität von 0,05 bis 0,25 u/500ml für Trypsin und / oder 0,2 bis 4,5 u/ml für Collagenase IV beträgt.
12. Verfahren gemäß einem der Ansprüche 9 bis 1 1 , dadurch gekennzeichnet, dass der erste Zellkulturschritt eine Dauer von 7 bis 15 Tagen hat.
13. Verfahren gemäß einem der Ansprüche 9 bis 1 1 , dadurch gekennzeichnet, dass der Passageschritt bei einer Konfluenz der an der festen Oberfläche anhaftenden Zellen von 70% oder größer vorgenommen wird.
14. Verfahren gemäß einem der Ansprüche 9 bis 13, dadurch gekennzeichnet, dass das Zellkulturmedium des ersten Zellkulturschrittes oder des Passageschrittes oder beider Schritte kein Cardiotropin, kein Thrombin und kein Mercaptoethanol enthält.
15. Verfahren gemäß einem der Ansprüche 9 bis 14, dadurch gekennzeichnet, dass die in den Schritten a bis d gewonnene Zellzubereitung einem Reinigungsschritt unterworfen wird, in welchem
- die die Zellzubereitung umfassenden Zellen mit zur Bindung an spezifische Oberflächenmarker von Zellen befähigten Molekülen in Kontakt gebracht werden und
- diejenigen Zellen, an welche die zur Bindung an spezifische Oberflächenmarker von Zellen befähigten Moleküle gebunden haben, separiert werden.
16. Verfahren gemäß Anspruch 15, wobei die zur Bindung an spezifische Oberflächenmarker von Zellen befähigten Moleküle Antikörper gegen CD90, CD105, CD1 17, CD166, CD34, CD45 Desmin und/oder Myosin sind.
17. Verfahren gemäß Anspruch 15 oder 16, dadurch gekennzeichnet, dass die Zellen, an welche die zur Bindung an spezifische Oberflächenmarker von Zellen befähigten Moleküle gebunden haben, separiert werden durch
- Bindung an zur Bindung an spezifische Oberflächenmarker von Zellen befähigte Moleküle, welche an Magnetpartikel gebunden sind, die während des Reinigungsschrittes in einem Magnetfeld zurückgehalten werden, oder durch
- Fluoreszenz-aktivierte Zellsortierung.
18. Zellzubereitung umfassend Zellen gemäß einem der Ansprüche 1 bis 8.
19. Zellzubereitung, herstellbar durch ein Verfahren gemäß einem der Ansprüche 9 bis 17.
20. Zellzubereitung gemäß Anspruch 18 oder 19, dadurch gekennzeichnet dass die Zellzubereitung folgende Merkmale aufweist: die darin umfassten Zellen sind zu mehr als 90 % CD90-negativ, zu mehr als 90% CD105-positiv und zu mehr als 50% CD1 17-negativ.
21. Zellzubereitung gemäß einem der Ansprüche 18 bis 20, dadurch gekennzeichnet, dass die Zellzubereitung folgende Merkmale aufweist: die darin umfassten Zellen sind zu mehr als 95% CD90-negativ, zu mehr als 95% CD105-positiv, zu mehr als 60% CD1 17-negativ und zu mehr als 50% CD166-positiv.
22. Zellzubereitung gemäß einem der Ansprüche 18 bis 21 , dadurch gekennzeichnet, dass die Zellzubereitung folgende Merkmale aufweist: die darin umfassten Zellen sind zu mehr als 90% CD34-negativ und zu mehr als 90% CD45-negativ.
23. Zellzubereitung gemäß einem der Ansprüche 18 bis 22, dadurch gekennzeichnet, dass die Zellzubereitung folgende Merkmale aufweist: die darin umfassten Zellen sind zu mehr als 95% CD90-negativ, und der CD90-negative Anteil der Zellzubereitung ist zu mehr als 90% CD105-positiv.
24. Zellzubereitung gemäß einem der Ansprüche 18 bis 23, dadurch gekennzeichnet, dass die Zellzubereitung folgende Merkmale aufweist: die darin umfassten Zellen sind zu mehr als 95% CD90-negativ, und der CD90-negative Anteil der Zellzubereitung ist zu mehr als 90% CD105-positiv und zu mehr als 50% CD117- negativ.
25. Zellzubereitung gemäß einem der Ansprüche 18 bis 23, dadurch gekennzeichnet, dass die Zellzubereitung folgende Merkmale aufweist: die darin umfassten Zellen sind zu mehr als 98% CD90-negativ, und der CD90-negative Anteil der Zellzubereitung ist zu mehr als 95% CD105-positiv, zu mehr als 60% CD117- negativ und zu mehr als 50% CD166-positiv.
26. Zellzubereitung gemäß einem der Ansprüche 18 bis 25, dadurch gekennzeichnet, dass die Zellzubereitung folgende Merkmale aufweist: die darin umfassten Zellen sind zu mehr als 95% CD90-negativ, der CD90-negative Anteil der Zellpopulation ist zu mehr als 90% CD105-positiv und der gleichzeitig CD90-negative und CD105-positive Anteil der Zellzubereitung ist zu mehr als 60% CD117-negativ.
27. Verwendung von Zellen gemäß Anspruch 1 bis 8, oder einer Zellzubereitung gemäß Anspruch 18 bis 26, zur Herstellung eines Medikaments zur Behandlung von Herzleiden.
28. Verwendung gemäß Anspruch 27, wobei das Herzleiden Kardiomyopathie ist.
PCT/EP2008/052027 2007-02-20 2008-02-20 Zellen zur therapie des herzens Ceased WO2008101936A1 (de)

Priority Applications (4)

Application Number Priority Date Filing Date Title
EP08709114A EP2129774B1 (de) 2007-02-20 2008-02-20 Zellen zur therapie des herzens
US12/544,760 US20100040587A1 (en) 2007-02-20 2009-02-20 Cells for therapy of the heart, method of obtaining a cell preparation, and cell preparation
US14/642,816 US20150175970A1 (en) 2007-02-20 2015-03-10 Cells for therapy of the heart, method of obtaining a cell preparation, and cell preparation
US16/147,775 US20190100727A1 (en) 2007-02-20 2018-09-30 Cells for Therapy of the Heart

Applications Claiming Priority (2)

Application Number Priority Date Filing Date Title
DE102007008650A DE102007008650B4 (de) 2007-02-20 2007-02-20 Zellen zur Therapie des Herzens
DE102007008650.6 2007-02-20

Related Child Applications (1)

Application Number Title Priority Date Filing Date
US12/544,760 Continuation US20100040587A1 (en) 2007-02-20 2009-02-20 Cells for therapy of the heart, method of obtaining a cell preparation, and cell preparation

Publications (1)

Publication Number Publication Date
WO2008101936A1 true WO2008101936A1 (de) 2008-08-28

Family

ID=39512500

Family Applications (1)

Application Number Title Priority Date Filing Date
PCT/EP2008/052027 Ceased WO2008101936A1 (de) 2007-02-20 2008-02-20 Zellen zur therapie des herzens

Country Status (4)

Country Link
US (2) US20100040587A1 (de)
EP (1) EP2129774B1 (de)
DE (1) DE102007008650B4 (de)
WO (1) WO2008101936A1 (de)

Families Citing this family (15)

* Cited by examiner, † Cited by third party
Publication number Priority date Publication date Assignee Title
ITRM20030376A1 (it) 2003-07-31 2005-02-01 Univ Roma Procedimento per l'isolamento e l'espansione di cellule staminali cardiache da biopsia.
US11660317B2 (en) 2004-11-08 2023-05-30 The Johns Hopkins University Compositions comprising cardiosphere-derived cells for use in cell therapy
US9249392B2 (en) 2010-04-30 2016-02-02 Cedars-Sinai Medical Center Methods and compositions for maintaining genomic stability in cultured stem cells
US9845457B2 (en) 2010-04-30 2017-12-19 Cedars-Sinai Medical Center Maintenance of genomic stability in cultured stem cells
WO2013184527A1 (en) 2012-06-05 2013-12-12 Capricor, Inc. Optimized methods for generation of cardiac stem cells from cardiac tissue and their use in cardiac therapy
AU2013302799B2 (en) 2012-08-13 2018-03-01 Cedars-Sinai Medical Center Exosomes and micro-ribonucleic acids for tissue regeneration
WO2014066545A1 (en) * 2012-10-26 2014-05-01 Cedars-Sinai Medical Center Therapeutic cells depleted of specific subpopulations of cells for use in tissue repair of regeneration
CA2962444C (en) 2014-10-03 2023-09-05 Cedars-Sinai Medical Center Cardiosphere-derived cells and exosomes secreted by such cells in the treatment of muscular dystrophy
EP3402543B1 (de) 2016-01-11 2021-09-08 Cedars-Sinai Medical Center Aus kardiosphäre stammende zellen und durch solche zellen sekretierte exosomen in der behandlung von herzversagen mit konservierter auswurffraktion
WO2017210652A1 (en) 2016-06-03 2017-12-07 Cedars-Sinai Medical Center Cdc-derived exosomes for treatment of ventricular tachyarrythmias
US11541078B2 (en) 2016-09-20 2023-01-03 Cedars-Sinai Medical Center Cardiosphere-derived cells and their extracellular vesicles to retard or reverse aging and age-related disorders
EP4699658A2 (de) 2017-04-19 2026-02-25 Cedars-Sinai Medical Center Verfahren und zusammensetzungen zur behandlung von skelettmuskeldystrophie
US11660355B2 (en) 2017-12-20 2023-05-30 Cedars-Sinai Medical Center Engineered extracellular vesicles for enhanced tissue delivery
US12146137B2 (en) 2018-02-05 2024-11-19 Cedars-Sinai Medical Center Methods for therapeutic use of exosomes and Y-RNAS
CN121555430A (zh) 2018-05-11 2026-02-24 比姆医疗股份有限公司 使用可编程碱基编辑器系统取代病原性氨基酸的方法

Citations (2)

* Cited by examiner, † Cited by third party
Publication number Priority date Publication date Assignee Title
WO1999049015A2 (en) 1998-03-23 1999-09-30 Zymogenetics, Inc. Cardiac-derived stem cells
WO2005012510A1 (en) 2003-07-31 2005-02-10 Università Degli Studi Di Roma 'la Sapienza ' Method for the isolation and expansion of cardiac stem cells from biopsy

Patent Citations (2)

* Cited by examiner, † Cited by third party
Publication number Priority date Publication date Assignee Title
WO1999049015A2 (en) 1998-03-23 1999-09-30 Zymogenetics, Inc. Cardiac-derived stem cells
WO2005012510A1 (en) 2003-07-31 2005-02-10 Università Degli Studi Di Roma 'la Sapienza ' Method for the isolation and expansion of cardiac stem cells from biopsy

Non-Patent Citations (15)

* Cited by examiner, † Cited by third party
Title
BARILE LUCIO ET AL: "Endogenous cardiac stem cells", PROGRESS IN CARDIOVASCULAR DISEASES, vol. 50, no. 1, July 2007 (2007-07-01), pages 31 - 48, XP002487311, ISSN: 0033-0620 *
BELTRAMI ANTONIO P ET AL: "Adult cardiac stem cells are multipotent and support myocardial regeneration", CELL, CELL PRESS, CAMBRIDGE, NA, US, vol. 114, no. 6, 19 September 2003 (2003-09-19), pages 763 - 776, XP002304004, ISSN: 0092-8674 *
BELTRAMI ET AL., CELL, vol. 114, 2003, pages 763 - 776
BOYLE ANDREW J ET AL: "Is stem cell therapy ready for patients? Stem Cell Therapy for Cardiac Repair. Ready for the Next Step .", CIRCULATION 25 JUL 2006, vol. 114, no. 4, 25 July 2006 (2006-07-25), pages 339 - 352, XP002487309, ISSN: 1524-4539 *
GOUMANS ET AL.: "Circulation", vol. 112, 2005, AMERICAN HEART ASSOCIATION, pages: U106
GOUMANS M-J ET AL: "Human cardiac progenitor cells are able to differentiate into cardiomyocytesin vitro", CIRCULATION, AMERICAN HEART ASSOCIATION, DALLAS, TX, vol. 112, no. 17, SUPPL. S, 16 November 2005 (2005-11-16), pages U106, XP008090751, ISSN: 0009-7322 *
HAAG M ET AL: "Isolation and characterization of cardiac-derived progenitor cells from human heart biopsies", TISSUE ENGINEERING, vol. 13, no. 7, July 2007 (2007-07-01), & CONFERENCE OF THE TISSUE-ENGINEERING-AND-REGENERATIVE-MEDICINE-INTERN ATIONAL-SOCIETY (TERMIS-EU); LONDON, UK; SEPTEMBER 04 -07, 2007, pages 1720, XP002487310, ISSN: 1076-3279 *
MESSINA ET AL., CIRCULATION RESEARCH, 29 October 2004 (2004-10-29), pages 911 - 924
MOSCOSO ET AL., TRANSPLANTATION PROCEEDINGS, vol. 37, 2005, pages 481 - 482
OH ET AL., PROC. NAT. ACAD. SCI. USA, vol. 100, 2003, pages 12313 - 12318
OH H ET AL: "Cardiac progenitor cells from adult myocardium: homing, differentiatin, and fusion after infarction", PROCEEDINGS OF THE NATIONAL ACADEMY OF SCIENCES OF USA, NATIONAL ACADEMY OF SCIENCE, WASHINGTON, DC, vol. 100, no. 21, 14 October 2003 (2003-10-14), pages 12313 - 12318, XP002984517, ISSN: 0027-8424 *
PITTENGER ET AL., SCIENCE, vol. 284, pages 143 - 147
VAN VLIET ET AL., FUTURE DRUGS, vol. 5, 2007, pages 33 - 43
VAN VLIET PATRICK ET AL: "Isolation and expansion of resident cardiac progenitor cells", EXPERT REVIEW OF CARDIOVASCULAR THERAPY, FUTURE DRUGS, LONDON, GB, vol. 5, no. 1, 1 January 2007 (2007-01-01), pages 33 - 43, XP008090693, ISSN: 1477-9072 *
WANG ET AL., INTERNATIONAL JOURNAL OF CARDIOLOGY, vol. 109, 2006, pages 74 - 81

Also Published As

Publication number Publication date
DE102007008650A1 (de) 2008-08-21
EP2129774B1 (de) 2012-06-13
DE102007008650B4 (de) 2012-06-06
US20100040587A1 (en) 2010-02-18
US20150175970A1 (en) 2015-06-25
EP2129774A1 (de) 2009-12-09

Similar Documents

Publication Publication Date Title
EP2129774B1 (de) Zellen zur therapie des herzens
Wang et al. Functional engineered human cardiac patches prepared from nature's platform improve heart function after acute myocardial infarction
EP2374871B1 (de) Pluripotente stammzellen, verfahren zu ihrer herstellung und verwendung
EP2446892B1 (de) Isolierte adulte pluripotente Stammzellen
DE60314602T2 (de) Verfahren zur isolierung und kulturexpansion mesenchymaler stamm-/vorläuferzellen aus nabelschnurblut sowie verfahren zur differenzierung von aus nabelschnurblut stammenden mesenchymalen stamm-/vorläuferzellen in unterschiedliche mesenchymgewebe
DE69831957T3 (de) Herzmuskelregenerierung unter verwendung mesenchymaler stammzellen
EP2994173B1 (de) Wundheilung und gewebeaufbau
EP1747264A2 (de) Multizelluläre gewebe- und organkultursysteme
DE112005003001T5 (de) Aus humanem Fettgewebe abgeleitete multipotente Stammzellen und diese enthaltende Zelltherapeutika
DE10336152B4 (de) Aufreinigungsverfahren für humane mesenchymale Stammzellen
HUE026480T2 (en) Stromal stem cells
DE69919531T2 (de) Aus normalem menschlichem hautgewebe immortalizierte zellinien
EP1989293B1 (de) Prävaskularisierte gewebetransplantatkonstrukte zur rekonstruktion eines menschlichen oder tierischen organs
EP1976979B1 (de) Verfahren zur herstellung autonom kontrahierender herzmuskelzellen aus adulten stammzellen, insbesondere humanen adulten stammzellen
DE102006043625A1 (de) Verfahren zur Isolierung und/oder Identifizierung von mesenchymalen Stammzellen (MSC)
EP1642965B1 (de) Verwendung von differenzierten Fibroblasten oder einer primären Fibroblastkultur zur Transdifferenzierung in Fett-, Knochen- und Knorpelzellen
DE102007034679A1 (de) Materialzusammensetzungen, welche aus exokrinem Drüsengewebe erhaltene adulte Stammzellen enthalten, insbesondere zur Verwendung in der Regenerationsmedizin, z.B. zur Wiederherstellung von verletztem oder geschädigtem Myokardgewebe
DE102009041885B4 (de) Separation von Mesenchymalen Stammzellen
WO2011029584A1 (de) Spontan kontrahierende fischzellaggregate, deren verwendung und verfahren zu deren erzeugung
WO2023055244A1 (en) A dressing for treating hard-to-heal wounds and a process for the manufacture thereof
RU2542964C1 (ru) Способ получения прогениторных клеток миокарда
Medina et al. Efficient differentiation into skin cells of bone marrow cells recovered in a pellet after density gradient fractionation
DE102004025080B4 (de) Multizelluläre Testsysteme
HK1222586B (en) Wound healing and tissue engineering

Legal Events

Date Code Title Description
121 Ep: the epo has been informed by wipo that ep was designated in this application

Ref document number: 08709114

Country of ref document: EP

Kind code of ref document: A1

NENP Non-entry into the national phase

Ref country code: DE

WWE Wipo information: entry into national phase

Ref document number: 2008709114

Country of ref document: EP