WO2015107888A1 - 幹細胞における腫瘍化原因細胞の新たな標識法と治療法 - Google Patents

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    • C12N2830/008—Vector systems having a special element relevant for transcription cell type or tissue specific enhancer/promoter combination

Definitions

  • the present invention relates to a method for searching for a promoter for use in labeling and removing tumorigenic cells remaining after differentiation of stem cells.
  • the present invention also relates to a method for labeling and removing tumorigenic cells remaining after differentiation of stem cells, and a viral vector for use in the method.
  • Human embryonic stem cells (ES cells) and human induced pluripotent stem cells (iPS cells) are (1) human cells used for drug toxicity testing in drug development, and (2) elucidation of development and pathology in vitro. It is expected as a basic tool for medical / pharmaceutical creation such as disease model cells used for this purpose, and (3) cells for transplantation of regenerative medicine. Regarding the most promising regenerative medicine, clinical trials in human patients using human ES cells have already been started for some diseases in the United States. In Japan, clinical studies using human iPS cells for eye diseases have been started.
  • Non-patent Document 1 The biggest problem at present in clinical application of human ES / iPS cells is a mixture of undifferentiated cells remaining after differentiation into target cells. It has been reported that residual undifferentiated cells form teratomas after transplantation of cells subjected to differentiation induction treatment (Non-patent Document 1). Teratomas are benign tumors but can have a variety of side effects, such as fatal arrhythmias, such as when the heart is transplanted with cells other than cardiomyocytes .
  • Non-patent Document 2 discloses a high incidence of not only teratomas but also malignant tumors.
  • c-Myc which is also known as a proto-oncogene, activates cells, and retroviruses in the establishment of iPS cells.
  • Non-patent Documents 3 and 4 the method of establishing iPS cells with 3 factors excluding c-Myc (Non-patent Documents 3 and 4) and the suppression of chromosome damage by establishing iPS cells using plasmids instead of viral vectors Methods (Non-Patent Documents 5 and 6) have been reported.
  • Non-Patent Documents 5 and 6 the suppression of chromosome damage by establishing iPS cells using plasmids instead of viral vectors Methods.
  • these can all be expected to have a certain effect of suppressing cell "tumorization", they do not prevent the remaining of undifferentiated cells, and for example, they cannot remove undifferentiated cells that have undergone reverse differentiation after transplantation. There was a problem.
  • Patent Document 1 As another approach, there has been reported a method of selecting and using a clone that is unlikely to become a tumor even when differentiated (Patent Document 1). However, even in this case, it did not prevent the remaining of undifferentiated cells, and it was not possible to completely suppress tumorigenesis.
  • a method for killing the remaining undifferentiated cells as a target has been studied.
  • a lentiviral vector having a herpes simplex virus thymidine kinase (HSV-tk) gene downstream of the Nanog promoter is introduced into mouse ES / iPS cells or human ES / iPS cells, and these cells are rendered ganciclovir (GCV) sensitive. It has been tried. It has been reported that tumors shrink by administration of GCV after transplanting the cells subcutaneously to immunodeficient mice to form tumors (Non-patent Documents 7 and 8).
  • HSV-tk herpes simplex virus thymidine kinase
  • Such a suicide gene therapy method using a combination of HSV-tk and GCV is a stage in which a part of the above research has been announced as a technique for removing stem cell tumorigenic cells in regenerative medicine such as the present invention. There have been no clinical applications in stem cell regenerative medicine.
  • HSV-tk / GCV has a long history of research as an application to gene therapy for cancer, and HSV-tk / GCV gene therapy (a typical method is to introduce and express HSV-tk gene).
  • a large number of clinical trials have already been conducted for cancer patients as injecting GCV directly into a patient's tumor and then injecting GCV into the patient.
  • HSV-tk When a gene derived from HSV-tk, which is not a human-derived virus, is introduced into cells, it is suggested that immunity against heterologous proteins may be induced.
  • cancer treatment removal of cancer cells into which HSV-tk gene has been introduced by immunity induction centered on cellular immunity leads to amplification of the therapeutic effect. It is done.
  • the transplanted cell may be removed by immunity induction against a heterologous protein. In this respect, it is more preferable to use a human-derived gene. Presumed to be desirable.
  • Patent Document 2 a technique has been reported in which p53 and p16 genes that act to suppress the cell growth cycle are induced by doxycycline.
  • this technique is not able to kill all tumorigenic cells because tumor suppressor genes do not kill tumor cells actively or directly in the first place.
  • the possibility that differentiated cells will start to proliferate after the release of doxycycline induction, and because the so-called doxycycline gene expression induction system has low specificity, these genes are expressed non-specifically to induce differentiation of stem cells and biological dynamics, etc.
  • SP1 Specificity Protein 1
  • a protein contained in a Kahal body a protein contained in a nuclear lamina
  • a protein contained in a paranuclear compartment a protein contained in a paranuclear compartment
  • PML Transformed cells contained in the cell population can be identified by identifying the presence or absence of expression of hTERT gene or IPAS gene mRNA (Patent Document 3) by identifying the amount of protein contained in the body in the cell nucleus, etc.
  • a method of detecting (Patent Document 4) and a method of identifying cells expressing podocalyxin-like protein (PODXL) on the surface Patent Document 5 are disclosed.
  • all of these methods require complicated operations. For example, residual undifferentiated cells in a tissue transplanted in a living body cannot be easily identified.
  • Patent Document 6 Attempts have been made to identify undifferentiated cells by their promoter activity, and a method using the Stm1 promoter sequence has been disclosed.
  • Patent Document 7 a method for selectively killing remaining undifferentiated cells using a multifactor cancer cell-specific growth control virus. While this method is very useful for solving this problem from the point of directly and aggressively killing tumorigenic cells and undifferentiated cells, and the effect of killing tumorigenic cells into which no gene has been introduced. Since the target gene has not been introduced into all stem cells in advance, if a tumorigenic cell emerges from a stem cell that has not reached the multifactor cancer cell-specific growth-control virus, the virus is transferred to this virus in vivo. It was not possible to guarantee that all immunity induction could be eliminated.
  • an object of the present invention is to provide various methods that can be used to achieve more efficient labeling and removal of remaining undifferentiated cells.
  • an object of the present invention is to provide a technique (vector) capable of efficiently introducing a foreign gene into all undifferentiated cells without inhibiting a gene that maintains the normal function of the cell.
  • Another object of the present invention is to provide a method for searching for the best promoter for reliably targeting tumorigenic cells remaining after differentiation of stem cells.
  • Another object of the present invention is to find a gene capable of efficiently killing / removing cells that cause tumorigenesis of stem cells.
  • an object of the present invention is to provide a vector capable of both simpler labeling and removal of tumorigenic cells.
  • a viral vector having an expression cassette in which a marker gene and a killing gene are linked downstream of a possible promoter portion via a sequence capable of simultaneously expressing the two genes by a single promoter was found.
  • the marker gene and the killing gene are linked via a sequence that allows the two genes to be expressed simultaneously by a single promoter. The function of can be provided.
  • this vector can be easily incorporated with any promoter by a recombination system, it is appropriately used depending on, for example, the cell to be differentiated, the timing of cell removal (before / after transplantation), and the like. It is possible to select a promoter. Moreover, it can be used for the purpose of simply analyzing whether or not the promoter has activity specific to undifferentiated cells or tumorigenic cells. Furthermore, by adopting a drug-dependent suicide gene as a killing gene in the vector of the present invention, in addition to the cell selectivity of a tumor-specific / undifferentiated cell-specific promoter, a cell killing function is exhibited if there is no induction by a drug. It can be set as the structure which does not.
  • such a vector of the present invention does not kill those cells only by introducing them into stem cells, and therefore can be introduced into all stem cells before differentiation induction treatment. It can be prevented from occurring. Therefore, double safety can be ensured by the cell selectivity of the tumor-specific / undifferentiated cell-specific promoter and the drug dependency. Further, by using a killing gene that provides a (drug-dependent) proliferating cell-specific killing mechanism as a killing gene in the vector of the present invention, cell selectivity of a tumor-specific / undifferentiated cell-specific promoter, In addition to drug dependence, it can impart proliferative cell selectivity of the killing mechanism, ensuring triple specificity and safety.
  • the present inventors have found that the problem of immunogenicity can be solved by using human-derived enzymes human-tmpk and iCaspase9 as drug-dependent suicide genes carried by the vectors of the present invention.
  • the present inventors have searched for a promoter specifically active in undifferentiated cells or tumorigenic cells, which is carried by the vector of the present invention.
  • tumors cancers
  • the survivin promoter known as a specific promoter, was unexpectedly found to be highly active in normal, undifferentiated human ES / iPS cells.
  • the present inventors have used the vector of the present invention to efficiently and comprehensively label / remove undifferentiated cells remaining after differentiation induction treatment, and the promoter is an undifferentiated cell or a cause of tumorigenesis.
  • the present inventors have found a method for simply analyzing whether or not a cell-specific activity is present.
  • the present invention relates to the following inventions.
  • a viral vector having a nucleic acid sequence in which a marker gene and a killing gene are linked via a sequence capable of simultaneously expressing the two genes by a single promoter, and a recombination cassette including a promoter region A viral vector in which the promoter region is linked so that the marker gene and the killing gene can be expressed.
  • the marker gene is a fluorescent protein.
  • the viral vector according to (5), wherein the fluorescent protein is a red or green fluorescent protein.
  • the viral vector according to (5), wherein the fluorescent protein is mKate2 or green fluorescent protein.
  • the viral vector according to any one of (1) to (7), wherein the sequence capable of simultaneously expressing the two genes by one promoter is a 2A sequence or an IRES sequence.
  • the viral vector according to any one of (1) to (8) which is a lentiviral vector.
  • a screening method for an undifferentiated cell-specific promoter comprising: Here, the rate at which the expression of the labeled gene is detected in cells identified as undifferentiated cells is high, and the rate at which the expression of the labeled gene is detected in cells identified as differentiated cells is low In the case, the method is carried out by determining that the test promoter is specific to undifferentiated cells.
  • the level of the expression product of the marker gene indicates the amount (or ratio) of undifferentiated cells.
  • (22) A) Infecting a target cell with the viral vector according to any one of (10) to (12), B) detecting an expression product of the marker gene in the cell after differentiation treatment; and C) A method for monitoring undifferentiated cells remaining or generated after differentiation treatment, comprising a step of determining that undifferentiated cells remain or have been generated when the expression product of the marker gene is detected.
  • (23) A) detecting the expression product of the marker gene in a cell into which the viral vector according to any one of (10) to (12) has been introduced and subjected to differentiation induction; and B) A method for monitoring undifferentiated cells after differentiation processing of stem cells, comprising a step of determining that undifferentiated cells remain or are generated when the expression product of the marker gene is detected.
  • a method for killing undifferentiated cells comprising the step of administering a drug capable of exerting the above.
  • An undifferentiated cell labeling agent comprising the viral vector according to any one of (10) to (12).
  • An undifferentiated cell killing agent comprising the viral vector according to any one of (10) to (12).
  • the cell according to (24), wherein the stem cell is an ES cell, iPS cell, neural stem cell, hematopoietic stem cell, mesenchymal stem cell, hepatic stem cell, pancreatic stem cell, skin stem cell, muscle stem cell, or germline stem cell.
  • stem cell means a cell having pluripotency and self-renewal ability.
  • pluripotency is synonymous with pluripotency, and means a state of a cell that can differentiate into cells of a plurality of lineages by differentiation.
  • pluripotency refers to a state that can be differentiated into all types of cells constituting a living body (totipotency), and a state that can be differentiated into all types of cells other than extraembryonic tissues (differentiation).
  • Pluripotency a state that can differentiate into cells belonging to some cell lineages (multipotency), and a state that can differentiate into one type of cell (unipotency) Including.
  • stem cells in the present specification include stem cells, ES cells, iPS cells, neural stem cells, hematopoietic stem cells, mesenchymal stem cells, hepatic stem cells, pancreatic stem cells, skin stem cells, muscle stem cells, or germline stem cells.
  • the “stem cell” in the present specification is a cell having pluripotency, more preferably an embryonic stem cell (ES cell) and an induced pluripotent stem cell (iPS cell). Whether a certain cell is a stem cell is determined by, for example, a cell that forms an embryoid body in an in vitro culture system, or a cell that differentiates into a desired cell after culturing under differentiation-inducing conditions (differentiation treatment).
  • stem cell It can be confirmed as a stem cell. Or, whether it is a stem cell is determined by using a living body, transplanting it to an immunodeficient mouse, a cell forming a teratoma, a cell forming a chimeric embryo by injection into a blastocyst, or a living tissue It can be confirmed that cells proliferating by transplantation or injection into ascites are stem cells.
  • a stem cell is a cell positive for alkaline phosphatase staining, SSEA3 staining, SSEA4 staining, TRA-1-60 staining, and / or TRA-1-81 staining; oct3 / 4, nanog, sox2, clipto Cells expressing the, dax1, eras, fgf4, esg1, rex1, zfp296, utf1, gdf3, all4, tbx3, tcf3, dnmt3l, and / or dnmt3b genes; miR-290 and / or miR-302 It can also be confirmed that the cell is a stem cell. Alternatively, whether or not a certain cell is a stem cell can be determined, for example, as a cell having a high expression level of telomerase reverse transcriptase or survivin as a stem cell.
  • differentiation refers to a phenomenon in which daughter cells having specific functional or morphological characteristics are generated by the division of pluripotent cells.
  • “differentiation treatment” and “differentiation induction treatment” are synonymous and mean treatment for inducing stem cells into differentiated cells. It has been reported that cell differentiation is induced by various methods. Pluripotent cells can be differentiated by differentiation-inducing treatment using a differentiation-inducing substance or the like according to the type of cells to be differentiated.
  • a “differentiated cell” means a daughter cell that has a specific functional or morphological characteristic resulting from differentiation. Differentiated cells are usually stable, their ability to proliferate is low, and differentiation into other types of cells occurs only exceptionally.
  • Undifferentiated cell means an undifferentiated cell, an undifferentiated cell in the middle of differentiation, or a cell that is incompletely differentiated.
  • undifferentiated cell means a cell that has not been differentiated even though it has undergone differentiation induction treatment.
  • the undifferentiated cells in the present specification do not necessarily need to have the above-mentioned stem cell properties completely, and have a high (self) proliferation ability compared to differentiated cells (for example, the proliferation rate is twice or more, (3 times or more, 5 times or more, 10 times or more) means a cell.
  • the “undifferentiated cell” is a “tumor causing cell”.
  • Whether a cell is an undifferentiated cell is determined by, for example, determining whether a cell having c-Myc activation or a cell having a high expression level of telomerase reverse transcriptase and / or survivin is a cell having tumorigenic potential. Can be determined.
  • tumor-causing cell means an undifferentiated cell that has not differentiated even though the stem cell has been subjected to differentiation treatment, and can generate a tumor cell.
  • Tumor-causing cells are not only cells that maintain the same properties as stem cells before differentiation, but also cells that have different properties from stem cells before differentiation but have not become differentiated cells, such as small numbers of cells. It also includes functional cells (cells that can be differentiated into only a few types of cells), cells that have tumor-forming ability (for example, cancer stem cells, etc.), and the like.
  • cancer stem cells for example, cancer stem cells, etc.
  • Whether or not a certain cell has tumorigenicity can be determined, for example, by c-Myc-activated cells or cells having high expression levels of telomerase reverse transcriptase and / or survivin as cells having tumorigenicity. Can be determined.
  • differentiation into undifferentiated cells particularly stem cells expressed by “undifferentiated cells remaining after differentiation treatment”, “residual undifferentiated cells”, “undifferentiated cells in cells after differentiation treatment”, etc.
  • the undifferentiated cells remaining after the induction treatment may be “tumor-causing cells”.
  • the “labeling gene” means a gene encoding a labeling substance capable of detecting or measuring a cell into which the gene has been introduced.
  • the marker gene include green fluorescent protein (GFP), EGFP (enhanced GFP) and Venus whose labeling ability is further improved by changing the amino acid sequence of GFP, red fluorescent protein (RFP) exhibiting other fluorescent wavelengths, blue Fluorescent protein (BFP), yellow fluorescent protein (YFP), red, green, blue, or yellow fluorescent proteins such as mKate2; mentions genes encoding ⁇ -glucuronidase, ⁇ -galactosidase, luciferase, dihydrofolate reductase Preferably, mKate2 or Venus.
  • labeling refers to identifying the presence or position of a target cell temporarily or for a long period of time depending on its purpose of use, and measuring the number of target cells (may be an amount or a ratio). Or, it means that the target cell can be distinguished from other cells.
  • identify means to temporarily or long-term specify the presence or position of a target cell, and “identify” means to temporarily or long-term target cell. It means to distinguish cells from other cells and tissues.
  • the label in the present specification is not particularly limited as long as the presence or position of the target cell can be specified or the target cell can be distinguished from other cells, and cells other than the target cell are completely stained. It does not require that they are not equal.
  • the undifferentiated cell can be distinguished from the differentiated cell in the cell. It only needs to be stained and does not prevent (weakly) staining of differentiated cells.
  • the “killing gene” means a gene having the ability to finally kill the introduced cell, for example, any apoptosis-inducing gene (Bax, p53, DP5, PL-3, reaper, hidden). ), A gene that induces cell death, or a gene that suppresses tumor cells. Further, a gene that promotes differentiation induction may be used instead of the “killing gene”.
  • the “killing gene” depends on a drug-dependent suicide gene, induction (light, heat, temperature, RNA, compound, radiation, ultrasound, etc.) Sex gene expression system or inducible killing gene.
  • “Drug-dependent suicide gene” is a gene encoding a protein that converts a non-toxic prodrug (drug) into a toxic substance, or a non-toxic protein that is converted into a toxic substance by adding a drug Means the gene encoding
  • “a drug capable of exerting toxicity by a drug-dependent suicide gene” means a drug that causes toxicity by interacting with the drug-dependent suicide gene.
  • the drug-dependent suicide gene of the present invention may be a gene encoding a metabolic enzyme protein (prodrug converting enzyme) that converts a non-toxic prodrug (drug) into a toxic substance.
  • a drug capable of exerting toxicity by a drug-dependent suicide gene means a non-toxic prodrug that is converted into a toxic substance by the drug-dependent suicide gene (metabolic enzyme).
  • Induction (light, heat, temperature, RNA, compound, radiation, ultrasound, etc.)-Dependent gene expression system, or inducible killing gene means light, heat, temperature, RNA, compound, radiation, ultrasound stimulation It means a gene expression system whose expression is induced, or a killed gene whose expression is induced by stimulation.
  • drug-dependent suicide gene may be read as “inducible killing gene” unless such interpretation is incompatible.
  • Combinations of drug-dependent suicide genes and prodrugs include, for example, herpes simplex virus thymidine kinase, ganciclovir or acyclovir, Varicella Zoster virus thymidine kinase, and 6 methoxypurine arabinonucleoside (Huber et al., 1999 , Proc . ... Natl Acad Sci USA 88 : 8039), E. coli and cytosine deaminase, fluorouracil (Mullen et al., 1992, Proc Natl Acad Sci USA 89: doi 33), E.
  • thymidine kinase such as HSV-tk
  • GCV ganciclovir
  • HSV-tk when thymidine kinase such as HSV-tk is used as a drug-dependent suicide gene and ganciclovir (GCV) is used as a drug, GCV is metabolized by HSV-tk to generate gancyclovir triphosphate which is a toxic substance. it can.
  • human-tmpk is used as a drug-dependent suicide gene and azidothymidine (AZT) is used as a non-toxic prodrug
  • AZT when human-tmpk is used as a drug-dependent suicide gene and azidothymidine (AZT) is used as a non-toxic prodrug, AZT generates AZT triphosphate, which is a toxic substance metabolized by human-tmpk. be able to.
  • CD cytosine deaminase
  • coli is used as a drug-dependent suicide gene and 5-fluorotoxin (5-FC) is used as a non-toxic prodrug, 5-FC is metabolized by CD. It can give rise to the toxic substance 5-fluouricil (5-FU).
  • 5-FU 5-fluouricil
  • Ara-M 6-methoxypurine arabinonucleoside
  • Ara-M is metabolized by varicella virus thymidine kinase and becomes a toxic substance.
  • Certain 6-methoxypurine arabinonucleosides can be generated.
  • the drug-dependent suicide gene of the present invention may be a gene encoding a protein that converts a non-toxic protein into a toxic substance by the addition of a drug.
  • the drug-dependent suicide gene of the present invention may encode a protein that does not exhibit toxicity with a monomer but exhibits toxicity by becoming a multimer (eg, dimer).
  • a drug capable of exerting toxicity by a drug-dependent suicide gene means a substance that converts the drug-dependent suicide gene into a toxic substance.
  • caspases such as Caspase 9 and Caspase 3 are used as drug-dependent suicide genes and Dimerizer is used as a drug
  • the caspase-9 dimer that is an toxic substance by dimerizing caspase by Dimerizer And can induce apoptosis.
  • the drug-dependent suicide gene that exhibits toxicity by becoming such a multimer include Fas receptor and FADD.
  • a sequence capable of simultaneously expressing two genes by one promoter means a sequence capable of translating two types of proteins or peptides when activated by one promoter. means.
  • Such a sequence is a sequence having a self-cleavage activity, and is expressed as two proteins or peptides linked through the sequence by expressing two genes together by activation of one promoter,
  • the two proteins or peptides linked via the sequence may be a sequence in which the two separated proteins or peptides are translated by self-cleavage in the region of the sequence.
  • a sequence that allows two genes to be expressed simultaneously by one promoter means that a ribosome is attracted to initiate the second translation from the middle of the mRNA, and two different genes from one mRNA are bicistronic. It may be a sequence to be translated.
  • 2A sequence can be mentioned, and as the latter, for example, “IRES (internal ribosome entry site) sequence” can be mentioned.
  • 2A sequences include 2A sequences derived from foot-and-mouth disease virus and 2A sequences derived from equine rhinitis A virus (Furler, S et al. (2001) Gene Ther. 8, 864-73; and Hasegawa et al. ( 2007) See Stem Cells 25, 1707-12).
  • the vector of the present invention has a recombination cassette containing a promoter region.
  • the recombination cassette means a region where a gene can be recombined by recombination (recombinase), and includes a nucleic acid sequence recognized by the recombinase and a foreign gene insertion site sandwiched between the nucleic acid sequences.
  • Examples of the recombination cassette include LR recombination (bacteriophage ⁇ integrase and excinase, and E.
  • coli integration host factor protein in which recombination occurs between an attL-terminal DNA fragment and an attR-containing donor vector
  • ⁇ phage recombination such as BP recombination (bacteriophage ⁇ integrase and E. coli integration host factor protein), where recombination occurs between the attB-terminal DNA fragment and the attP-containing donor vector.
  • an undifferentiated cell-specific promoter can be used as the promoter.
  • the “undifferentiated cell-specific promoter” refers to a marker gene and / or a drug-dependent suicide gene that is specifically and downstream bound to an undifferentiated cell and / or a tumorigenic cell. It means a promoter exhibiting an activity that can be expressed to a sufficient degree to exhibit its function. Examples of such promoters include telomerase reverse transcriptase (tert) promoter (see Takakura, M. et al., Cancer Res., 59: 551-557, 1999), survivin promoter (Li, F.
  • operably linked to means (in an in vitro transcription / translation system or in the host cell if the vector is introduced into the host cell). This means that the nucleic acid sequence of the target gene is bound to a control sequence (promoter sequence) in a state that enables expression of the nucleic acid sequence of the gene.
  • the viral vector is not particularly limited as long as it is a viral vector that can be used for the purpose of the present invention.
  • lentivirus adenovirus, retrovirus, adeno-associated virus, herpes virus, herpes simplex virus, vaccinia Virus vectors such as viruses, box viruses, polioviruses, Sindbis viruses, Sendai viruses and the like are included.
  • the present invention also relates to a cell into which the above-described viral vector has been introduced.
  • the present cell may be a stem cell or a cell obtained by inducing differentiation of a stem cell (for example, a differentiated cell).
  • the marker gene and the killing gene are linked by a single promoter through a sequence capable of simultaneously expressing the two genes. Both killing functions can be given.
  • this vector can be easily incorporated with any promoter by a recombination system, for example, depending on the purpose of differentiation, the timing of cell removal (before / after transplantation), etc. It is possible to efficiently and quickly prepare various viral vectors by selecting a plurality of candidate promoters suitable for the purpose. Moreover, it can be used for the purpose of simply analyzing whether or not the promoter has activity specific to undifferentiated cells or tumorigenic cells.
  • the cell killing function is not exhibited unless induced by the drug. It has become. Therefore, even if it is introduced into all stem cells before differentiation induction treatment, cells will not die unless a drug is added. Therefore, a gene should be introduced before differentiation induction, and only the stem cell into which the gene has been introduced should be used for differentiation induction. Therefore, leakage of gene transfer can be prevented. Moreover, since the drug-dependent suicide gene carried by the vector of the present invention is a human-derived enzyme, the problem of immunogenicity can be solved.
  • the viral vector having an undifferentiated cell-specific promoter of the present invention is specifically and comprehensively labeled / killed after the differentiation treatment by introducing it into all stem cells before the differentiation treatment. Therefore, the problem of tumorigenesis due to remaining undifferentiated cells in regenerative medicine can be solved.
  • Promoter recombination was performed using Gateway® cloning, the promoter (“Promoter” cassette) subcloned into Shuttle vector plasmid was inserted into the RC portion of pLenti6-RC-fluorescent protein-2A-suicide gene, and plasmid “pLenti6 -Promoter-fluorescent protein-2A-suicide gene "was completed. It is the schematic of pLenti6-RC structure and Promoter insertion.
  • A. The structure of Lentiviral vector plasmid (pLenti6-RC) including RC is shown.
  • B. Figure 5 shows the insertion of a promoter cassette using LR coronase.
  • pLenti6-RC and the shuttle vector plasmid for gene recombination contain a homologous att sequence.
  • a shuttle vector plasmid, pLenti6-RC, in which the target Promoter is cloned, is reacted with LR clone, which is a recombinant enzyme, and a promoter sequence is incorporated into the pLenti vector.
  • LR clone which is a recombinant enzyme
  • FIG. 3 is a schematic diagram showing the cloning of a fluorescent protein gene into the pFlag-CMV-2A vector.
  • mKate2 (A) and Venus (B) subcloned into pGEM-Teasy were excised with restriction enzymes and inserted between CMV and 2A of pFlag-CMV-2A cleaved with NotI / BglII.
  • FIG. 3 is a schematic diagram showing insertion of a “fluorescent protein + suicide gene” expression cassette into pLenti6-RC plasmid. Two types of “fluorescent protein + suicide gene” expression cassettes (B) shown in FIG.
  • FIG. 3 is a schematic diagram showing insertion of a “fluorescent protein + suicide gene” expression cassette into pLenti6-RC plasmid.
  • Two types of “fluorescent protein + suicide gene” expression cassettes (B) shown in FIG. 5 were inserted into the AgeI and KpnI sites (C) in pLenti6-RC (A) containing RC shown in FIG.
  • FIG. 2 is a schematic diagram showing the preparation of pLenti6-RC having an “iCaspase + fluorescent protein” expression cassette.
  • PCR was performed using pLenti6-RC as a vector and designing primers with 15 PB homologous sequences at both ends so that iCaspase 9-2A and a fluorescent protein gene could be inserted downstream of RC. These were combined and cloned by reacting with IN-FUSION enzyme. The photograph which confirmed the expression of the subcloned fluorescent protein is shown. Expression of mKate2 (A) and Venus (B) inserted into pFlag-CMV-2A was confirmed. It is the photograph which introduce
  • the plasmid shown in FIG. 2B was introduced into HEK293 cells, and GCV was distributed and administered at concentrations of 0, 0.01, 0.1, 1, 10, and 100 mg / mL for 3 days from 48 hours later.
  • Cells into which the plasmid having HSV-tk was introduced were observed with a fluorescence microscope, and the fluorescence expression of mKate2 (red) and Venus (green) was confirmed over time after GCV administration.
  • the result of having counted the cell survival number after GCV administration about the cell of FIG. 10A is shown.
  • the numerical value on the vertical axis represents the percentage (%) when the cell survival number of the drug 0 mg / mL is 100.
  • the photograph which confirmed the expression of the "fluorescent protein + suicide gene” cassette is shown.
  • the plasmid shown in FIG. 2B was introduced into HEK293 cells, and AZT was distributed and administered at concentrations of 0, 0.1, 1, 10, 100, and 1000 nm for 3 days from 48 hours later.
  • Cells into which a plasmid having human-tmpk was introduced were observed with a fluorescence microscope, and the fluorescence expression of mKate2 (red) and Venus (green) was confirmed over time after AZT administration.
  • the result of having counted the cell survival number after AZT administration about the cell of FIG. 10C is shown.
  • the numerical value on the vertical axis represents the percentage (%) when the number of viable cells at 0 nm of the drug is 100.
  • FIG. 2 is a photograph showing GCV sensitivity after introduction of HSV-tk in KhES1 cells.
  • FIG. 2 is a photograph showing AZT sensitivity after introduction of human-tmpk in KhES1 cells.
  • PHR'-cPPT-EF-Tmpk F105Y
  • AZT was administered at 0, 30, 100, and 300 mm after 24 hours, and the cytotoxic effect after 3 and 4 days was confirmed.
  • It is a photograph which shows the AZT sensitivity after human-tmpk introduction
  • PHR'-cPPT-EF-Tmpk (F105Y) was introduced into BJ cells, and AZT was administered at 0, 30, 100, and 300 mm after 24 hours, and the cytotoxic effect after 3 days and 4 days was confirmed.
  • AZT was administered at 0, 0.1, 1, 10, 100, and 1000 mm, respectively.
  • the state of the cell after 3 days of AZT treatment in Jurkat is shown.
  • the left is a tmpk constant expression cell group, and the right is an NC group.
  • It is a photograph showing the results of confirming drug sensitivity in human-tmpk constant expression MKN cells.
  • Sorted human-tmpk constitutively expressing cells (tmpk) and non-infected cells (NC) were seeded at 1 ⁇ 10 5 cells per well in a 24 well plate, and AZT was set to 0 for both tmpk and NC groups for 3 days from the next day. , 0.1, 1, 10, 100, and 1000 mm, respectively.
  • the mode of the cell after 3 days of AZT treatment in MKN is shown.
  • the left is a tmpk constant expression cell group, and the right is an NC group.
  • It is a graph which shows the result of having measured the viable cell number of the Jurkat cell 3 days after administration of the experiment of FIG. 14A by cell count. The numerical value is shown as a percentage (%) when the cell survival number of the drug 0 mg / mL is 100.
  • the numerical value is shown as a percentage (%) when the cell survival number of the drug 0 mg / mL is 100.
  • A The survivin promoter part, which is a candidate for an undifferentiated specific promoter, was excised from pGEMT-easy-survivin that had already been prepared with NotI, subjected to blunt end treatment, subcloned into pENTR-vector, and pENTR-survivin Built.
  • B The tert promoter part, which is a candidate for an undifferentiated specific promoter, was excised from pGEMT-EASY-tert that had already been prepared with MluI / BglII, blunt-ended, subcloned into pENTR-vector, and pENTR -Constructed Tert.
  • C The Rex1 promoter part, which is a candidate for an undifferentiated specific promoter, was excised from pGEMT-easy-Rex1 that had already been prepared with MunI / NheI, blunt-ended, subcloned into pENTR-vector, and pENTR -Rex1 was constructed.
  • D Nanog promoter which is a candidate for undifferentiated specific promoter is a material extracted from genomic DNA from mouse ES cells (mES), and CACC is used as a protruding end for pENTR-vector cloning on the 5 'side of Nanog promoter region.
  • CAG promoter part which is a candidate for constitutive promoter was excised from pCX-EGFP which had already been prepared with SalI / EcoRI, blunted, and subcloned into pENTR-vector to construct pENTR-CAG did.
  • a PGK promoter which is a candidate for a constitutive promoter is prepared by PCR using a primer added with CACC as a protruding end for pENTR-vector cloning on the 5 ′ side and a primer added with a PstI site on the 3 ′ side. After amplification, pENTR-PGK was constructed by cloning into pENTR-vector. Among the plasmids shown in FIG. 7, various promoters were inserted into the RC part of pLenti6-RC-Venus-2A-HSV-tk by recombination.
  • tert, Rex1, and Nanog were inserted as undifferentiated specific promoters, and constitutive promoters CAG and PGK were inserted as controls.
  • various promoters were inserted into the RC part of pLenti6-RC-Venus-2A-human-tmpk by recombination.
  • Survivin, tert, Rex1, and Nanog were inserted as undifferentiated specific promoters, and constitutive promoters CAG and PGK were inserted as controls. It is the photograph which confirmed the expression of Venus in the cell which infected the lentiviral vector which has survivin-Venus-2A-HSV-tk to the KhES1 cell.
  • the state of the cells after 1, 4, and 7 days from GCV treatment is shown from the left. It is the photograph which confirmed the expression of Venus in the cell which infected the lentiviral vector which has CAG-Venus-2A-HSV-tk to the KhES1 cell. The state of the cells after 1, 4, and 7 days from GCV treatment is shown from the left. It is the photograph which confirmed the expression of Venus in the cell which infected the lentiviral vector which has survivin-Venus-2A-puromycin with no HSV-tk to KhES1 cell. The state of the cells after 1, 4, and 7 days from GCV treatment is shown from the left. It is the photograph of the cell which infected the lentiviral vector non-infected KhES1 cell (No virus).
  • the state of the cells after 1, 4, and 7 days from GCV treatment is shown from the left. It is the photograph which confirmed the expression of Venus in the cell which infected the lentiviral vector which has survivin-Venus-2A-HSV-tk to the D3 cell. From the left, the state of the cells 1 to 4 days after GCV treatment is shown. It is the photograph which confirmed the expression of Venus in the cell which infected the lentiviral vector which has CAG-Venus-2A-HSV-tk to the D3 cell. From the left, the state of the cells 1 to 4 days after GCV treatment is shown.
  • FIG. 18 is a result of measuring the cell viability of each cell by WST-8 Assay 7 days after GCV treatment of the cells shown in FIGS. 18A-D.
  • Each group shows the survival rate after administration of survivin-Venus-2A-HSV-tk, CAG-Venus-2A-HSV-tk, survivin-Venus-2A-puromycin and uninfected D3 cells from the left. It is the photograph which infected the lentiviral vector which has survivin-Venus-2A-HSV-tk to KhES1 cell, and confirmed the expression of Venus after differentiation induction processing. From the left, the state of the cells 1 to 4 days after GCV treatment is shown. It is the photograph which infected the lentiviral vector which has CAG-Venus-2A-HSV-tk to KhES1 cell, and confirmed the expression of Venus after differentiation induction processing.
  • FIG. 18 is a result of measuring the cell viability of each cell by WST-8 Assay 7 days after GCV treatment of the cells shown in FIGS. 18A-D.
  • Each group shows the survival rate after administration of survivin-Venus-2A-HSV-tk, CAG-Venus-2A-HSV-tk, survivin-Venus-2A-puromycin and uninfected KhES1 cells from the left.
  • the cells were subcutaneously transplanted into an immunodeficient mouse (NOD-Scid mouse) and a teratoma formation experiment was conducted. went. The hematoxylin-eosin (HE) dyeing
  • HE hematoxylin-eosin
  • the vector of the present invention comprises a nucleic acid sequence in which a marker gene and a killing gene are linked via a sequence capable of simultaneously expressing the two genes by one promoter, and a promoter region.
  • the viral vector of the present invention can incorporate an arbitrary test promoter region or a target promoter region using a recombination method.
  • the gene transfer by recombination can be carried out by a method well known to those skilled in the art by using a shuttle vector and a recombinase corresponding to the gene sequence used for the recombination cassette in the vector.
  • the viral vector of the present invention specifically labels undifferentiated cells remaining after differentiation treatment, and / or Can be used for killing methods.
  • the “target cell” may be a stem cell (for example, a stem cell before differentiation treatment, a stem cell under differentiation treatment, etc.) or a cell after differentiation treatment of the stem cell.
  • the “target cell” that is infected with the viral vector of the present invention in the method of the present invention means a target cell that is infected with the vector of the present invention, and when it remains or develops as an undifferentiated cell after differentiation induction treatment.
  • any cell that is intended to be removed or detected may be before or after differentiation induction.
  • a differentiation treatment step for inducing differentiation of cells infected with the virus vector of the present invention may be included.
  • “differentiated cells” or “differentiated cells” mean cells obtained by subjecting stem cells to differentiation treatment.
  • the “undifferentiated cell-specific marker / killing gene expression vector” means the vector of the present invention described above, and specifically, the marker gene and the killing gene are one.
  • Undifferentiated cell-specific labeling method for example, the viral vector of the present invention having an undifferentiated cell-specific promoter region is used for specifically labeling undifferentiated cells remaining or generated after differentiation of stem cells. Can be used.
  • the present invention relates to a method for determining whether or not undifferentiated cells remain in cells after differentiation treatment by specifically labeling undifferentiated cells.
  • the present invention includes A) a step of infecting a target cell with an undifferentiated cell-specific labeling / killing gene expression vector, and B) detecting an expression product of the marker gene in the cell after differentiation treatment.
  • the method does not include an infection step by using a cell in which a stem cell into which the vector of the present invention has already been introduced has been induced to differentiate or a cell in which a stem cell has been induced to differentiate and into which the vector of the present invention has been introduced.
  • the present invention comprises: A) detecting an expression product of the marker gene in a cell after differentiation treatment into which an undifferentiated cell-specific marker / killing gene expression vector has been introduced; and B) expression of the marker gene When a product is detected, there may be a method for determining the presence or absence of undifferentiated cells in a cell after differentiation treatment, comprising a step of determining that undifferentiated cells are present.
  • the method of the present invention is a method for determining the content or content ratio of undifferentiated cells using as an index the level (amount) of the marker gene contained in the cell population, instead of simply determining the presence or absence of undifferentiated cells.
  • the method of the present invention comprises A) a step of infecting a target cell with an undifferentiated cell-specific labeling / killing gene expression vector, and B) an expression product of the marker gene in the cell after differentiation treatment.
  • a method for determining an amount (or percentage) comprising:
  • the present invention relates to a method in which the level of the expression product of the marker gene indicates the amount (or ratio) of undifferentiated cells.
  • the method does not include an infection step by using a cell in which a stem cell into which the vector of the present invention has already been introduced has been induced to differentiate or a cell in which a stem cell has been induced to differentiate and into which the vector of the present invention has been introduced. May be.
  • the present invention includes A) a step of measuring the level of the expression product of the marker gene in a cell after differentiation treatment into which an undifferentiated cell-specific marker / killing gene expression vector has been introduced, and B) the measured A method for determining the amount (or ratio) of undifferentiated cells in a cell after differentiation treatment, comprising the step of determining the amount (or ratio) of undifferentiated cells from the level of an expression product of a marker gene,
  • the level of the expression product of the marker gene may indicate the amount (or ratio) of undifferentiated cells.
  • “level” usually indicates the amount of the expression product of the marker gene, but other values (for example, measurement) that serve as an indicator of the amount. Fluorescent intensity etc.) may be used.
  • “determining the amount (or ratio) of undifferentiated cells from the measured level of the expression product of the labeled gene” means, for example, the level of the expression product of the labeled gene and the cell in a standard cell prepared in advance. It may mean that the specific number of assumed cells is calculated from a calibration curve with the number, or the amount (or ratio) of undifferentiated cells in comparison with other samples or measured values at different processing elapsed times.
  • differentiated cells and undifferentiated cells can be distinguished at the cell level.
  • a method for identifying an undifferentiated cell (or a position of an undifferentiated cell) included in a cell group subjected to differentiation treatment comprises: A) a step of infecting a target cell with an undifferentiated cell-specific labeling / killing gene expression vector, and B) an expression product of the marker gene in the cell after differentiation treatment.
  • the present invention relates to a method for identifying undifferentiated cells (or positions of undifferentiated cells) in treated cells.
  • the present invention relates to an undifferentiated cell (or an undifferentiated cell) in a cell in which a stem cell into which the vector of the present invention has already been introduced has been induced to differentiate, or in a cell in which a stem cell has been induced to differentiate and introduced into the vector of the present invention.
  • the present invention includes A) a step of measuring an expression product of the marker gene in a cell after differentiation treatment into which an undifferentiated cell-specific marker / killing gene expression vector has been introduced, and B) expression of the marker gene.
  • the present invention relates to a method for identifying a position.
  • the measurement of the expression product of the marker gene is performed by a method that can identify the cell expressing the expression product or the location of the cell. .
  • the present invention since differentiated cells and undifferentiated cells can be distinguished at the cell level, the undifferentiated cells contained in the cell population after differentiation induction can also be counted as the number of cells. Therefore, the present invention provides A) a step of infecting a target cell with an undifferentiated cell-specific labeling / killing gene expression vector, and B) counting the number of cells expressing the marker gene in the cells after differentiation treatment. And C) a method of determining the number of undifferentiated cells in a cell after differentiation treatment, comprising the step of determining that the number of cells expressing the marker gene is the number of undifferentiated cells.
  • the present invention is a method for determining the number of undifferentiated cells in a cell in which a stem cell into which the vector of the present invention has already been introduced has been induced to differentiate, or in a cell into which a stem cell has been induced to undergo differentiation induction and the vector of the present invention has been introduced.
  • the present invention includes A) a step of counting the number of cells that have been infected with an undifferentiated cell-specific labeling / killing gene expression vector and in which the marker gene is expressed in the cells after differentiation treatment.
  • the method for determining the number of undifferentiated cells contained in the cell population after differentiation is induced by setting a predetermined number of cells, a predetermined culture area, or a predetermined culture amount as a target to be counted.
  • the number of undifferentiated cells per number, the number of undifferentiated cells per predetermined culture region, or the number of undifferentiated cells per predetermined culture amount may be determined.
  • the above-described method for determining the presence, abundance or number of cells, or identification method of undifferentiated cells can also be used as a method for monitoring cell quality by performing over time.
  • the present invention A) A differentiation-treated cell or a differentiation-treated cell, into which an undifferentiated cell-specific labeling / killing gene expression vector has been introduced and the differentiation-expressed cell expression product Detecting step, and B) A method for monitoring undifferentiated cells after differentiation of stem cells, comprising a step of determining that undifferentiated cells remain or have been generated when an expression product of the marker gene is detected.
  • the monitoring method of the present invention can be carried out at two or more points in time and compared with past values to confirm increase / decrease in undifferentiated cells or change over time in development.
  • the marker gene of the present invention can be detected noninvasively, the monitoring can be performed in real time while culturing the cell or after transplanting the cell into the living body. Therefore, the method of the present invention provides A) a differentiation-treated cell or a differentiation-treated cell, in which the cell is introduced with an undifferentiated cell-specific labeling / killing gene expression vector.
  • the present invention further includes a method for monitoring undifferentiated cells generated after transplantation of differentiated cells into the body.
  • the present invention provides A) transplantation of a cell that has undergone differentiation treatment, and into which the cell has been introduced with an undifferentiated cell-specific marker / killing gene expression vector (hereinafter referred to as “transplanted cell”). Detecting the expression product of the marker gene, measuring the level, identifying or measuring the level of the marker gene in the treated patient, and B) detecting or increasing the expression product of the marker gene based on the result determined by the step.
  • the present invention relates to a method for monitoring the presence or absence of undifferentiated cells in transplanted cells, comprising the step of determining that undifferentiated cells are generated or increasing.
  • whether or not “the determined result means that the expression product of the marker gene is detected or increased” is determined by the above-described determination of the presence, abundance or number of cells of undifferentiated cells. It can be determined according to the method or the identification method.
  • the viral vector of the present invention having a promoter region specific to undifferentiated cells is used in a method for specifically killing undifferentiated cells remaining after differentiation treatment. Can be used.
  • the present invention comprises a step of infecting a target cell with an undifferentiated cell-specific label / killing gene expression vector, and a step of killing undifferentiated cells remaining after differentiation treatment with a killing gene. It may be a method of killing or removing undifferentiated cells remaining or generated after the treatment.
  • the killing gene is not a drug-dependent or inducible killing gene
  • the target cell is a cell after differentiation induction.
  • the method of the present invention can administer a drug that induces the expression of the drug-dependent killing gene. Includes steps. Therefore, the present invention provides A) a nucleic acid sequence in which a marker gene and a drug-dependent killing gene are linked via a sequence capable of simultaneously expressing the two genes by a single promoter, and undifferentiated cell-specific A viral vector having a recombination cassette containing a typical promoter, wherein the promoter region is linked to express the marker gene and the drug-dependent killing gene (hereinafter referred to as “undifferentiated” in the present specification).
  • a step of killing remaining undifferentiated cells with a drug-dependent killing gene may be a method of killing or removed after treatment.
  • the target cell when using a drug-dependent killing gene as a killing gene, the target cell may be a stem cell before or during differentiation, or may be a cell after differentiation.
  • a method for specifically killing undifferentiated cells remaining after differentiation treatment is performed on cells after differentiation induction treatment into which the virus vector of the present invention has already been introduced. It can also be carried out by administering a drug that specifically kills undifferentiated cells. That is, the present invention is a differentiation-treated cell, and the drug-dependent killing gene can exert toxicity on a cell into which the undifferentiated cell-specific label / drug-dependent killing gene expression vector has been introduced. It may be a method of removing undifferentiated cells remaining or generated after differentiation treatment, comprising a step of killing remaining undifferentiated cells by a killing gene by administering a drug.
  • the method of the present invention may be a method of removing undifferentiated cells remaining or generated in cells transplanted into a patient's body after differentiation induction treatment. That is, the method of the present invention comprises: A) a cell differentiated from a stem cell, into which the cell has been introduced with an undifferentiated cell-specific label / drug-dependent killing gene expression vector (hereinafter referred to as “transplanted cell”).
  • a method of killing or removing undifferentiated cells that remain in the transplanted cells or that have occurred in the transplanted cells, comprising administering a drug capable of exerting toxicity to the drug-dependent killing gene to a patient transplanted with It may be.
  • the dose of a drug capable of exhibiting toxicity by a drug-dependent killing gene can be appropriately selected according to the type of each drug-dependent killing gene.
  • the drug-dependent killing gene can exhibit toxicity. More preferably, it is an amount capable of killing cells in which the drug-dependent killing gene is expressed.
  • the method of the present invention includes an administration step of a drug that induces the expression of the inducible killing gene. Therefore, the present invention provides A) a nucleic acid sequence in which a marker gene and an inducible killing gene are linked via a sequence capable of simultaneously expressing the two genes by a single promoter, and undifferentiated cell-specific A viral vector having a recombination cassette containing a promoter, wherein the promoter region is linked to express the marker gene and the drug-dependent killing gene (hereinafter referred to as “undifferentiated cells” in the present specification).
  • a specific label / inducible killing gene expression vector ”), infecting the target cell; and B) remaining by adding a stimulus capable of exerting toxicity to the inducible killing gene to the differentiated cell.
  • Remaining after stem cell differentiation treatment comprising the step of killing undifferentiated cells to be killed by an inducible killing gene
  • That or undifferentiated cells generated may be a method of killing or removal.
  • the target cell when using an inducible killing gene as a killing gene, the target cell may be a stem cell before or during differentiation, or may be a cell after differentiation.
  • a method for specifically killing undifferentiated cells remaining after differentiation treatment is a method for the cells after differentiation induction treatment into which the virus vector of the present invention has already been introduced. It can also be performed by administering a drug that specifically kills undifferentiated cells. That is, the present invention provides a drug capable of exerting toxicity to the inducible killing gene in a cell that has been subjected to differentiation treatment, and into which the cell has been introduced with an undifferentiated cell-specific label / inducible killing gene expression vector. It may be a method of removing undifferentiated cells remaining or generated after differentiation treatment, comprising a step of killing undifferentiated cells remaining by administration with a killing gene.
  • each of the above methods is a step of infecting if necessary (or a step of differentiation treatment if necessary) Thereafter, a step of transplanting the cells into a necessary organ or tissue of a patient may be included, or all the steps without including the transplanting step may be performed in vitro. Therefore, in the above description, “differentiated cells” or “differentiated cells” may be before transplantation or after transplantation.
  • a drug is administered after transplantation, it can be performed in accordance with the drug administration method in ordinary pharmaceuticals, and can be administered, for example, in an oral dosage form or a parenteral dosage form such as an injection or infusion. .
  • a drug When a drug is administered to a mammal or the like, it may be administered orally as a tablet, powder, granule, syrup or the like, or may be administered parenterally as an injection or infusion. Dosage depends on the number of cells transplanted, the tissue or site, the time since transplantation, the amount of undifferentiated cells remaining or generated, the age, weight and sex of the patient, the route of administration, the mode of administration, the drug selected It can be set as appropriate depending on the suicide gene and the type of drug. For example, it is usually possible to administer 50 to 500 mg per adult in 1 to several divided doses.
  • the present invention can be used in a method for measuring the activity of a test promoter in undifferentiated cells using the viral vector of the present invention.
  • the method of the present invention comprises: A) recombining the test promoter in the promoter region of the undifferentiated cell-specific labeling / killing gene expression vector to produce a viral vector having the test promoter; B) Infecting a subject cell with a viral vector having a test promoter; C) detecting the expression of the marker gene in the cell after differentiation induction treatment; D) identifying whether the cell after differentiation induction treatment is an undifferentiated cell or a differentiated cell, and E) determining whether the test promoter is specific to the undifferentiated cell.
  • a screening method for an undifferentiated cell-specific promoter comprising:
  • the determination has a high rate at which the expression of the labeled gene is detected in cells identified as undifferentiated cells, and the rate at which the expression of the labeled gene is detected in cells identified as differentiated cells. If low, it relates to a method performed by determining that the test promoter is specific for undifferentiated cells.
  • the screening method may be, for example, the following method: A) recombining the test promoter with the promoter part of the undifferentiated cell-specific labeling / killing gene expression vector to produce a viral vector having the test promoter; B) Infecting undifferentiated cells (eg, ES cells or iPS cells) with a viral vector having a test promoter, C) differentiating the undifferentiated cells; D) detecting the expression of the marker gene in each cell after differentiation induction treatment; E) identifying whether each cell after differentiation induction treatment is an undifferentiated cell or a differentiated cell, and F) determining whether the test promoter is specific to the undifferentiated cell.
  • a screening method for an undifferentiated cell-specific promoter comprising:
  • the determination has a high rate at which the expression of the labeled gene is detected in cells identified as undifferentiated cells, and the rate at which the expression of the labeled gene is detected in cells identified as differentiated cells. If low, it relates to a method performed by determining that the test promoter is specific for undifferentiated cells.
  • the step of discriminating whether each cell after differentiation induction treatment is an undifferentiated cell or a differentiated cell includes alkaline phosphatase staining, SSEA3 staining, SSEA4 staining, Tra-1-60 staining, and / or Cells positive for Tra-1-81 staining; Oct3 / 4, Nanog, Sox2, Cripto, Dax1, ERas, Fgf4, Esg1, Rex1, zfp296, UTF1, GDF3, Sall4, Tbx3, Tcf3, DNMT3MT, and / or DMT3L
  • a cell expressing a gene a cell expressing miR-290 and / or miR-302 as an undifferentiated cell, and a cell negative for the staining or a cell not expressing the gene as a differentiated cell This can be done by identifying.
  • the expression of the marker gene is detected in the cells identified as undifferentiated cells, and the expression of the marker gene is detected in the cells identified as differentiated cells.
  • Low means that the expression level of the early marker gene in the differentiated and undifferentiated cells is compared, and the expression level of the early marker gene in the undifferentiated cell is higher than the expression level of the early marker gene in the differentiated cell. To do.
  • the ratio is low in which the expression of the marker gene is detected in the cells identified as the “high ratio” differentiated cells in which the expression is detected.
  • the viral vector of the present invention is a stem cell before differentiation treatment or during differentiation treatment (for example, pluripotent stem cells such as ES cells or iPS cells), or after differentiation treatment. Can infect cells.
  • the cytotoxicity of the vector of the present invention is drug-dependent, even if the cell exhibits promoter activity, the vector of the present invention does not exhibit cytotoxicity under the condition that no drug is added. Therefore, the context of the differentiation step and the infection step is not limited because of the damage to the stem cells before the differentiation treatment due to the cytotoxicity of the introduced vector.
  • the infection is performed in vitro before the differentiation process.
  • the viral vector of the present invention may be infected after stem cell differentiation treatment.
  • the viral vector of the present invention is infected before differentiation treatment.
  • the infection is performed prior to transplantation to ensure infection of all subject cells. Infection can be performed using methods well known to those skilled in the art by appropriately selecting the number of viral vectors and the duration of infection according to the type and nature of the viral vector used. For example, infection can be performed in the range of MOI 1-1000, preferably in the range of MOI 10-100.
  • the method of the present invention is a virus having a recombination cassette comprising a nucleic acid sequence in which a marker gene and a drug-dependent suicide gene are bound via a 2A sequence, and an undifferentiated cell-specific promoter region.
  • a viral vector in which the promoter region is linked to express the marker gene and the drug-dependent suicide gene in an undifferentiated cell for example, pluripotent stem cell such as ES cell or iPS cell
  • a step (differentiation treatment step) of inducing the undifferentiated cells into differentiated cells may be further included before, after, or simultaneously with the infection step performed by the infection.
  • the cell differentiation induction treatment can be performed by bringing a differentiation inducer for differentiation induction into contact with an undifferentiated cell and culturing under an appropriate culture condition.
  • Various culture conditions and culture methods for differentiation induction treatment have been reported, and can be appropriately selected according to the type of cells to be used and the cells to be differentiated.
  • Detection, identification, and measurement of marker gene The method for detecting, identifying, or measuring the level of the expression product of the marker gene can be selected as appropriate according to the marker gene used. For example, when a fluorescent gene is used, the expression product can be detected using a fluorescence detection device, flow cytometry, a real-time fluorescence detection device, or the like.
  • Example 1 Preparation of lentiviral vector plasmid (1) Design of lentiviral vector plasmid A schematic diagram of a vector to be prepared is shown in FIG. A lentiviral vector was used as the vector base, and the following recombination cassette (RC) was used for the promoter portion. This utilizes a site-specific recombination system involved in the entry of ⁇ phage into the E. coli chromosome, and exchanges DNA sequences sandwiched between att sequences modified between vectors (James, L. et al. (2000). ) Genome Res. 10: 1788-1795).
  • RC recombination cassette
  • the RC portion has a DNA sequence (att R sequence) that specifically interacts at the time of recombination at both ends, and has a chloramphenicol resistance gene (CMR) and ccdB, which is an E. coli suicide gene, between them.
  • CMR chloramphenicol resistance gene
  • ccdB chloramphenicol resistance gene
  • a shuttle vector plasmid for gene recombination was prepared by cloning a lentiviral vector in which RC was inserted into the promoter site and various promoter sequences between att L sequences corresponding to the att R sequence of RC (FIGS. 1 and 2A).
  • mKate2 As fluorescent proteins, the luminous efficiency of mKate2, which has a fluorescence intensity about 100 times that of TAGFP635, which is a near-infrared fluorescent protein, and Green Fluorescent Protein (GFP), which is a green fluorescent protein derived from a luminescent jellyfish, are improved. These two types were used so that they could be used properly according to the purpose.
  • HSV-tk HSV-tk is sensitive to GCV and has been reported to act as a suicide gene (Yasuhiro TERAZAKI et al. (2003) Hepatology 37: 155-63).
  • GCV is phosphorylated by HSV-tk, and further phosphorylated by an endogenous kinase in human cells, and finally has a highly toxic gancyclovir triphosphate (GCV).
  • GCV highly toxic gancyclovir triphosphate
  • GCV-3P inhibits DNA synthesis, and thus the HSV-tk gene-introduced cell is killed.
  • HSV-tk it is well known for its powerful tumor therapeutic effect, which is a bi-standard effect on tumor cells, in which many of the surrounding tumor cells into which the HSV-tk gene has not been introduced are also killed. ing. Therefore, the combination of HSV-tk and GCV can strongly cause killing action selectively on cells with vigorous cell division (such as tumor cells and stem cell undifferentiated cells).
  • human-tmpk / AZT HSV-tk has a very high killing effect, but since it is derived from herpes simplex, an immune response occurs in the human body, and the problem of eliminating genes introduced into cells is also inferred. Therefore, a method of combining the human-derived enzyme Thymylate Kinase (tmpk) with 3′-azido-3′-deoxythymidine (AZT) was also examined.
  • AZT a prodrug, is phosphorylated and converted to AZT triphosphate (AZT-3P).
  • AZT-3P inhibits human immunodeficiency virus (HIV) replication and eukaryotic DNA synthesis (Fei CHEN et al.
  • the rate-limiting enzyme in the conversion of AZT to toxic AZT-3P is a cellular Thymylate Kinase (tmpk) that catalyzes the conversion of AZT monophosphate (AZT-MP) to AZT diphosphate (AZT-DP).
  • tmpk Thymylate Kinase
  • tmpk has low enzyme efficiency
  • tmpk F105Y
  • tmpk seems to retain all the advantages described in the above HSV-tk as a suicide gene. Further advantages include killing effects of higher tumor cells and undifferentiated cells, and immune induction from heterologous proteins. It is possible that there is no. However, there have been no reports of applying tmpk to stem cells, not limited to the vector system of the present invention.
  • iCaspase9 / Dimeriser Unlike the two genes described above, it is a gene that induces cell death by inducing apoptosis.
  • Caspase constitutes apoptotic signaling.
  • Caspase-9 which is involved in the early stage of the caspase pathway from mitochondria, is usually in a state of being phosphorylated and inactivated by AKT or the like. Inactive caspase-9 is activated by stimulation from mitochondria, and apoptosis is caused by activating caspase-3 and caspase-7.
  • a drug-induced Caspase-9 activation system was used.
  • AP20187 which is a cell membrane-permeable low molecular weight compound that binds to FKBP after introducing and expressing iCaspase9 (iCasp9), which is a fusion protein of the Caspase-9 gene and the human FK506 binding protein (FKBP) protein gene, in a target cell.
  • iCasp9 iCaspase9
  • FKBP human FK506 binding protein
  • Plasmid construction was performed in two steps as shown in detail below. That is, a lentiviral vector inserted with a recombination cassette (RC) (FIG. 1A) and a fluorescent protein-2A-suicide gene cassette (FIG. 1B) were prepared and finally combined into a lentiviral vector. The plasmid was used (FIG. 1C).
  • mKate2 was designed with primers with AgeI on the 5 ′ side and BGI II site added on the 3 ′ side (Table 1), amplified by PCR method, and then PCR product cloning vector pGEM-Teasy vector (Invitrogen) To construct pGEM-Teasy-mKate2 (FIG. 3A). After cloning, sequence analysis was performed using 5'-side T7 and 3'-side M13R from the primer sequences at both ends of the cloning site in pGEM-Teasy vector.
  • pFlag-CMV-2A in which a synthetic double-stranded 2A sequence DNA oligo having a protruding end of a BamHI site on the 5 ′ side and a BamHI site on the 3 ′ side is inserted into pFlag-CMV-2 (SIGMA) cleaved with BglII / BamHI
  • SIGMA pFlag-CMV-2
  • This pFlag-CMV-2A was similarly cleaved with Not I / BglII, and mKate2 was inserted between the CMV promoter and 2A sequence to construct pFlag-CMV-mKate2-2A (FIG. 4A).
  • a primer with NotI on the 5 ′ side and a BamHI site on the 3 ′ side was designed for Venus (Table 1), amplified by PCR, cloned into pGEM-Teasy vector, and pGEM-Teasy-Venus was cloned. It was constructed. After cloning, sequence analysis was performed using the primers. Next, Venus was cut out from pGEM-Teasy-Venus at the NotI / BamHI site (FIG. 4B) and inserted into pFlag-CMV-2A in the same manner as mKate2 to construct pFlag-CMV-Venus-2A (FIG. 4B). .
  • HSV-tk Suicide gene (HSV-tk, human-tmpk)
  • primers were prepared (Table 1), amplified by PCR, and then cloned into a cloning vector pGEM-Teasy vector to construct pGEM-Teasy-HSV-tk (FIG. 3).
  • sequence analysis was performed with the above primers in the same manner as mKate2 and Venus.
  • pGEM-Teasy-HSVtk was cleaved with SPEI on the 3 ′ side of HSV-tk, blunt-ended, and cleaved with BamHI on the 5 ′ side of HSV-tk to obtain HSV-tk (FIG. 5A). ).
  • primers were prepared in the same manner as HSV-tk (Table 1), amplified by PCR, and then cloned into pGEM-Teasy vector to construct pGEM-Teasy-human-tmpk (FIG. 3D). . After cloning, sequence analysis was performed using the above primers in the same manner as mKate2-Venus. Next, human-tmpk was obtained by cutting from pGEM-Teasy-human-tmpk with 5′-side BamHI and 3′-side SmaI (blunt end) (FIG. 5A).
  • the gene fragment obtained in (B) was inserted into the plasmid prepared in (A) to prepare a vector plasmid having an expression cassette for fluorescent protein-2A-suicide gene.
  • pFlag-CMV-mKate2-2A and pFlag-CMV-Venus-2A were cleaved with 3′-side BstXI, blunt-ended, and cut out with BamHI on the 5 ′ side (FIG. 5B).
  • the HSV-tk or human-tmpk obtained in (B) was inserted into the 3 ′ side of 2A, and four types of plasmids, pFlag-CMV-mKate2-2A-HSVtk, pFlag-CMV-mKate2-2A-tmpk, pFlag -CMV-Venus-2A-HSVtk and pFlag-CMV-Venus-2A-tmpk were constructed.
  • the 3 ′ side was cleaved with KpnI, blunt-ended, and the 5 ′ side was cleaved with AgeI (FIG. 7A).
  • pFlag-CMV-mKate2-2A-tmpk and pFlag-CMV-Venus-2A-tmpk are cut on the 5 ′ side with AgeI and on the 3 ′ side with KpnI, respectively, and mKate2-2A-tmpk and Venus ⁇ The 2A-tmpk portion was cut out (FIG. 6B).
  • HSVtk has a KpnI cleavage site inside, pFlag-CMV-mKate2-2A-HSVtk and pFlag-CMV-Venus-2A-HSVtk are cut with AgeI on the 5 'side and PmeI (blunt end) on the 3' side. Then, mKate2-2A-HSVtk and Venus2-2A-HSVtk were cut out, respectively (FIG. 7B).
  • pLenti-RC-mKate2-2A-tmpk By ligating these in combination, pLenti-RC-mKate2-2A-tmpk, pLenti-RC-Venus-2A-tmpk, pLenti-RC-mKate2-2A-HSVtk, and pLenti-RC-Venus-2A- HSVtk was prepared.
  • Plasmids were constructed using In-Fusion (registered trademark) HD Cloning Kit (TAKARA BIO), which is a DNA fragment prepared by PCR or a linearized vector containing 15 bases homologous to the ends of each DNA fragment.
  • plasmid having the expression cassette of fluorescent protein-2A-suicide gene was introduced into HEK293 cells and evaluated at each stage of preparation, thereby confirming the expression of fluorescence.
  • HSK293 cells were seeded on a 6-well plate at 6 ⁇ 10 5 cells / well, and the next day, the plasmid was introduced at 2 mg / well, using a Polyfect Transfection Reagent Kit (QIAGEN) according to the protocol provided by the manufacturer. The expression of fluorescence was confirmed with a fluorescence microscope 48 hours after gene introduction.
  • Example 2 Verification of cytotoxic effect of suicide gene in cultured human cells
  • three types of suicide genes HSV-tk, human-tmpk, and iCaspase9 were expressed. After the cells were infected with the virus vector, the corresponding drugs were added to compare the toxic effects on each cell.
  • HSV-tk used an adenovirus vector that had already been prepared (Yasuhiro Terazaki et al. (2003) Hepatology 37; 155-63).
  • human-tmpk and iCaspase9 were assigned to the plasmids pHR′-cPPT-EF-Tmpk (F105Y) (Takeya Sato et al.
  • the plasmid iCasp9-2A-DCD19RRF (Carlos A RAMOS et al. (2010) STEM Cells 28; 1107-15) was used. These plasmids were introduced directly into cells or lentiviral vectors were produced and used.
  • iPS cells 201B7 derived from human adult fibroblasts (HDF) and introduced with 4 factors of OCT3 / 4, KLF4, SOX2 and c-Myc, and HDF derived c- 253G1 established by introducing three factors other than Myc was used.
  • D3 cells were used as mouse ES cells.
  • KhES1 assigned from Kyoto University
  • normal human fibroblasts (BJ) and human cancer cells human T lymphoma cell line Jurkat, human gastric cancer cell MKN45
  • Human iPS / ES cells were co-cultured on mouse fetal fibroblasts (MEF) treated with mitomycin C.
  • Mouse ES cells were cultured on gelatin-coated dishes.
  • the medium used for culturing each cell is as follows: (Human iPS / ES cells) 20% KSR (Invitrogen), 200 mM L-Glutamine, 0.1 mM Non Essential Amino Acid (Sigma), 0.1 mM 2-Mercaptoethanol (Sigma), 5 ng / mL Basic-Fgfin (Wakopyl / Wakopyl) (P / S) (Nacalai Tesque) -containing DMEM-F12 (Sigma) (Mouse ES cells) 20% Fetal Bovine Serum (FBS) (GIBCO), 0.1 mM Non Essential Amino Acid, 1 mM Sodium Pyruvate (Gibco), 70 ⁇ M 2-Mercaptoethanol, 1 ⁇ 10 3 unit / mL / S-containing DMEM (SIGMA) (Jurkat cells and MKN45 cells) RPMI-1640 (SIGMA
  • CM Conditional Medium
  • MEF medium of MEF (1.5 ⁇ 10 6 cells / 10 CM dish) treated with mitomycin C was replaced with a medium for human ES cells (BFGF-). After overnight culture in an incubator at 0 ° C., the supernatant was used.
  • KhES1 was used for virus infection experiments by carrying out monodisperse culture under a feeder-free condition using a ROCK inhibitor (Y27632, WAKO).
  • HEK293T cells were seeded at 6 ⁇ 10 5 cells / well in a 6-well plate coated with POLY-L-LYSINE (SIGMA).
  • SIGMA POLY-L-LYSINE
  • 0.5 mg of each lentivector plasmid was mixed with PLP1, PLP2, and PLP-VSVG, 50 mL of OPTI-MEM was added, 6 mL of FUGENE HD (PROMEGA) was added, and vortexed, and then at room temperature for 15 minutes. Left to stand.
  • each cell was seeded in a 24-well plate at the following cell number: KhES1 cells 4 ⁇ 10 4 cells / well Jurkat cells 1.25 ⁇ 10 5 cells / well MKN45 cells 2 ⁇ 10 4 cells / well HEK293T cells 5 ⁇ 10 4 cells / well
  • medium containing 4 mg / mL polybrene And 20 mL of each lentiviral vector was added to infect for 24 hours. All cell media were changed after 24 hours and continued to culture.
  • Cells infected with an EGFP-expressing lentiviral vector were evaluated with a flow cytometer (Cyan Adp Analyzer, Beckman Coulter) 72 hours after infection, and the titer of the produced viral vector was calculated.
  • Alexa Fluor 488 anti-Human SSEA4 (BIOLEGEND) and anti-Human CD19-APC (EBIOSCIENCE), which are undifferentiated cell-labeled antibodies, were added to a cell suspension (100 mL (1 ⁇ 10 6 cells)) on ice. The cells were labeled by allowing them to stand for 30 minutes while suspending the cells every 10 minutes. After washing once with PBS containing 10 mm Y27632, the suspension was suspended in a medium for ES containing 10 mm Y27632, and KhES1 labeled with both antibodies was evaluated as undifferentiated CD19-positive cells using a flow cytometer.
  • HSV-tk HSV-tk adenovirus (Ad.CAG-HSV-tk) already prepared was used.
  • human-tmpk and iCasp9 introduced the plasmid into the cells.
  • plasmid As for human-tmpk and iCasp9, 0.5 mg of each plasmid was added to 25 mL of OPTI-MEM, 2 mL of FUGENE HD (QIAGEN) was added, and the whole volume was administered after standing for 15 minutes. After changing the medium 24 hours later, AZT was administered to each well at 0, 30, 100, and 300 mm for 3 days for the human-tmpk-introduced cells. For iCasp3, Dimerizer was administered at 0, 0.03, 0.1, 0.3 mm to each well for 3 days. After drug administration, the cytotoxic effect was measured by measuring the number of viable cells. On the measurement day, KhES1 was treated with CTK and separated into single cells, and 10 mL was collected.
  • FUGENE HD QIAGEN
  • a constant expression strain was prepared and further analyzed for human-tmpk, whose effect on drug sensitivity was observed by transient expression with a plasmid.
  • a lentiviral vector expressing human-tmpk and CD19 was produced from PHR-CPPT-EF-tmpk (F105Y), and the cells were infected, and CD19 positive was collected as an indicator.
  • KhES1, Jurkat, and MKN45 cells were collected, proliferated, and analyzed again by a flow cytometer using an anti-CD19 antibody, it was confirmed that CD19 positive cells were present at a higher rate than before the sorting. (FIGS. 14A-C).
  • Example 3 Verification of cytotoxic effect of suicide gene in human cultured cells using the prepared lentiviral vector plasmid
  • RC prepared in Example 1 was first used.
  • Various promoters were inserted into the contained lentiviral vector plasmid by recombination to complete the plasmid.
  • Lentiviral vectors were produced from these plasmids and the cells were infected, and then the corresponding drugs were added to compare the toxic effects on each cell.
  • pENTR-vector contains an attL sequence and is used as a shuttle vector to incorporate the promoter into RC by reacting with pLenti6-RC in the LR clone.
  • promoters for subcloning survivin, tert, Rex1, and Nanog were used as candidates for undifferentiation-specific promoters, and constitutive promoters CAG and PGK were used as controls, and inserted into pENTR-vector by the following methods.
  • CAG promoter The CAG promoter portion was excised from pCX-EGFP that had already been prepared by SalI / EcoRI (blunted) and cloned into pENTR-vector to construct pENTR-CAG (FIG. 15E).
  • F PGK promoter A primer with CACC added as a protruding end for pENTR-vector cloning on the 5 ′ side of the PGK promoter region and a PstI site added on the 3 ′ side (Table 3) is amplified by PCR. Was then cloned into pENTR-vector to construct pENTR-PGK (FIG. 15F).
  • tert, Rex1, and Nanog were inserted as undifferentiated specific promoters, and the constitutive promoters CAG and PGK were inserted as controls (FIG. 16A). Also, among the plasmids shown in FIG. 7, the various promoters shown in FIG. 15 were inserted into the RC part of pLenti6-RC-Venus-2A-human-tmpk by recombination (pLenti6-Promoter-Venus-2A-human). -Tmpk). Survivin, tert, Rex1, and Nanog were inserted as undifferentiated specific promoters, and constitutive promoters CAG and PGK were inserted as controls (FIG. 16B).
  • Alexa Fluor 488 anti-Human SSEA4 (BIOLEGEND), an undifferentiated cell-labeled antibody, was added at 5 mL per 100 mL of cell suspension (1 ⁇ 10 6 cells) and allowed to stand for 30 minutes while suspending the cells every 10 minutes on ice. The cells were labeled. After washing once with 10 mm Y27632-containing PBS, the suspension was suspended in a 10 mm Y27632-containing ES medium, and antibody-labeled GFP-positive cells were evaluated as undifferentiated lentivirus-infected KhES1 using a flow cytometer. D3 cells were trypsinized and the cell mass was dispersed into single cells by pipetting.
  • the number of cells was counted, the required amount of D3 cells was centrifuged (1000 rpm, 5 minutes), resuspended in the medium, and GFP positive cells were evaluated as lentivirus-infected D3 cells using a flow cytometer. After confirming GFP positive cells with a flow cytometer and increasing the number of cells, GFP positive cells were sorted by BD FACSARIA II. The sorted cells were immediately centrifuged (1000 rpm, 5 minutes), resuspended in fresh medium, KhES1 cells were co-cultured with MEF cells, and D3 cells were seeded in gelatin-coated dishes.
  • KhES1 cells were seeded at 1 ⁇ 10 5 cells per well in a 96-well plate and survivin-Venus-2A-HSV-tk (A), CAG-Venus-2A-HSV-tk (B) for 7 days from the next day.
  • D3 cells were seeded at 1 ⁇ 10 5 cells per well in 96-well plates, and survivin-Venus-2A-HSV-tk (A), CAG-Venus-2A-HSV-tk (B) for 4 days from the next day.
  • the cytotoxic effect after 4 days of administration was measured using WST-8 assay, which is a modified method of MTT assay.
  • the reagent SF (Nacalai) used was a tetrazolium salt that produces a highly sensitive water-soluble formazan
  • WST-8 [2- (20methoxy-4-nitrophenyl) -3- (nitrophenyl) -5- (2,4-disulphenphenyl)- 2H-tetrazolinium monosodium salt] is used as a chromogenic substrate, which enables measurement with higher sensitivity than conventional MTT, and WST-8 is reduced by intracellular dehydrogenase to produce water-soluble formazan.
  • the number of viable cells was measured by directly measuring the absorbance of this formazan at 450 nm (E). The results are shown in FIG.
  • Differentiated cells were replated at 1 ⁇ 10 5 cells per well in a 96-well plate, and survivin-Venus-2A-HSV-tk (A), CAG-Venus-2A-HSV-tk (A) for 4 days from the next day.
  • B survivin-Venus-2A-puromycin
  • C survivin-Venus-2A-puromycin
  • NC non-infected cells

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Abstract

【課題】ヒトＥＳ／ｉＰＳ細胞の腫瘍化原因細胞を確実に標的化するための最良のプロモーターを探索する方法を提供することを課題とする。また、本発明は、ヒトＥＳ／ｉＰＳ細胞の腫瘍化原因細胞を効率よく殺傷・除去することが可能な遺伝子を見出すことを課題とする。更に、本発明は、ヒトＥＳ／ｉＰＳ細胞を目的細胞へ分化させた後に残存する未分化細胞を効率的かつ網羅的に除去する方法を提供することを目的とする。 【解決手段】標識遺伝子と殺傷遺伝子とが、一つのプロモーターにより前記２つの遺伝子を同時に発現させることが可能な配列を介して結合した核酸配列、及び、プロモーター領域を含むリコンビネーションカセットを有するウイルスベクターであって、該プロモーター領域が、該標識遺伝子及び該殺傷遺伝子を発現可能に連結されているウイルスベクター、特には、未分化細胞特異的プロモーターをプロモーター領域として含む前記ウイルスベクター等。

Description

幹細胞における腫瘍化原因細胞の新たな標識法と治療法 クロスリファレンス
　本出願は、２０１４年１月１４日に日本国において出願された特願２０１４－００４２６２号に基づく優先権を主張するものであり、当該出願に記載された内容は全て、参照によりそのまま本明細書に援用される。また、本願において引用した全ての特許、特許出願及び文献に記載された内容は全て、参照によりそのまま本明細書に援用される。
　本発明は、幹細胞を分化させた後に残存する腫瘍化原因細胞の標識及び除去に用いるためのプロモーターの探索方法に関する。また、本発明は、幹細胞を分化させた後に残存する腫瘍化原因細胞の標識方法及び除去方法、並びに該方法に用いるためのウイルスベクターに関する。
　ヒト胚性幹細胞（ＥＳ細胞）、ヒト人工多能性幹細胞（ｉＰＳ細胞）は、（１）創薬開発において薬物の毒性試験等に用いるヒト細胞、（２）発生・病態をｉｎ　ｖｉｔｒｏで解明するために用いる疾患モデル細胞、（３）再生医療の移植用細胞等の医療・医薬創出の基盤ツールとして期待されている。最も期待される再生医療については、米国において一部の疾患に対してヒトＥＳ細胞を用いたヒト患者での臨床試験が既に開始されている。また、日本では、眼疾患に対するヒトｉＰＳ細胞を用いた臨床研究が開始されている。
　ヒトＥＳ／ｉＰＳ細胞の臨床応用における現在の最大の課題は、目的細胞へ分化させた後に残存する未分化細胞の混在である。分化誘導処理を行った細胞を移植した後、残存未分化細胞が奇形腫を形成することが報告されている（非特許文献１）。奇形腫は良性の腫瘍とはいえ、種々の副作用を生じる可能性が大きく、例えば、心臓に心筋細胞以外の細胞が移植された場合など、致死的不整脈などの重大な副作用を生じる可能性もある。
　更に、分化した細胞を初期化するという人工的な修飾を加えたｉＰＳ細胞においては、奇形腫のみならず悪性腫瘍の発生も高度であるという報告がある（非特許文献２）。その原因として、ｉＰＳ細胞の樹立に必要な遺伝子の一つであり、癌原遺伝子としても知られるｃ－Ｍｙｃが活性化することで細胞が癌化すること、並びに、ｉＰＳ細胞の樹立においてレトロウイルスやレンチウイルスにより遺伝子が体細胞に導入されることにより、細胞の正常な機能を維持する上で重要な遺伝子（例えば、癌抑制遺伝子など）を破壊したり、細胞増殖に関連する遺伝子を異常に活性化させたりすることが考えられている。
　よって、分化処理後の細胞中に残存する未分化細胞を効率的かつ網羅的に除去することにより、純化された分化細胞を取得する方法が求められている。これまで、ｃ－Ｍｙｃを除いた３因子でｉＰＳ細胞を樹立する方法（非特許文献３及び４）や、ウイルスベクターの代わりにプラスミドを用いてｉＰＳ細胞を樹立することで染色体の損傷を抑制する方法（非特許文献５及び６）が報告されている。しかし、これらはいずれも細胞の「腫瘍化」を抑制する一定の効果は期待できるものの、未分化細胞の残存を防ぐものではなく、また、例えば、移植後に逆分化した未分化細胞を除去できないという問題があった。
　別のアプローチとして、分化させても腫瘍化しにくいクローンを選択して使用する方法が報告されている（特許文献１）。しかし、この場合にも、未分化細胞の残存を防ぐものではなく、また、腫瘍化を完全に抑制できるものではなかった。
　また、残存未分化細胞を標的として殺傷する方法も検討されている。例えば、Ｎａｎｏｇプロモーターの下流に単純ヘルペスウイルスチミジンキナーゼ（ＨＳＶ－ｔｋ）遺伝子を有するレンチウイルスベクターをマウスＥＳ／ｉＰＳ細胞やヒトＥＳ／ｉＰＳ細胞に導入し、これらの細胞をガンシクロビル（ＧＣＶ）感受性とすることが試みられている。該細胞を免疫不全マウスの皮下に移植し、腫瘍を形成させた後、ＧＣＶを投与することで腫瘍が縮小することが報告されている（非特許文献７及び８）。
　このようなＨＳＶ－ｔｋとＧＣＶの組み合わせによる自殺遺伝子治療法は、本発明のような再生医療における幹細胞の腫瘍化原因細胞の除去技術としては上記の一部の研究が発表された段階で、よって幹細胞の再生医療において臨床応用がなされた例は未だ全くない。その一方でＨＳＶ－ｔｋ／ＧＣＶは、癌への遺伝子治療への応用としては長年の研究の歴史があり、ＨＳＶ－ｔｋ／ＧＣＶ遺伝子治療（代表的なやり方は、ＨＳＶ－ｔｋ遺伝子を導入・発現するウイルスベクターを患者の腫瘍内に直接注入した後に、ＧＣＶを患者さんに注射する）として癌患者へ臨床試験も既に数多く行われてきた実績がある。ＨＳＶ－ｔｋというヒト由来ではないウイルス由来の遺伝子を細胞に導入する場合は、異種蛋白に対する免疫の誘導が起こる可能性が示唆される。癌治療においては、ＨＳＶ－ｔｋ遺伝子が導入された癌細胞が細胞性免疫を中心とする免疫誘導により除去されることは治療効果の増幅に繋がるため、ウイルス由来の遺伝子という点はむしろ利点とも考えられる。しかし再生医療においては、移植細胞にＨＳＶ－ｔｋ遺伝子を導入した場合、異種蛋白に対する免疫誘導により移植細胞が除去されていく可能性も考えられるため、この点ではヒト由来の遺伝子を用いる方がより望ましいと推察される。他の戦略として、細胞増殖サイクルの抑制に働くｐ５３やｐ１６遺伝子をドキシサイクリンにより誘導して利用する技術も報告されている（特許文献２）。しかし、このような技術は、そもそも腫瘍抑制遺伝子は腫瘍細胞を積極的あるいは直接的に殺傷するものではないため腫瘍化細胞を全て死滅させることは不可能であることより、生存したまま残存した未分化細胞がドキシサイクリン誘導解除後に増殖を開始する可能性や、またいわゆるドキシサイクリンの遺伝子発現誘導システムは特異性が低いため非特異的にこれらの遺伝子が発現して幹細胞の分化誘導や生物的動態等に影響を及ぼしたりする可能性があるなど、効果・有用性の点では大きな問題があった。
　一方、未分化細胞を識別する方法として、ＳＰ１（Ｓｐｅｃｉｆｉｃｉｔｙ　Ｐｒｏｔｅｉｎ　１）、カハールボディに含まれているタンパク質、核ラミナに含まれているタンパク質、傍核小体コンパートメントに含まれているタンパク質、又はＰＭＬボディに含まれているタンパク質の細胞核内の存在量等から識別する方法（特許文献３）や、ｈＴＥＲＴ遺伝子またはＩＰＡＳ遺伝子のｍＲＮＡの発現の有無を調べることにより、細胞集団に含まれる形質転換細胞を検出する方法（特許文献４）、ポドカリキシン様タンパク質（ＰＯＤＸＬ）を表面上に発現する細胞を同定する方法（特許文献５）が開示されている。しかし、これらの方法はいずれも煩雑な操作が必要であり、例えば、生体内に移植された組織内の残存未分化細胞を簡便に識別することはできなかった。
　未分化細胞をそのプロモーター活性により識別することが試みられており、Ｓｔｍ１のプロモーター配列を利用する方法が開示されている。（特許文献６）
　これまで、本発明者らは、多因子癌細胞特異的増殖制御型ウイルスを用いた残存未分化細胞の選択的殺傷方法を提供してきた（特許文献７）。該方法は腫瘍化細胞や未分化細胞を直接、積極的に殺傷する点、遺伝子が導入されていない腫瘍化細胞にも殺傷効果が及ぶ点等から本問題の解決に非常に有用である一方、あらかじめ全ての幹細胞に目的遺伝子を導入しているものではないため、よって多因子癌細胞特異的増殖制御型ウイルスが到達しなかった幹細胞から腫瘍化細胞が出現した場合に、生体内でこのウイルスへの免疫誘導全てを除去できるかまでは保証できなかった。
国際公開第２０１２／１１５２７０号 特開２０１３－９７４２号公報 特開２０１２－２２３１０４号公報 特開２０１２－０７２０６３号公報 特表２００９－５２８８３８号公報 特開２００５－０９５０２７号公報 国際公開第２０１２／１３３６７４号
ＴＡＫＡＨＡＳＨＩ，Ｋ．ら（２００７）Ｃｅｌｌ　１３１：８６１－７２ ＭＩＵＲＡ，Ｋ．ら（２００９）Ｎａｔｕｒｅ　Ｂｉｏｔｅｃｈｎｏｌｏｇｙ　２７：７４３－７４５ ＮＡＫＡＧＡＷＡ，Ｍ．ら（２００８）Ｎａｔ．Ｂｉｏｔｅｃｈｎｏｌ．２６：１０１－６ ＷＥＲＮＩＧ，Ｍ．ら（２００８）Ｃｅｌｌ　Ｓｔｅｍ　Ｃｅｌｌ　２：１０－２ ＯＫＩＴＡ，Ｋ．ら（２００８）Ｓｃｉｅｎｃｅ　７：９４９－５３ ＹＵ，Ｊ．ら（２００９）Ｓｃｉｅｎｃｅ　８：７９７－８０１ ＦＵＹＩ，ＣＨＥＮＧら（２０１２）Ｂｉｏｍａｔｅｒｉａｌｓ　３３：３１９５－２０４ ＦＥＩ，ＣＨＥＮら（２０１３）Ｂｉｏｍａｔｅｒｉａｌｓ　３４：１７０１－１１
　従来の幹細胞を分化させた後に残存する腫瘍化原因細胞の標識法及び除去法はその効率や簡便性等に問題があり、残存未分化細胞／腫瘍化細胞を同定及び除去する実用化可能な方法はまだ開発途中である。幹細胞を分化させた後に残存する腫瘍化原因細胞を標識／除去するためには、細胞の正常な機能を維持する遺伝子を阻害することなく外来遺伝子を効率良く全ての未分化細胞に導入が可能なベクター、未分化細胞において特異的に機能させることができるプロモーターの効率的な探索・同定とその実証、並びに、未分化細胞を選択的に可視化・同定し、必要な時に選択的に腫瘍化原因細胞を確実に殺傷する自殺遺伝子等の複数の技術が必要となる。最終的には、これらの要素が全て収載された一つのベクターシステムであること、そしてそのシステムでは多種多様の候補のベクターを簡便・効率よく作製できる技術であること、が必要となる。これまで、これらの要件のすべてを満たす技術は見出されていない。
　また、従来、幹細胞を分化させた後に残存する腫瘍化原因細胞の標識と除去は、それぞれ別個に行われてきた。従来の方法によれば、腫瘍化原因細胞を標識した後、異なる技術を用いて除去する必要があり、腫瘍化原因細胞の同定から除去まで行うには操作が煩雑であるという問題があった。また同定と除去が全く独立した別々の技術と過程で行われるため、必ずしも標識した腫瘍化原因細胞が、別の除去技術で完全に除去できる保証もなかった。特に、腫瘍化原因細胞、残存した未分化細胞を確実に除去、殺傷できる技術そのものが、研究も進んでおらず、未だ有効な手段はない。
　よって、本発明は、より効率的な残存未分化細胞の標識及び除去を達成するための利用可能な種々の方法を提供することを最終目的とする。具体的には、本発明は、細胞の正常な機能を維持する遺伝子を阻害することなく外来遺伝子を効率良く全ての未分化細胞に導入が可能な技術（ベクター）を提供することを目的とする。また、本発明は、幹細胞を分化した後に残存する腫瘍化原因細胞を確実に標的化するための最良のプロモーターを探索する方法を提供することを課題とする。また、本発明は、幹細胞の腫瘍化原因細胞を効率よく殺傷・除去することが可能な遺伝子を見出すことを課題とする。更に、本発明は、より簡便な腫瘍化原因細胞の標識及び除去の両方が可能なベクターを提供することを目的とする。
　本発明者らは、分化誘導処理後に残存する未分化細胞を効率的かつ網羅的に標識／除去する遺伝子導入技術について鋭意検討した結果、基本的な骨格となるベクターとして、リコンビネーションシステムにより組換え可能なプロモーター部分の下流に標識遺伝子と殺傷遺伝子とが、一つのプロモーターにより前記２つの遺伝子を同時に発現させることが可能な配列を介して結合した発現カセットを有するウイルスベクターを見出した。本ベクターは、標識遺伝子と殺傷遺伝子とが、一つのプロモーターにより前記２つの遺伝子を同時に発現させることが可能な配列を介して結合していることから、一度の遺伝子導入で標識と細胞殺傷の両方の機能を付与することができる。また、本ベクターは、任意のプロモーターをリコンビネーションシステムにより簡便に組み込むことができることから、例えば、分化させる目的の細胞や、細胞除去のタイミング（移植前／移植後）等に応じて、適宜使用するプロモーターを選択することが可能である。また、プロモーターが未分化細胞又は腫瘍化原因細胞特異的に活性を有するか否かを簡便に解析する目的で使用することができる。また、本発明のベクターにおける殺傷遺伝子として薬剤依存性自殺遺伝子を採用することにより、腫瘍特異的／未分化細胞特異的プロモーターの細胞選択性に加えて、薬剤による誘導が無ければ細胞殺傷機能を発揮しない構造とすることができる。すなわち、このような本発明のベクターは、幹細胞に導入するのみではそれらの細胞を殺傷することがないため、全ての分化誘導処理前の幹細胞に導入することができ、これにより遺伝子導入の漏れが生じることを防ぐことができる。よって、腫瘍特異的／未分化細胞特異的プロモーターの細胞選択性と、薬剤依存性とにより、二重の安全性を確保することができる。さらに、本発明のベクターにおける殺傷遺伝子として（薬剤依存性の）増殖細胞特異的な殺傷機構を提供する殺傷遺伝子を利用することにより、腫瘍特異的／未分化細胞特異的プロモーターの細胞選択性と、薬剤依存性に加えて、殺傷機構の増殖細胞選択性を付与することができ、三重の特異性・安全性を確保することができる。
　本発明者らは、本発明のベクターが搭載する薬剤依存性自殺遺伝子として、ヒト由来の酵素であるｈｕｍａｎ－ｔｍｐｋ及びｉＣａｓｐａｓｅ９を利用することにより、免疫原性の問題を解消できることを見出した。また、本発明者らは、本発明のベクターが搭載する、未分化細胞又は腫瘍化原因細胞に特異的に活性を有するプロモーターを探索したところ、驚くことに、一般的には、腫瘍（癌）特異的プロモータとして知られているｓｕｒｖｉｖｉｎプロモーターが予想外に正常で未分化のヒトＥＳ／ｉＰＳ細胞において高活性を示すことを見いだした。
　更に、本発明者らは、本発明のベクターを用いることによる、分化誘導処理後に残存する未分化細胞を効率的かつ網羅的に標識／除去する方法、並びに、プロモーターが未分化細胞又は腫瘍化原因細胞特異的に活性を有するか否かを簡便に解析する方法を見出した。
　すなわち、本発明は、以下の発明に関する。
（１）　標識遺伝子と殺傷遺伝子とが、一つのプロモーターにより前記２つの遺伝子を同時に発現させることが可能な配列を介して結合した核酸配列、及び、プロモーター領域を含むリコンビネーションカセットを有するウイルスベクターであって、該プロモーター領域が、該標識遺伝子及び該殺傷遺伝子を発現可能に連結されているウイルスベクター。
（２）　殺傷遺伝子が、自殺遺伝子である、（１）に記載のウイルスベクター。
（３）　自殺遺伝子が、薬剤依存性自殺遺伝子である、（２）に記載のウイルスベクター。
（４）　薬剤依存性自殺遺伝子が、ＨＳＶ－ｔｋ、ｈｕｍａｎ－ｔｍｐｋ、シトシンデアミナーゼ（ＣＤ）遺伝子、水痘ウイルスチミジンキナーゼ、又はＣａｓｐａｓｅである、（３）に記載のウイルスベクター。
（５）　標識遺伝子が蛍光タンパク質である、（１）～（４）のいずれか１項に記載のウイルスベクター。
（６）　蛍光タンパク質が、赤色又は緑色の蛍光蛋白質である、（５）に記載のウイルスベクター。
（７）　蛍光タンパク質が、ｍＫａｔｅ２又は緑色蛍光蛋白質である、（５）に記載のウイルスベクター。
（８）　一つのプロモーターにより前記２つの遺伝子を同時に発現させることが可能な配列が、２Ａ配列又はＩＲＥＳ配列である、（１）～（７）のいずれか１項に記載のウイルスベクター。
（９）　レンチウイルスベクターである、（１）～（８）のいずれか１項に記載のウイルスベクター。
（１０）　プロモーター領域が未分化細胞特異的プロモーター領域である、（１）～（９）のいずれか１項に記載のウイルスベクター。
（１１）　未分化細胞特異的プロモーターが、ｓｕｒｖｉｖｉｎプロモーター又はｔｅｒｔプロモーターである、（１０）に記載のウイルスベクター。
（１２）　未分化細胞特異的プロモーターが、ｓｕｒｖｉｖｉｎプロモーターである、（１０）に記載のウイルスベクター。
（１３）Ａ）（１）～（９）のいずれか１項に記載のウイルスベクターのプロモーター部分に被験プロモーターを組み替えて被験プロモーターを有するウイルスベクターを作製するステップ、
Ｂ）被験プロモーターを有するウイルスベクターを対象の細胞に感染させるステップ、
Ｃ）分化誘導処理後の前記細胞における前記標識遺伝子の発現を検出するステップ、
Ｄ）分化誘導処理後の前記細胞が未分化細胞であるか、分化細胞であるかを識別するステップ、及び
Ｅ）被験プロモーターが未分化細胞に特異的であるか否かを判定するステップを備える、未分化細胞特異的プロモーターのスクリーニング方法であって、
　ここで、該判定が未分化細胞として識別された細胞において前記標識遺伝子の発現が検出される割合が高く、かつ、分化細胞として識別された細胞において前記標識遺伝子の発現が検出される割合が低い場合、該被験プロモーターは未分化細胞に特異的であると判定することにより行われる方法。
（１４）　Ａ）（１０）～（１２）のいずれか１項に記載のウイルスベクターを対象の細胞に感染させるステップ、
Ｂ）分化処理後の前記細胞中の前記標識遺伝子の発現産物を検出するステップ、及び、
Ｃ）前記標識遺伝子の発現産物が検出された場合には、未分化細胞が存在すると判定するステップを備える、分化処理後の細胞における未分化細胞の有無を判定する方法。
（１５）　Ａ）（１０）～（１２）のいずれか１項に記載のウイルスベクターが導入された分化処理後の細胞中の前記標識遺伝子の発現産物を検出するステップ、及び、
Ｂ）前記標識遺伝子の発現産物が検出された場合には、未分化細胞が存在すると判定するステップを備える、分化処理後の細胞における未分化細胞の有無を判定する方法。
（１６）　Ａ）（１０）～（１２）のいずれか１項に記載のウイルスベクターを対象の細胞に感染させるステップ、
Ｂ）分化処理後の前記細胞中における前記標識遺伝子の発現産物を同定するステップ、及び、
Ｃ）前記標識遺伝子が発現している細胞が未分化細胞であると同定するステップを備える、分化処理後の細胞における未分化細胞を同定する方法。
（１７）　Ａ）（１０）～（１２）のいずれか１項に記載のウイルスベクターが導入された分化処理後の細胞中における前記標識遺伝子の発現産物を同定するステップ、及び、
Ｂ）前記標識遺伝子が発現している細胞が未分化細胞であると同定するステップを備える、分化処理後の細胞における未分化細胞を同定する方法。
（１８）　Ａ）（１０）～（１２）のいずれか１項に記載のウイルスベクターを対象の細胞に感染させるステップ、
Ｂ）分化処理後の前記細胞中における、前記標識遺伝子の発現産物のレベルを測定するステップ、及び、
Ｃ）測定された前記標識遺伝子の発現産物のレベルから、未分化細胞の量（又は割合）を決定するステップを備える、分化処理後の細胞における未分化細胞の量（又は割合）を決定する方法であって、
　ここで、前記標識遺伝子の発現産物のレベルが、未分化細胞の量（又は割合）を示す方法。
（１９）　Ａ）（１０）～（１２）のいずれか１項に記載のウイルスベクターが導入された分化処理後の細胞中における、前記標識遺伝子の発現産物のレベルを測定するステップ、及び、
Ｂ）測定された前記標識遺伝子の発現産物のレベルから、未分化細胞の量（又は割合）を決定するステップを備える、分化処理後の細胞における未分化細胞の量（又は割合）を決定する方法であって、
　ここで、前記標識遺伝子の発現産物のレベルが、未分化細胞の量（又は割合）を示す方法。
（２０）　Ａ）（１０）～（１２）のいずれか１項に記載のウイルスベクターを対象の細胞に感染させるステップ、
Ｂ）分化処理後の前記細胞中における、前記標識遺伝子が発現している細胞数を計数するステップ、及び、
Ｃ）前記標識遺伝子が発現している細胞数が未分化細胞の数であると決定するステップを備える、分化処理後の細胞中における未分化細胞数を決定する方法。
（２１）　Ａ）（１０）～（１２）のいずれか１項に記載のウイルスベクターが導入された分化処理後の細胞中における、前記標識遺伝子が発現している細胞数を計数するステップ、及び、
Ｂ）前記標識遺伝子が発現している細胞数が未分化細胞の数であると決定するステップを備える、分化処理後の細胞中における未分化細胞の数を決定する方法。
（２２）　Ａ）（１０）～（１２）のいずれか１項に記載のウイルスベクターを対象の細胞に感染させるステップ、
Ｂ）分化処理後の細胞中における、前記標識遺伝子の発現産物を検出するステップ、及び、
Ｃ）前記標識遺伝子の発現産物が検出された場合には、未分化細胞が残存し又は発生したと判定するステップを備える、分化処理後に残存又は発生する未分化細胞のモニタリング方法。
（２３）　Ａ）（１０）～（１２）のいずれか１項に記載のウイルスベクターが導入され、分化誘導処理された細胞における、前記標識遺伝子の発現産物を検出するステップ、及び、
Ｂ）前記標識遺伝子の発現産物が検出された場合には、未分化細胞が残存又は発生していると判定するステップを備える、幹細胞の分化処理後の未分化細胞のモニタリング方法。
（２４）　Ａ）（１０）～（１２）のいずれか１項に記載のウイルスベクターであって、殺傷遺伝子が薬剤依存性殺傷遺伝子であるウイルスベクターを対象の細胞に感染させるステップ、及び、
Ｂ）前記細胞に前記薬剤依存性殺傷遺伝子が毒性を発揮可能な薬剤を投与するステップを備える、未分化細胞を殺傷する方法。
（２５）　（１０）～（１２）のいずれか１項に記載のウイルスベクターであって、殺傷遺伝子が薬剤依存性殺傷遺伝子であるウイルスベクターが導入された細胞に前記薬剤依存性殺傷遺伝子が毒性を発揮可能な薬剤を投与するステップを備える、未分化細胞を殺傷する方法。
（２６）　（１０）～（１２）のいずれか１項に記載のウイルスベクターを含む、未分化細胞標識剤。
（２７）　（１０）～（１２）のいずれか１項に記載のウイルスベクターを含む、未分化細胞殺傷剤。
（２３）　（１）～（１２）のいずれか１項に記載のウイルスベクターが導入された細胞。
（２４）　幹細胞である（２３）に記載の細胞。
（２５）　幹細胞が、ＥＳ細胞、ｉＰＳ細胞、神経幹細胞、造血幹細胞、間葉系幹細胞、肝幹細胞、膵幹細胞、皮膚幹細胞、筋幹細胞、又は生殖幹細胞である、（２４）に記載の細胞。
（２６）　幹細胞を分化誘導処理することにより得られた細胞である、（２３）に記載の細胞。
　本明細書において、「幹細胞」とは、多能性及び自己複製能を有する細胞を意味する。本明細書において、「多能性」とは、多分化能と同義であり、分化により複数の系統の細胞に分化可能な細胞の状態を意味する。本明細書における、多能性は、生体を構成する全ての種類の細胞に分化可能な状態（分化全能性（ｔｏｔｉｐｏｔｅｎｃｙ））、胚体外組織を除く全ての種類の細胞に分化可能な状態（分化万能性（ｐｌｕｒｉｐｏｔｅｎｃｙ））、一部の細胞系列に属する細胞に分化可能な状態（分化多能性（ｍｕｌｔｉｐｏｔｅｎｃｙ））、及び１種類の細胞に分化可能な状態（分化単能性（ｕｎｉｐｏｔｅｎｃｙ））を含む。よって、本明細書における「幹細胞」は、幹細胞、ＥＳ細胞、ｉＰＳ細胞、神経幹細胞、造血幹細胞、間葉系幹細胞、肝幹細胞、膵幹細胞、皮膚幹細胞、筋幹細胞、又は生殖幹細胞を含む。好ましくは、本明細書における「幹細胞」は、分化万能性を有する細胞であり、より好ましくは、胚性幹細胞（ＥＳ細胞）及び人工多能性幹細胞（ｉＰＳ細胞）である。ある細胞が幹細胞であるかどうかは、たとえば、体外培養系において胚様体（ｅｍｂｒｙｏｉｄ　ｂｏｄｙ）を形成する細胞、又は、分化誘導条件下で培養（分化処理）した後に所望の細胞に分化する細胞が幹細胞であるとして確認することができる。または、幹細胞であるかどうかは、生体を用いて、免疫不全マウスへ移植することにより奇形種（テラトーマ）を形成する細胞、胚盤胞への注入によりキメラ胚を形成する細胞、生体組織への移植や腹水への注入により増殖する細胞が幹細胞であるとして確認することができる。あるいは、幹細胞であるかどうかは、アルカリフォスファターゼ染色、ＳＳＥＡ３染色、ＳＳＥＡ４染色、ＴＲＡ－１－６０染色、及び／又はＴＲＡ－１－８１染色に陽性を示す細胞；ｏｃｔ３／４、ｎａｎｏｇ、ｓｏｘ２、ｃｒｉｐｔｏ、ｄａｘ１、ｅｒａｓ、ｆｇｆ４、ｅｓｇ１、ｒｅｘ１、ｚｆｐ２９６、ｕｔｆ１、ｇｄｆ３、ｓａｌｌ４、ｔｂｘ３、ｔｃｆ３、ｄｎｍｔ３ｌ、及び／又はｄｎｍｔ３ｂ遺伝子を発現している細胞；ｍｉＲ－２９０、及び／又はｍｉＲ－３０２を発現している細胞が幹細胞であるとして確認することもできる。あるいは、ある細胞が幹細胞であるか否かは、例えば、テロメラーゼ逆転写酵素、又はサバイビンの発現レベルが高い細胞が幹細胞であるとして判定することができる。
　本明細書において、「分化」とは、多能性細胞の分裂によって特定の機能的又は形態的特徴を有する娘細胞を生じる現象をいう。本明細書において「分化処理」及び「分化誘導処理」とは同義であり、幹細胞を分化細胞へと誘導させるための処理を意味する。細胞の分化は、様々な方法により誘導されることが報告されている。多能性細胞は、分化させる細胞の種類等に応じて、分化誘導物質などを利用した分化誘導処理により分化させることができる。「分化細胞」とは、分化して生じた特定の機能的又は形態的特徴を有する娘細胞を意味する。分化細胞は通常安定しており、その増殖能は低く、別のタイプの細胞に分化することは例外的にしか起こらない。
　「未分化細胞」とは、分化していない細胞、もしくは分化途中の未分化細胞、および分化が不完全な細胞を意味する。本明細書においては、特にそのように解することが不整合である場合を除き、「未分化細胞」とは、分化誘導処理したにもかかわらず、分化細胞とならなかった細胞を意味する。本明細書における未分化細胞は必ずしも前述の幹細胞の性質を完全に有することを必要とするものではなく、分化細胞と比較して（自己）増殖能が高い（例えば、増殖速度が２倍以上、３倍以上、５倍以上、１０倍以上など）細胞を意味する。特に好ましくは、「未分化細胞」は「腫瘍化原因細胞」である。ある細胞が未分化細胞であるか否かは、例えば、ｃ－Ｍｙｃが活性化している細胞、あるいは、テロメラーゼ逆転写酵素、及び／又はサバイビンの発現レベルが高い細胞を腫瘍形成能を有する細胞として判定することができる。
　本明細書において、「腫瘍化原因細胞」とは、幹細胞に対して分化処理をしたにもかかわらず分化しなかった未分化細胞であって、腫瘍細胞を生成し得る細胞を意味する。腫瘍化原因細胞は、分化する前の幹細胞と同等の性質を維持する細胞のみならず、分化する前の幹細胞とは異なる性質を有しているが分化細胞とはならなかった細胞、例えば、少能性細胞（数種類の細胞にのみ分化できる細胞）、及び腫瘍形成能を有する細胞（例えば、がん幹細胞等）等をも包含する。ここで、「腫瘍細胞を生成し得る」とは、必ずしも１００％腫瘍細胞を生成することを意味するものではなく、分化細胞と比較して腫瘍細胞を生成する能力が高いことを意味する。ある細胞が腫瘍形成能を有するか否かは、例えば、ｃ－Ｍｙｃが活性化している細胞、あるいは、テロメラーゼ逆転写酵素、及び／又はサバイビンの発現レベルが高い細胞を腫瘍形成能を有する細胞として判定することができる。本明細書において、「分化処理後に残存する未分化細胞」、「残存未分化細胞」、「分化処理後の細胞における未分化細胞」等により表現される未分化細胞、特には幹細胞に対して分化誘導処理を行った後に残存する未分化細胞は「腫瘍化原因細胞」であってもよい。
　本明細書において、「標識遺伝子」とは、当該遺伝子が導入された細胞を検出又は測定可能な標識物質をコードする遺伝子を意味する。標識遺伝子としては、緑色蛍光タンパク質（ＧＦＰ）、あるいはＧＦＰのアミノ酸配列を変える事で標識能がより向上したＥＧＦＰ（ｅｎｈａｎｃｅｄ　ＧＦＰ）やＶｅｎｕｓ、あるいは他の蛍光波長を呈する赤色蛍光タンパク質（ＲＦＰ）、青色蛍光タンパク質（ＢＦＰ）、黄色蛍光タンパク質（ＹＦＰ）、ｍＫａｔｅ２等の赤色、緑色、青色、又は、黄色等の蛍光タンパク質；Β－グルクロニダーゼ、Β－ガラクトシダーゼ、ルシフェラーゼ、ジヒドロ葉酸還元酵素をコードする遺伝子を挙げることができ、好ましくは、ｍＫａｔｅ２又はＶｅｎｕｓである。また、例えば、フェチリン遺伝子など、画像診断を可能とする標識遺伝子であってもよい。本明細書において、「標識」するとは、その利用目的に応じて一時的に又は長期間、目的の細胞の存在又はその位置を同定し、目的の細胞数（量や割合でも良い）を測定し、あるいは目的の細胞を他の細胞から識別することを可能とすることを意味する。また、本明細書において「同定する」とは、一時的又は長期的に目的の細胞の存在又はその位置を特定することを意味し、「識別する」とは、一時的又は長期的に目的の細胞を他の細胞や組織から区別することを意味する。よって、本明細書における標識は、目的の細胞の存在又はその位置を特定し、あるいは、目的の細胞を他の細胞から区別することができれば特に制限されず、目的の細胞以外の細胞が全く染色等されないことを要するものではない。例えば、分化処理後の細胞中における未分化細胞の存在を、本発明のベクターが有する標識遺伝子の発現により識別する場合、該細胞中の分化細胞と比較して未分化細胞が区別可能な程度に染色されていればよく、分化細胞が（弱く）染色されることを妨げるものではない。
　本明細書において、「殺傷遺伝子」とは、導入された細胞を最終的に殺傷させる能力を有する遺伝子を意味し、例えば、いかなるアポトーシス誘導遺伝子（Ｂａｘ，ｐ５３，ＤＰ５，ＰＬ－３，ｒｅａｐｅｒ，ｈｉｄ）、細胞死を誘導する遺伝子、腫瘍細胞を抑制する遺伝子であってもよい。また、「殺傷遺伝子」に変えて、分化誘導を促進する遺伝子を用いてもよい。本発明のウイルスベクターが分化誘導前に感染させることを目的とする場合、「殺傷遺伝子」は、薬剤依存性自殺遺伝子、誘導（光、熱、温度、ＲＮＡ、化合物、放射線、超音波など）依存性の遺伝子発現システム、あるいは誘導性殺傷遺伝子である。「薬剤依存性自殺遺伝子」とは、非毒性のプロドラッグ（薬剤）を毒性物質に変換させるタンパク質をコードする遺伝子、あるいは、非毒性のタンパク質であって薬剤の添加により毒性物質に変換されるタンパク質をコードする遺伝子を意味する。また、「薬剤依存性自殺遺伝子が毒性を発揮可能な薬剤」とは前記薬剤依存性自殺遺伝子と相互作用することにより毒性を生じさせる薬剤を意味する。具体的には、本発明の薬剤依存性自殺遺伝子が、非毒性のプロドラッグ（薬剤）を毒性物質に変換させる代謝酵素タンパク質（プロドラッグ転換酵素）をコードする遺伝子であってもよい。この場合、「薬剤依存性自殺遺伝子が毒性を発揮可能な薬剤」は、該薬剤依存性自殺遺伝子（代謝酵素）により毒性物質に変換される非毒性のプロドラッグを意味する。誘導（光、熱、温度、ＲＮＡ、化合物、放射線、超音波など）依存性の遺伝子発現システム、又は誘導性殺傷遺伝子とは、光、熱、温度、ＲＮＡ、化合物、放射線、超音波の刺激によりその発現が誘導される遺伝子発現システム、又は刺激によりその発現が誘導される殺傷遺伝子を意味する。本明細書において、そのように解することが不適合である場合を除き、「薬剤依存性自殺遺伝子」は「誘導性殺傷遺伝子」と読み替えても良い。
　薬剤依存性自殺遺伝子とプロドラッグ（薬剤）の組み合わせしては、例えば、単純ヘルペスウイルスチミジンキナーゼと、ガンシクロビルまたはアシクロビル、ＶａｒｉｃｅｌｌａＺｏｓｔｅｒウイルスチミジンキナーゼと、６メトキシプリンアラビノヌクレオシド（Ｈｕｂｅｒら、１９９１，　Ｐｒｏｃ．　Ｎａｔｌ．　Ａｃａｄ．Ｓｃｉ．　ＵＳＡ　８８：８０３９）、Ｅ．ｃｏｌｉシトシンデアミナーゼと、フルオロウラシル（Ｍｕｌｌｅｎら、１９９２，Ｐｒｏｃ．　Ｎａｔｌ．　Ａｃａｄ．　Ｓｃｉ．　ＵＳＡ．　８９：３３）、Ｅ．ｃｏｌｉキサンチン－グアニンホスホリボシルトランスフェラーゼと、チオキサンチン（Ｂｅｓｈａｒｄら、１９８７，　Ｍｏｌ．　Ｃｅｌｌ　Ｂｉｏｌ．７：４１３９）、Ｅ．　ｃｏｌｉまたはＬｅｉｓｈｍａｎｉａプリンヌクレオチドホスホリラーゼと、非毒性プリンデオキシアデノシン、アデノシン、デオキシグアノシン、またはグアノシン誘導体（ＫｏｓｚａｌｋａおよびＫｒｅｎｉｔｓｋｙ，１９７９，Ｊ．　Ｂｉｏｌ　Ｃｈｅｍ　２５４：８１８５，　１９７９；Ｓｏｒｓｃｈｅｒら、１９９４，　ＧｅｎｅＴｈｅｒａｐｙ　１：２３３）、シトクロムｐｌａ５０　２Ｂ１またはシトクロムｐ４５０レダクターゼと、３－アミノ－１，２，４ベンゾトリアジン１，４－ジオキシド（Ｗａｌｔｏｎら、１９９２，Ｂｉｏｃｈｅｍ．　Ｐｈａｒｍａｃｏｌ．　４４：２５１））、細胞表面アルカリホスファターゼと、エトポシド１リン酸（Ｓｅｎｔｅｒら、１９８８，Ｐｒｏｃ．　Ｎａｔｌ．　Ａｃａｄ．　Ｓｃｉ．　ＵＳＡ　８５：４８４２，１９８８）、ニトロレダクターゼと、メトロニダゾールまたはニトロフラントイン（Ｈｏｆら、１９８８，　Ｉｍｍｕｎｉｔａｔ　ｕｎｄＩｎｆｅｋｔｉｏｎ　１６：２２０）、Ｎ－デオキシリボシル（ｄｅｏｘｙｒｉｂｏｓｙ）トランスフェラーゼと、１－デアザプリン（Ｂｅｔｂｅｄｅｒら、１９８９、ＮｕｃｌｅｉｃＡｃｉｄｓ　Ｒｅｓ　１７：４２１７）、ピルビン酸フェロドキシンオキシドレダクターゼと、メトロニダゾール（Ｕｐｃｒｏｆｔら、１９９０，Ｉｎｔ．　Ｊ．　Ｐａｒａｓｉｔｏｌｏｇ，　２０：４８９）、カルボキシペピダーゼＧ２と、アミノアシル酸ナイトロジェンマスタード（Ａｎｔｏｎｉｗら、１９９０，Ｂｒｉｔ　Ｊ．Ｃａｎｃｅｒ　６２：９０９）、カルボキシペプチダーゼＡと、メトトレキセートαアラニン（Ｈａｅｎｓｅｌｅｒら、１９９２，Ｂｉｏｃｈｅｍｉｓｔｒｙ　３１：８９１）、ラクタマーゼと、セファロスポリン誘導体（Ｍｅｙｅｒら、１９９３，　ＣａｎｃｅｒＲｅｓ．　５３：３９５６；およびＶｒａｄｈｕｌａら、１９９３，　Ｂｉｏｃｏｎｊｕｇａｔｅ　Ｃｈｅｍｉｓｔｒｙ４：３３４）、アクチノマイシンＤシンセターゼ複合体と、合成ペンタペプチドラクトン前駆体（Ｋａｔｚら、１９９０，Ｊ．　Ａｎｔｉｂｉｏｔｉｃｓ４３：２３１）、およびグルクロニダーゼと、デオキソルビシンのような毒性物質のグルクロニド誘導体（Ｂｏｓｓｌｅｔら、１９９４，ＣａｎｃｅｒＲｅｓ．　５４：２１５１；Ｈａｅｂｅｒｌｉｎら、１９９３，Ｐｈａｒｍａｃｅｕｔｉｃａｌ　Ｒｅｓ．　１０：１５５３）を挙げることができる。
　例えば、薬剤依存性自殺遺伝子としてＨＳＶ－ｔｋ等のチミジンキナーゼを用い、薬剤としてガンシクロビル（ＧＣＶ）を用いる場合、ＧＣＶがＨＳＶ－ｔｋにより代謝されて毒性物質であるガンシクロビル三リン酸を生じさせることができる。また、例えば、薬剤依存性自殺遺伝子としてｈｕｍａｎ－ｔｍｐｋを用い、非毒性のプロドラッグとしてアジドチミジン（ＡＺＴ）を用いる場合、ＡＺＴがｈｕｍａｎ－ｔｍｐｋにより代謝された毒性物質であるＡＺＴ三リン酸を生じさせることができる。また、薬剤依存性自殺遺伝子として大腸菌等の細菌由来のシトシンデアミナーゼ（ＣＤ）を用い、非毒性のプロドラッグとして５－フルオロトキシン（５－ＦＣ）を用いる場合、５－ＦＣがＣＤにより代謝されて毒性物質である５－フルオウリシル（５－ＦＵ）を生じさせることができる。薬剤依存性自殺遺伝子として水痘ウイルスチミジンキナーゼを用い、非毒性のプロドラッグとして６－メトキシプリンアラビノヌクレオシド（Ａｒａ－Ｍ）を用いる場合、Ａｒａ－Ｍが水痘ウイルスチミジンキナーゼにより代謝されて毒性物質である６－メトキシプリンアラビノヌクレオシド（Ａｒａ－ＭＭＰ）を生じさせることができる。
　あるいは、本発明の薬剤依存性自殺遺伝子は、非毒性のタンパク質を薬剤の添加により毒性物質に変換されるタンパク質をコードする遺伝子であってもよい。例えば、本発明の薬剤依存性自殺遺伝子は、単量体では毒性を発揮しないが多量体（例えば、二量体）となることにより毒性を発揮するタンパク質をコードしていてもよい。この場合、「薬剤依存性自殺遺伝子が毒性を発揮可能な薬剤」は、薬剤依存性自殺遺伝子を毒性物質に変換させる物質を意味する。例えば、薬剤依存性自殺遺伝子としてはＣａｓｐａｓｅ９、及びＣａｓｐａｓｅ３等のカスパーゼを用い、薬剤としてＤｉｍｅｒｉｚｅｒを用いる場合、Ｄｉｍｅｒｉｚｅｒによってカスパーゼが二量体化することで毒性物質である活性のあるＣａｓｐａｓｅ－９二量体を形成させ、アポトーシスを誘導することができる。このような多量体（例えば、二量体）となることにより毒性を発揮する薬剤依存性自殺遺伝子としては、例えば、Ｆａｓ受容体、及びＦＡＤＤを挙げることができる。
　本明細書において、「一つのプロモーターにより２つの遺伝子を同時に発現させることが可能な配列」とは、一つのプロモーターが活性化することにより２種類のタンパク質又はペプチドを翻訳させることが可能な配列を意味する。このような配列は、自己切断活性を持つ配列であって、一つのプロモーターの活性化により２つの遺伝子を共に発現させて該配列を介して結合された２つのタンパク質又はペプチドとして翻訳された後に、該配列を介して結合された当該２つのタンパク質又はペプチドが、該配列の領域で自己切断されて、結果的にセパレートされた２つのタンパク質又はペプチドが翻訳される配列であってもよい。あるいは、「一つのプロモーターにより２つの遺伝子を同時に発現させることが可能な配列」は、リボソームを引きつけてｍＲＮＡの途中から２度目の翻訳を開始させ、１つのｍＲＮＡから２つの異なる遺伝子がバイシストロニックに翻訳させる配列であってもよい。前者としては、例えば、「２Ａ配列」を挙げることができ、後者としては、例えば、「ＩＲＥＳ（ｉｎｔｅｒｎａｌ　ｒｉｂｏｓｏｍｅ　ｅｎｔｒｙ　ｓｉｔｅ）配列」を挙げることができる。より具体的には、２Ａ配列には、口蹄疫ウイルス由来の２Ａ配列、ｅｑｕｉｎｅ　ｒｈｉｎｉｔｉｓ　Ａウイルス由来の２Ａ配列が含まれる（Ｆｕｒｌｅｒ，Ｓら（２００１）Ｇｅｎｅ　Ｔｈｅｒ．　８，８６４－７３；及びＨａｓｅｇａｗａら（２００７）Ｓｔｅｍ　Ｃｅｌｌｓ　２５，１７０７－１２参照）。
　本発明のベクターは、プロモーター領域を含むリコンビネーションカセットを有する。リコンビネーションカセットとは、リコンビネーション（リコンビナーゼ）によって遺伝子を組み換えることできる領域を意味し、リコンビナーゼにより認識される核酸配列と、当該核酸配列に挟まれた外来遺伝子挿入部位を備える。リコンビネーションカセットとしては、例えば、ａｔｔＬ－末端ＤＮＡ断片とａｔｔＲ含有ドナーベクターとの間でリコンビネーションが起こる、ＬＲリコンビネーション（バクテリオファージΛインテグラーゼ及びエクシジョナーゼ、並びに、大腸菌インテグレーションホスト因子タンパク質）、及び、ａｔｔＢ－末端ＤＮＡ断片とａｔｔＰ含有ドナーベクターとの間でリコンビネーションが起こる、ＢＰリコンビネーション（バクテリオファージΛインテグラーゼ、及び、大腸菌インテグレーションホスト因子タンパク質）等のΛファージのリコンビネーション（Ｌａｎｄｙ，Ａ（１９８９）Ａｎｎ．Ｒｅｖ．Ｂｉｏｃｈｅｍ．５８：９１３－９４９；及びＰｔａｓｈｎｅ，Ｍ．（１９９２）Ａ　Ｇｅｎｅｔｅｃｈ　Ｓｗｉｔｃｈ：　Ｐｈａｇｅ　（Ｌａｍｂｄａ）　Ａｎｄ　Ｈｉｇｈｅｒ　Ｏｒｇａｎｉｓｍｓ（Ｃａｍｂｒｉｄｇｅ，ＭＡ：Ｃｅｌｌ　Ｐｒｅｓｓ）参照）（Ｇａｔｅｗａｙ（登録商標）Ｔｅｃｈｎｏｌｏｇｙ，Ｉｎｖｉｔｒｏｇｅｎ社）；Ｃｒｅ－ｌｏｘＰリコンビネーション（Ｃｒｅ）；ＦＬＰ－ＦＲＴリコンビネーション（Ｆｌｉｐｐａｓｅ）；並びに、ＲＳリコンビネーション（Ｒ　Ｒｅｃｏｍｂｉｎａｓｅ、ＧＩＸ　Ｒｅｃｏｍｂｉｎａｓｅ）等が挙げられる。
　本発明のウイルスベクターを未分化細胞の標識及び／又は殺傷（除去）に使用する場合、プロモーターとしては、未分化細胞特異的プロモーターを使用することができる。本発明において、「未分化細胞特異的プロモーター」とは、未分化細胞及び／又は腫瘍化原因細胞において、特異的に、かつ、その下流に結合された標識遺伝子及び／又は薬剤依存性自殺遺伝子をその機能を発揮するのに十分な程度に発現させることができる活性を示すプロモーターを意味する。このようなプロモーターとしては、テロメラーゼ逆転写酵素（ｔｅｒｔ）プロモーター（Ｔａｋａｋｕｒａ，　Ｍ．　ら，Ｃａｎｃｅｒ　Ｒｅｓ．，５９：５５１－５５７，１９９９参照）、サバイビン（ｓｕｒｖｉｖｉｎ）プロモーター（Ｌｉ，Ｆ．ら，（１９９９）Ｃａｎｃｅｒ　Ｒｅｓ．，５９：３１４３－３１５１；ＬＩ，Ｆ．ら，（１９９９）Ｂｉｏｃｈｅｍ．Ｊ．，３４４：３０５－３１１参照）、Ａｕｒｏｒａキナーゼプロモーター、低酸素応答性領域（ＨＲＥ）プロモーター、Ｇｒｐ７８プロモーター、Ｌ－プラスチンプロモーター、及びヘキソキナーゼＩＩプロモーター、Ｏｃｔ３／４プロモーター、Ｎａｎｏｇプロモーター、ＳＯＸ２プロモーター、ＣＲＩＰＴＯプロモーター、ＤＡＸ１プロモーター、ＥＲａｓプロモーター、Ｆｇｆ４プロモーター、Ｅｓｇ１プロモーター、Ｒｅｘ１プロモーター、Ｚｆｐ２９６プロモーター、ＵＴＦ１プロモーター、ＧＤＦ３プロモーター、Ｓａｌｌ４プロモーター、Ｔｂｘ３プロモーター、Ｔｃｆ３プロモーター、ＤＮＭＴ３Ｌプロモーター、ＤＮＭＴ３Ｂプロモーター、ｍｉＲ－２９０プロモーターなどが挙げられる。
　本明細書において、「発現可能に連結されている（ｏｐｅｒａｂｌｙ　ｌｉｎｋｅｄ　ｔｏ）とは、（ｉｎ　ｖｉｔｒｏにおける転写／翻訳システムにおいて、又は、ベクターが宿主細胞に導入される場合には宿主細胞内で）目的の遺伝子の核酸配列の発現を可能とする状態で、当該目的の遺伝子の核酸配列が制御配列（プロモーター配列）と結合していることを意味する。
　ウイルスベクターとしては、本発明の目的で使用可能なウイルスベクターであれば特に制限されるものではないが、例えば、レンチウイルス、アデノウイルス、レトロウイルス、アデノ随伴ウイルス、ヘルペスウイルス、単純ヘルペスウイルス、ワクシニアウイルス、ボックスウイルス、ポリオウイルス、シンドビスウイルス、センダイウイルス等のウイルスベクターを含む。
　また、本発明は、上述のウイルスベクターが導入された細胞に関する。本細胞は、幹細胞であってもよいし、幹細胞を分化誘導することにより得られた細胞（例えば、分化細胞）であってもよい。
　本発明のウイルスベクター及び方法は、標識遺伝子と殺傷遺伝子が一つのプロモーターにより前記２つの遺伝子を同時に発現させることが可能な配列を介して結合していることから、一度の遺伝子導入で標識と細胞殺傷の両方の機能を付与することができる。また、本ベクターは、任意のプロモーターをリコンビネーションシステムにより簡便に組み込むことができることから、例えば、分化させる目的の細胞や、細胞除去のタイミング（移植前／移植後）等の目的に応じて、その目的に適する候補のプロモーターを複数選択して様々なウイルスベクターを効率・迅速に作製しておくことが可能である。また、プロモーターが未分化細胞又は腫瘍化原因細胞特異的に活性を有するか否かを簡便に解析する目的で使用することができる。また、本発明のベクターにおいて、未分化細胞又は腫瘍化原因細胞特異的プロモーター配列の制御下に薬剤依存性自殺遺伝子が配置されている場合、薬剤による誘導が無ければ細胞殺傷機能を発揮しない構造となっている。そのため、分化誘導処理前の全ての幹細胞に導入しても、薬剤を添加しない限りは細胞が死滅しないため、分化誘導前に遺伝子を導入し、遺伝子が導入された幹細胞のみを分化誘導に用いることができることから、遺伝子導入の漏れを防ぐことができる。また、本発明のベクターが搭載する薬剤依存性自殺遺伝子は、ヒト由来の酵素であることにより、免疫原性の問題を解消できる。即ち、本発明の未分化細胞特異的なプロモーターを有するウイルスベクターは、分化処理前の全ての幹細胞に導入することで、分化処理後の残存未分化細胞を特異的かつ網羅的に標識／殺傷することができることから、再生医療において未分化細胞が残存することによる腫瘍化の問題を解決することができる。
ベクター構築の概略図である。リコンビネーションカセット（ＲＣ）を含むｌｅｎｔｉｖｉｒｕｓ　ｖｅｃｔｏｒ　ｐｌａｓｍｉｄ（ｐＬｅｎｔＩ６－ＲＣ）に、制限酵素を用いたクローニングおよびＩｎ－Ｆｕｓｉｏｎ（登録商標）クローニングで作製した“蛍光タンパク質＋自殺遺伝子”カセットを導入して「ｐＬｅｎｔｉ６－ＲＣ－蛍光タンパク質－２Ａ－自殺遺伝子」を作成した。Ｐｒｏｍｏｔｅｒ部分の組み換えはＧａｔａｗａｙ（登録商標）クローニングを用いて、Ｓｈｕｔｔｌｅ　ｖｅｃｔｏｒ　ｐｌａｓｍｉｄにサブクローニングしたプロモーター（“Ｐｒｏｍｏｔｅｒ”カセット）をｐＬｅｎｔｉ６－ＲＣ－蛍光タンパク質－２Ａ－自殺遺伝子のＲＣ部分に挿入し、プラスミド「ｐＬｅｎｔｉ６－Ｐｒｏｍｏｔｅｒ－蛍光タンパク質－２Ａ－自殺遺伝子」を完成させた。 ｐＬｅｎｔｉ６－ＲＣの構成とＰｒｏｍｏｔｅｒ挿入の概略図である。Ａ．ＲＣを含むＬｅｎｔｉｖｉｒｕｓ　ｖｅｃｔｏｒ　ｐｌａｓｍｉｄ（ｐＬｅｎｔｉ６－ＲＣ）の構成を示す。Ｂ．ＬＲコロナーゼを使用したプロモーターカセットの挿入を示す。ｐＬｅｎｔｉ６－ＲＣと、遺伝子組み換え用のＳｈｕｔｔｌｅ　ｖｅｃｔｏｒ　ｐｌａｓｍｉｄには相同なａｔｔ配列が含まれる。目的のＰｒｏｍｏｔｅｒをクローニングしたＳｈｕｔｔｌｅ　ｖｅｃｔｏｒ　ｐｌａｓｍｉｄとｐＬｅｎｔｉ６－ＲＣと組換え酵素であるＬＲ　ｃｌｏｎａｓｅで反応させ、ｐＬｅｎｔｉベクターにプロモーター配列を組み込む。 ＰＣＲによる制限酵素付加およびｐＧＥＭ－Ｔｅａｓｙ　ｖｅｃｔｏｒへのクローニングを示す模式図である。ベクター構築に利用する蛍光タンパク質遺伝子（ｍＫａｔｅ２：Ａ，Ｖｅｎｕｓ：Ｂ）と自殺遺伝子（ｈｕｍａｎ－ｔｍｐｋ：Ｃ，ＨＳＶ－ｔｋ：Ｄ）をサブクローニングし、ｐＧＥＭ－Ｔｅａｓｙ　Ｃｌｏｎｉｎｇ　ｖｅｃｔｏｒへＴＡクローニングした。各遺伝子には図に示した制限酵素配列を付加した。 蛍光タンパク質遺伝子のｐＦｌａｇ－ＣＭＶ－２Ａベクターへのクローニングを示す模式図である。ｐＧＥＭ－ＴｅａｓｙにサブクローンしたｍＫａｔｅ２（Ａ）およびＶｅｎｕｓ（Ｂ）を制限酵素で切り出し、ＮｏｔＩ／ＢｇｌＩＩで切断したｐＦｌａｇ－ＣＭＶ－２ＡのＣＭＶと２Ａの間に挿入した。 “蛍光タンパク質＋自殺遺伝子”発現カセットの作製の模式図を示す。ｐＧＥＭ－Ｔｅａｓｙにサブクローンしたｈｕｍａｎ－ｔｍｐｋおよびＨＳＶ－ｔｋを制限酵素で切り出し（Ａ）、ＢａｍＨＩおよびＢｓｔＸＩ（平滑末端化）で切断したｐＦｌａｇ－ＣＭＶ－蛍光タンパク質－２Ａに挿入した（Ｂ）。完成したプラスミドの概略をＣに示す。 “蛍光タンパク質＋自殺遺伝子”発現カセットのｐＬｅｎｔｉ６－ＲＣ　ｐｌａｓｍｉｄへの挿入を示す模式図である。図２に示したＲＣを含むｐＬｅｎｔｉ６－ＲＣ（Ａ）に、図５に示した２種類の“蛍光タンパク質＋自殺遺伝子”発現カセット（Ｂ）をＡｇｅＩおよびＫｐｎＩサイトに挿入した（Ｃ）。 “蛍光タンパク質＋自殺遺伝子”発現カセットのｐＬｅｎｔｉ６－ＲＣ　ｐｌａｓｍｉｄへの挿入を示す模式図である。図２に示したＲＣを含むｐＬｅｎｔｉ６－ＲＣ（Ａ）に、図５に示した２種類の“蛍光タンパク質＋自殺遺伝子”発現カセット（Ｂ）をＡｇｅＩおよびＫｐｎＩサイトに挿入した（Ｃ）。 “ｉＣａｓｐａｓｅ＋蛍光タンパク質”発現カセットを持つｐＬｅｎｔｉ６－ＲＣの作製を示す模式図である。ｐＬｅｎｔｉ６－ＲＣをベクターとし、ＲＣの下流にｉＣａｓｐａｓｅ９－２Ａと蛍光タンパク質遺伝子が挿入できるよう両末端に１５ＰＢの相同配列を付加したプライマーを設計しＰＣＲを行った。これらをそれぞれ合わせ、ＩＮ－ＦＵＳＩＯＮ酵素で反応させることで、クローニングを行った。 サブクローニングした蛍光タンパク質の発現を確認した写真を示す。ｐＦｌａｇ－ＣＭＶ－２Ａに挿入したｍＫａｔｅ２（Ａ）、及びＶｅｎｕｓ（Ｂ）の発現を確認した。作製したプラスミドをＨＥＫ２９３細胞に導入し、４８時間後に蛍光顕微鏡で確認した写真である。 “蛍光タンパク質＋自殺遺伝子”カセットの発現を確認した写真を示す。図２Ｂに示すプラスミドをＨＥＫ２９３細胞に導入し、４８時間後より３日間、ＧＣＶを０、０．０１、０．１、１、１０、１００ｍｇ／ｍＬの濃度に振り分けて投与した。ＨＳＶ－ｔｋを持つプラスミドを導入した細胞を蛍光顕微鏡で観察し、ｍＫａｔｅ２（赤色）及びＶｅｎｕｓ（緑色）の蛍光発現をＧＣＶ投与後経時的に確認した。 図１０Ａの細胞についてＧＣＶ投与後の細胞生存数をカウントした結果を示す。縦軸の数値は薬剤０ｍｇ／ｍＬの細胞生存数を１００としたときの割合（％）で示す。 “蛍光タンパク質＋自殺遺伝子”カセットの発現を確認した写真を示す。図２Ｂに示すプラスミドをＨＥＫ２９３細胞に導入し、４８時間後より３日間、ＡＺＴを０、０．１、１、１０、１００、１０００ｎｍの濃度に振り分けて投与した。ｈｕｍａｎ－ｔｍｐｋを持つプラスミドを導入した細胞を蛍光顕微鏡で観察し、ｍＫａｔｅ２（赤色）及びＶｅｎｕｓ（緑色）の蛍光発現をＡＺＴ投与後経時的に確認した。 図１０Ｃの細胞についてＡＺＴ投与後の細胞生存数をカウントした結果を示す。縦軸の数値は薬剤０ｎｍの細胞生存数を１００としたときの割合（％）で示す。 ＫｈＥＳ１細胞におけるＨＳＶ－ｔｋ導入後のＧＣＶ感受性を示す写真である。ＫｈＥＳ１細胞にＡｄ．ＣＡＧ－ＨＳＶ－ｔｋをＭＯＩ＝１０で感染後、ＧＣＶの投与の有無による細胞傷害効果の差を経時的に観察した。左はＧＣＶ非投与群、右はＧＣＶ投与群を表す。 ＢＪ細胞におけるＨＳＶ－ｔｋ導入後のＧＣＶ感受性を示す写真である。ＢＪ細胞にＡｄ．ＣＡＧ－ＨＳＶ－ｔｋをＭＯＩ＝１０で感染後、ＧＣＶの投与の有無による細胞傷害効果の差を経時的に観察した。左はＧＣＶ非投与群、右はＧＣＶ投与群を表す。 ＫｈＥＳ１細胞におけるｈｕｍａｎ－ｔｍｐｋ導入後のＡＺＴ感受性を示す写真である。ＫｈＥＳ１細胞にｐＨＲ’－ｃＰＰＴ－ＥＦ－Ｔｍｐｋ（Ｆ１０５Ｙ）を導入し、２４時間後よりＡＺＴを０，３０，１００，３００ｍｍで投与し、３日後及び４日後の細胞傷害効果を確認した。 ＢＪ細胞におけるｈｕｍａｎ－ｔｍｐｋ導入後のＡＺＴ感受性を示す写真である。ＢＪ細胞にｐＨＲ’－ｃＰＰＴ－ＥＦ－Ｔｍｐｋ（Ｆ１０５Ｙ）を導入し、２４時間後よりＡＺＴを０，３０，１００，３００ｍｍで投与し、３日後及び４日後の細胞傷害効果を確認した。 ＭＫＮ４５細胞におけるｈｕｍａｎ－ｔｍｐｋ導入後のＡＺＴ感受性を示す写真である。ＭＫＮ４５にｐＨＲ’－ｃＰＰＴ－ＥＦ－Ｔｍｐｋ（Ｆ１０５Ｙ）を導入し、２４時間後よりＡＺＴを０，３０，１００，３００ｍｍで投与し、３日後及び４日後の細胞傷害効果を確認した。 分取したＨｕｍａｎ　ｔｍｐｋ恒常発現細胞（ＣＤ１９陽性細胞）の確認の結果を示すグラフである。１×１０６個のＫｈＥＳ１細胞をＡｌｅｘａ　Ｆｌｕｏｒ　４８８　ａｎｔｉ－Ｈｕｍａｎ　ＳＳＥＡ４と、ａｎｔｉ－Ｈｕｍａｎ　ＣＤ１９－ＡＰＣの２種類で標識し、フローサイトメーターによりＳＳＥＡ４／ＣＤ１９両陽性細胞の割合を解析した。 分取したＨｕｍａｎ　ｔｍｐｋ恒常発現細胞（ＣＤ１９陽性細胞）の確認の結果を示すグラフである。１×１０６個のＫｈＥＳ１をａｎｔｉ－Ｈｕｍａｎ　ＣＤ１９－ＡＰＣで標識し、フローサイトメーターによりＣＤ１９陽性細胞の割合を解析した。左は分取前、右は分取後の解析結果を示す。 分取したＨｕｍａｎ　ｔｍｐｋ恒常発現細胞（ＣＤ１９陽性細胞）の確認の結果を示すグラフである。１×１０６個のＪｕｒｋａｔをａｎｔｉ－Ｈｕｍａｎ　ＣＤ１９－ＡＰＣで標識し、フローサイトメーターによりＣＤ１９陽性細胞の割合を解析した。左は分取前、右は分取後の解析結果を示す。 分取したＨｕｍａｎ　ｔｍｐｋ恒常発現細胞（ＣＤ１９陽性細胞）の確認の結果を示すグラフである。１×１０６個のＭＫＮ４５をａｎｔｉ－Ｈｕｍａｎ　ＣＤ１９－ＡＰＣで標識し、フローサイトメーターによりＣＤ１９陽性細胞の割合を解析した。左は分取前、右は分取後の解析結果を示す。 ｈｕｍａｎ－ｔｍｐｋ恒常発現Ｊｕｒｋａｔ細胞における薬剤感受性を確認した結果を示す写真である。分取したｈｕｍａｎ－ｔｍｐｋ恒常発現細胞（ｔｍｐｋ）と非感染細胞（ｎｅｇａｔｉｖｅ　ｃｏｎｔｒｏｌ：ＮＣ）と共に１ｗｅｌｌあたり１×１０５個の細胞を２４ｗｅｌｌ　ｐｌａｔｅに播種し、翌日より３日間、ｔｍｐｋ及びＮＣ両群にＡＺＴを０，０．１，１，１０，１００，１０００ｍｍでそれぞれ投与した。Ｊｕｒｋａｔにおける、ＡＺＴ処理三日後の細胞の様子を示す。左はｔｍｐｋ恒常発現細胞群、右はＮＣ群。 ｈｕｍａｎ－ｔｍｐｋ恒常発現ＭＫＮ細胞における薬剤感受性を確認した結果を示す写真である。分取したｈｕｍａｎ－ｔｍｐｋ恒常発現細胞（ｔｍｐｋ）と非感染細胞（ＮＣ）と共に１ｗｅｌｌあたり１×１０５個の細胞を２４ｗｅｌｌ　ｐｌａｔｅに播種し、翌日より３日間、ｔｍｐｋ及びＮＣ両群にＡＺＴを０，０．１，１，１０，１００，１０００ｍｍでそれぞれ投与した。ＭＫＮにおける、ＡＺＴ処理三日後の細胞の様子を示す。左はｔｍｐｋ恒常発現細胞群、右はＮＣ群。 図１４Ａの実験の投与三日後のＪｕｒｋａｔ細胞の生存細胞数を細胞カウントにより測定した結果を示すグラフである。数値は薬剤０ｍｇ／ｍＬの細胞生存数を１００としたときの割合（％）で示す。 図１４Ｂの実験の投与三日後のＭＫＮ４５細胞の生存細胞数を細胞カウントにより測定した結果を示すグラフである。数値は薬剤０ｍｇ／ｍＬの細胞生存数を１００としたときの割合（％）で示す。 Ａ：未分化特異的プロモーターの候補であるｓｕｒｖｉｖｉｎプロモーター部分を、既に作製済みであったｐＧＥＭＴ－ｅａｓｙ－ｓｕｒｖｉｖｉｎよりＮｏｔＩで切り出した後平滑末端化処理を行い、ｐＥＮＴＲ－ｖｅｃｔｏｒにサブクローニングしてｐＥＮＴＲ－ｓｕｒｖｉｖｉｎを構築した。Ｂ：未分化特異的プロモーターの候補であるｔｅｒｔプロモーター部分を、既に作製済みであったｐＧＥＭＴ－ＥＡＳＹ－ｔｅｒｔよりＭｌｕＩ／ＢｇｌＩＩで切り出した後平滑末端化処理を行い、ｐＥＮＴＲ－ｖｅｃｔｏｒにサブクローニングしてｐＥＮＴＲ－Ｔｅｒｔを構築した。Ｃ：未分化特異的プロモーターの候補であるＲｅｘ１プロモーター部分を、既に作製済みであったｐＧＥＭＴ－ｅａｓｙ－Ｒｅｘ１よりＭｕｎＩ／ＮｈｅＩで切り出した後平滑末端化処理を行い、ｐＥＮＴＲ－ｖｅｃｔｏｒにサブクローニングしてｐＥＮＴＲ－Ｒｅｘ１を構築した。Ｄ：未分化特異的プロモーターの候補であるＮａｎｏｇプロモーターは、マウスＥＳ細胞（ｍＥＳ）よりゲノムＤＮＡ抽出したものを材料とし、Ｎａｎｏｇプロモーター領域の５’側にｐＥＮＴＲ－ｖｅｃｔｏｒクローニング用の突出末端としてＣＡＣＣを付加したプライマー、及び３’側のプライマーを作製してＰＣＲ法により増幅した後、ｐＥＮＴＲ－ｖｅｃｔｏｒにサブクローニングしてｐＥＮＴＲ－Ｎａｎｏｇを構築した。Ｅ：恒常性プロモーターの候補であるＣＡＧプロモーター部分を、既に作製済みであったｐＣＸ－ＥＧＦＰよりＳａｌＩ／ＥｃｏＲＩで切り出した後平滑末端化処理を行い、ｐＥＮＴＲ－ｖｅｃｔｏｒにサブクローニングしてｐＥＮＴＲ－ＣＡＧを構築した。Ｆ：恒常性プロモーターの候補であるＰＧＫプロモーターは、５’側にｐＥＮＴＲ－ｖｅｃｔｏｒクローニング用の突出末端としてＣＡＣＣを付加したプライマー、及び３’側にＰｓｔＩサイトを付加したプライマーを作製してＰＣＲ法により増幅した後、ｐＥＮＴＲ－ｖｅｃｔｏｒにクローニングしてｐＥＮＴＲ－ＰＧＫを構築した。 図７で示したプラスミドのうち、ｐＬｅｎｔｉ６－ＲＣ－Ｖｅｎｕｓ－２Ａ－ＨＳＶ－ｔｋのＲＣ部分に、リコンビネーションにより各種プロモーターを挿入した。未分化特異的プロモーターとしてｓｕｒｖｉｖｉｎ，ｔｅｒｔ，Ｒｅｘ１，Ｎａｎｏｇを、またコントロールとして恒常性プロモーターのＣＡＧ，ＰＧＫをそれぞれ挿入した。 図７で示したプラスミドのうち、ｐＬｅｎｔｉ６－ＲＣ－Ｖｅｎｕｓ－２Ａ－ｈｕｍａｎ－ｔｍｐｋのＲＣ部分に、リコンビネーションにより各種プロモーターを挿入した。未分化特異的プロモーターとしてｓｕｒｖｉｖｉｎ，ｔｅｒｔ，Ｒｅｘ１，Ｎａｎｏｇを、またコントロールとして恒常性プロモーターのＣＡＧ，ＰＧＫをそれぞれ挿入したものを作製した。 ｓｕｒｖｉｖｉｎ－Ｖｅｎｕｓ－２Ａ－ＨＳＶ－ｔｋを有するレンチウイルスベクターをＫｈＥＳ１細胞に感染した細胞におけるＶｅｎｕｓの発現を確認した写真である。左からＧＣＶ処理１，４，７日後の細胞の様子を表す。 ＣＡＧ－Ｖｅｎｕｓ－２Ａ－ＨＳＶ－ｔｋを有するレンチウイルスベクターをＫｈＥＳ１細胞に感染した細胞におけるＶｅｎｕｓの発現を確認した写真である。左からＧＣＶ処理１，４，７日後の細胞の様子を表す。 ＨＳＶ－ｔｋを持たないｓｕｒｖｉｖｉｎ－Ｖｅｎｕｓ－２Ａ－ｐｕｒｏｍｙｃｉｎを有するレンチウイルスベクターをＫｈＥＳ１細胞に感染した細胞におけるＶｅｎｕｓの発現を確認した写真である。左からＧＣＶ処理１，４，７日後の細胞の様子を表す。 レンチウイルスベクター非感染ＫｈＥＳ１細胞（Ｎｏ　ｖｉｒｕｓ）に感染した細胞の写真である。左からＧＣＶ処理１，４，７日後の細胞の様子を表す。 ｓｕｒｖｉｖｉｎ－Ｖｅｎｕｓ－２Ａ－ＨＳＶ－ｔｋを有するレンチウイルスベクターをＤ３細胞に感染した細胞におけるＶｅｎｕｓの発現を確認した写真である。左からＧＣＶ処理１，４日後の細胞の様子を表す。 ＣＡＧ－Ｖｅｎｕｓ－２Ａ－ＨＳＶ－ｔｋを有するレンチウイルスベクターをＤ３細胞に感染した細胞におけるＶｅｎｕｓの発現を確認した写真である。左からＧＣＶ処理１，４日後の細胞の様子を表す。 ＨＳＶ－ｔｋを持たないｓｕｒｖｉｖｉｎ－Ｖｅｎｕｓ－２Ａ－ｐｕｒｏｍｙｃｉｎを有するレンチウイルスベクターをＤ３細胞に感染した細胞におけるＶｅｎｕｓの発現を確認した写真である。左からＧＣＶ処理１，４日後の細胞の様子を表す。 レンチウイルスベクター非感染Ｄ３細胞（Ｎｏ　ｖｉｒｕｓ）における写真である。左からＧＣＶ処理１，４日後の細胞の様子を表す。 図１８Ａ－Ｄに示した細胞のＧＣＶ処理７日後に、各細胞の細胞生存率をＷＳＴ－８　Ａｓｓａｙにより測定した結果である。各群は左からｓｕｒｖｉｖｉｎ－Ｖｅｎｕｓ－２Ａ－ＨＳＶ－ｔｋ、ＣＡＧ－Ｖｅｎｕｓ－２Ａ－ＨＳＶ－ｔｋ、ｓｕｒｖｉｖｉｎ－Ｖｅｎｕｓ－２Ａ－ｐｕｒｏｍｙｃｉｎ、非感染のＤ３細胞の各ＧＣＶ濃度投与後の生存率を示す。 ｓｕｒｖｉｖｉｎ－Ｖｅｎｕｓ－２Ａ－ＨＳＶ－ｔｋを有するレンチウイルスベクターをＫｈＥＳ１細胞に感染し、分化誘導処理後におけるＶｅｎｕｓの発現を確認した写真である。左からＧＣＶ処理１，４日後の細胞の様子を表す。 ＣＡＧ－Ｖｅｎｕｓ－２Ａ－ＨＳＶ－ｔｋを有するレンチウイルスベクターをＫｈＥＳ１細胞に感染し、分化誘導処理後におけるＶｅｎｕｓの発現を確認した写真である。左からＧＣＶ処理１，４日後日後の細胞の様子を表す。 ＨＳＶ－ｔｋを持たないｓｕｒｖｉｖｉｎ－Ｖｅｎｕｓ－２Ａ－ｐｕｒｏｍｙｃｉｎを有するレンチウイルスベクターをＫｈＥＳ１細胞に感染し、分化誘導処理後におけるＶｅｎｕｓの発現を確認した写真である。左からＧＣＶ処理１，４日後の細胞の様子を表す。 レンチウイルスベクター非感染ＫｈＥＳ１細胞（Ｎｏ　ｖｉｒｕｓ）の、分化誘導処理後における写真である。左からＧＣＶ処理１，４日後の細胞の様子を表す。 図１８Ａ－Ｄに示した細胞のＧＣＶ処理７日後に、各細胞の細胞生存率をＷＳＴ－８　Ａｓｓａｙにより測定した結果である。各群は左からｓｕｒｖｉｖｉｎ－Ｖｅｎｕｓ－２Ａ－ＨＳＶ－ｔｋ、ＣＡＧ－Ｖｅｎｕｓ－２Ａ－ＨＳＶ－ｔｋ、ｓｕｒｖｉｖｉｎ－Ｖｅｎｕｓ－２Ａ－ｐｕｒｏｍｙｃｉｎ、非感染のＫｈＥＳ１細胞の各ＧＣＶ濃度投与後の生存率を示す。 図１７で使用した各レンチウイルスベクター感染未分化ＫｈＥＳ１細胞が分化多能性を保持しているかについて確認するために、細胞を免疫不全マウス（ＮＯＤ－Ｓｃｉｄ　ｍｏｕｓｅ）に皮下移植してテラトーマ形成実験を行った。得られたテラトーマ切片のヘマトキシリンーエオジン（ＨＥ）染色像を示す。（Ａ）～（Ｃ）ｓｕｒｖｉｖｉｎ－Ｖｅｎｕｓ－２Ａ－ＨＳＶ－ｔｋ感染ＫｈＥＳ１細胞で、矢印の部分はそれぞれ（Ａ）消化管細胞（内胚葉）、（Ｂ）筋細胞・脂肪細胞（破線）（中胚葉）（Ｃ）神経細胞（外肺葉）を示し、レンチウイルス非感染細胞と同様に三胚葉への分化能を維持していることを確認した。（Ｄ）～（Ｆ）ＣＡＧ－Ｖｅｎｕｓ－２Ａ－ＨＳＶ－ｔｋを感染させたＫｈＥＳ１細胞で、矢印の部分はそれぞれ（Ｄ）消化管細胞（内胚葉）、（Ｅ）軟骨（中胚葉）（Ｃ）神経細胞（外肺葉）を示し、レンチウイルス非感染細胞と同様に三胚葉への分化能を維持していることを確認した。
１．本発明のベクターの製造
　本発明のベクターは、標識遺伝子と殺傷遺伝子とが、一つのプロモーターにより前記２つの遺伝子を同時に発現させることが可能な配列を介して結合した核酸配列、及び、プロモーター領域を含むリコンビネーションカセットを有するウイルスベクターであって、該プロモーター領域が、該標識遺伝子及び該殺傷遺伝子を発現可能に連結されているウイルスベクターを当業者周知の遺伝子組み換え技術を用いて作製することにより得ることができる。
２．プロモーターの導入
　本発明のウイルスベクターは、リコンビネーション法を用いて任意の被験プロモーター領域、又は目的のプロモーター領域を組み込むことができる。リコンビネーションによる遺伝子導入は、ベクター中のリコンビネーションカセットに使用した遺伝子配列に対応するシャトルベクター及びリコンビナーゼを用いることにより、当業者周知の方法を用いて実施することができる。
３．未分化細胞特異的標識／殺傷方法
　一態様において、未分化細胞特異的なプロモーター領域を用いることによって本発明のウイルスベクターは、分化処理後に残存する未分化細胞を特異的に標識し、かつ／又は殺傷する方法に使用することができる。なお、以下の全ての方法において、「対象の細胞」とは、幹細胞（例えば、分化処理前の幹細胞、分化処理中の幹細胞など）、又は幹細胞を分化処理した後の細胞であってもよい。例えば、本発明の方法において本発明のウイルスベクターを感染させる「対象の細胞」とは、本発明のベクターを感染させる標的細胞を意味し、分化誘導処理後に未分化細胞として残存又は発生した場合に除去又は検出することを意図する細胞であれば分化誘導の前後を問わない。また、対象の細胞が、分化処理前の幹細胞又は分化処理中の幹細胞の場合、本発明のウイルスベクターが感染した細胞の分化を誘導する分化処理ステップを含んでいてもよい。また、以下の全ての方法において、「分化処理された細胞」又は「分化処理後の細胞」とは、幹細胞に分化処理を施すことにより得られた細胞を意味する。また、以下の全ての方法において、「未分化細胞特異的標識／殺傷遺伝子発現ベクター」とは、上述の本発明のベクターを意味し、具体的には、標識遺伝子と殺傷遺伝子とが、一つのプロモーターにより前記２つの遺伝子を同時に発現させることが可能な配列を介して結合した核酸配列、及び、未分化細胞特異的プロモーターを含むリコンビネーションカセットを有するウイルスベクターであって、該プロモーター領域が、該標識遺伝子及び該殺傷遺伝子を発現可能に連結されているウイルスベクターを意味する。
３．１　未分化細胞特異的標識方法
　例えば、未分化細胞特異的なプロモーター領域を有する本発明のウイルスベクターは、幹細胞を分化処理した後に残存する又は発生した未分化細胞を特異的に標識する目的で用いることができる。
　よって、一態様において、本発明は、未分化細胞を特異的に標識することにより、分化処理した後の細胞に未分化細胞が残存しているか否かを判定する方法に関する。具体的には、本発明は、Ａ）未分化細胞特異的標識／殺傷遺伝子発現ベクターを対象の細胞に感染させるステップ、Ｂ）分化処理後の前記細胞中の前記標識遺伝子の発現産物を検出するステップ、及び、Ｃ）前記標識遺伝子の発現産物が検出された場合には、未分化細胞が存在すると判定するステップを備える、分化処理後の細胞における未分化細胞の有無を判定する方法に関する。
　前記方法は、既に本発明のベクターが導入された幹細胞を分化誘導処理した細胞、又は、幹細胞を分化誘導処理して本発明のベクターを導入した細胞を用いることにより、感染ステップを含んでいなくても良い。即ち、本発明は、Ａ）未分化細胞特異的標識／殺傷遺伝子発現ベクターが導入された分化処理後の細胞中の前記標識遺伝子の発現産物を検出するステップ、及び、Ｂ）前記標識遺伝子の発現産物が検出された場合には、未分化細胞が存在すると判定するステップを備える、分化処理後の細胞における未分化細胞の有無を判定する方法であってもよい。
　あるいは、本発明の方法は、単に未分化細胞の有無を判定する代わりに、細胞集団に含まれる標識遺伝子のレベル（量）を指標として、未分化細胞の含有量又は含有割合を決定する方法であっても良い。具体的には、本発明の方法は、Ａ）未分化細胞特異的標識／殺傷遺伝子発現ベクターを対象の細胞に感染させるステップ、Ｂ）分化処理後の前記細胞中における、前記標識遺伝子の発現産物のレベルを測定するステップ、及び、Ｃ）測定された前記標識遺伝子の発現産物のレベルから、未分化細胞の量（又は割合）を決定するステップを備える、分化処理後の細胞における未分化細胞の量（又は割合）を決定する方法であって、
ここで、前記標識遺伝子の発現産物のレベルが、未分化細胞の量（又は割合）を示す方法に関する。
　前記方法は、既に本発明のベクターが導入された幹細胞を分化誘導処理した細胞、又は、幹細胞を分化誘導処理して本発明のベクターを導入した細胞を用いることにより、感染ステップを含んでいなくても良い。即ち、本発明は、Ａ）未分化細胞特異的標識／殺傷遺伝子発現ベクターが導入された分化処理後の細胞における前記標識遺伝子の発現産物のレベルを測定するステップ、及び、Ｂ）測定された前記標識遺伝子の発現産物のレベルから、未分化細胞の量（又は割合）を決定するステップを備える、分化処理後の細胞における未分化細胞の量（又は割合）を決定する方法であって、ここで、前記標識遺伝子の発現産物のレベルが、未分化細胞の量（又は割合）を示す方法であってもよい。これらの未分化細胞の量（又は割合）を決定する方法において、「レベル」とは、通常は前記標識遺伝子の発現産物の量を示すが、当該量の指標となる他の値（例えば、測定された蛍光強度等）を用いても良い。また、「測定された前記標識遺伝子の発現産物のレベルから、未分化細胞の量（又は割合）を決定する」とは、例えば、予め用意された標準細胞における標識遺伝子の発現産物のレベルと細胞数との検量線から、具体的な想定細胞数を算出することを意味としてもよいし、他のサンプル又は異なる処理経過時間における測定値との比較において、未分化細胞の量（又は割合）の多少又は増減として決定することを意味としても良い。後者の場合、対象との比較において発現産物のレベルが高い場合には未分化細胞の量（又は割合）が多い（高い）又は増加したと判定し、発現産物のレベルが低い場合には未分化細胞の量（又は割合）が少ない（低い）又は減少したと判定することができる。
　別の態様において、本発明においては、未分化細胞のみが特異的に標識化され、分化細胞は標識化されないことから、細胞レベルで分化細胞と未分化細胞を識別可能であることから、本発明は、分化処理された細胞群に含まれる未分化細胞（又は未分化細胞の位置）を同定する方法を含む。具体的には、本発明の方法は、Ａ）未分化細胞特異的標識／殺傷遺伝子発現ベクターを対象の細胞に感染させるステップ、Ｂ）分化処理後の前記細胞中における前記標識遺伝子の発現産物を測定するステップ、及び、Ｃ）前記標識遺伝子が発現している細胞（又は当該細胞の位置）が、未分化細胞（又は未分化細胞が存在する位置）であると同定するステップ、を備える、分化処理後の細胞における未分化細胞（又は未分化細胞の位置）を同定する方法に関する。
　あるいは、本発明は既に本発明のベクターが導入された幹細胞を分化誘導処理した細胞、又は、幹細胞を分化誘導処理して本発明のベクターを導入した細胞における、未分化細胞（又は未分化細胞の位置）を同定する方法であっても良い。即ち、本発明は、Ａ）未分化細胞特異的標識／殺傷遺伝子発現ベクターが導入された分化処理後の細胞中における前記標識遺伝子の発現産物を測定するステップ、及び、Ｂ）前記標識遺伝子が発現している細胞（又は当該細胞の位置）が、未分化細胞（又は未分化細胞が存在する位置）であると同定するステップを備える、分化処理後の細胞における未分化細胞（又は未分化細胞の位置）を同定する方法に関する。これらの未分化細胞（又は未分化細胞の位置）を同定する方法において、前記標識遺伝子の発現産物の測定は、当該発現産物を発現している細胞又は該細胞の位置が特定できる方法により行われる。
　このように本発明によれば、分化細胞と未分化細胞を細胞レベルで識別可能であることから、分化誘導後の細胞集団に含まれる未分化細胞は、細胞数として計数することもできる。よって本発明は、Ａ）未分化細胞特異的標識／殺傷遺伝子発現ベクターを対象の細胞に感染させるステップ、Ｂ）分化処理後の前記細胞中における、前記標識遺伝子が発現している細胞数を計数するステップ、及び、Ｃ）前記標識遺伝子が発現している細胞数が未分化細胞の数であると決定するステップを備える、分化処理後の細胞中における未分化細胞の数を決定する方法に関する。
　あるいは、本発明は既に本発明のベクターが導入された幹細胞を分化誘導処理した細胞、又は、幹細胞を分化誘導処理して本発明のベクターを導入した細胞における、未分化細胞数を決定する方法であっても良い。即ち、本発明は、Ａ）未分化細胞特異的標識／殺傷遺伝子発現ベクターが感染した細胞であって、分化処理後の細胞中における、前記標識遺伝子が発現している細胞の数を計数するステップ、及び、Ｂ）前記標識遺伝子が発現している細胞数が未分化細胞の数であると決定するステップを備える、分化処理後の細胞中における未分化細胞の数を決定する方法に関する。これらの分化誘導後の細胞集団に含まれる未分化細胞数の決定方法は、計数する対象を所定の細胞数の細胞、所定の培養領域、又は、所定の培養量とすることにより、所定の細胞数当たりの未分化細胞数、所定の培養領域当たりの未分化細胞数、又は、所定の培養量当たりの未分化細胞数として決定しても良い。
　上述の未分化細胞の存在、存在量若しくは細胞数の決定方法、又は同定方法は、経時的に行うことにより、細胞品質のモニタリング方法として利用することもできる。例えば、本発明は、
Ａ）分化処理された細胞又は分化処理中の細胞であって、該細胞が未分化細胞特異的標識／殺傷遺伝子発現ベクターが導入され、分化誘導処理された細胞における、前記標識遺伝子の発現産物を検出するステップ、及び、
Ｂ）前記標識遺伝子の発現産物が検出された場合には、未分化細胞が残存又は発生していると判定するステップを備える、幹細胞の分化処理後の未分化細胞のモニタリング方法を含む。
　また、本発明のモニタリング方法は、２以上の時点においてこれらの方法を実施し、過去の値と比較することで未分化細胞の増減又は発生の経時的変化を確認することができる。特に、本発明の標識遺伝子が非侵襲的に検出可能である場合、該モニタリングは細胞を培養しながら、又は、細胞を生体内に移植後もリアルタイムでモニタリングすることができる。よって、本発明の方法は、Ａ）分化処理された細胞又は分化処理中の細胞であって、該細胞が未分化細胞特異的標識／殺傷遺伝子発現ベクターが導入された細胞における、前記標識遺伝子の発現産物を検出し、レベルを測定し、同定し、又は、測定するステップ、Ｂ）前記Ａ）とは異なる時間において前記Ａ）のステップを実施するステップ、Ｃ）前記Ａ）で決定された結果と比較した前記Ｂ）で決定された結果が前記標識遺伝子の発現産物が検出又は増加することを意味する場合には、未分化細胞が発生又は増加していると判定し、あるいは、前記Ａ）で決定された結果と比較した前記Ｂ）で決定された結果が前記標識遺伝子の発現産物が同程度であることを意味する場合には未分化細胞が残存している判定するステップを備える、分化処理後又は分化処理中の細胞における未分化細胞残存又は発生の有無のモニタリング方法に関する。
　本発明は更に、分化処理後の細胞を体内に移植した後に発生する未分化細胞をモニタリングする方法を含む。具体的には、本発明は、Ａ）分化処理された細胞であって、該細胞が未分化細胞特異的標識／殺傷遺伝子発現ベクターが導入された細胞（以下、「移植細胞」という）を移植された患者における、前記標識遺伝子の発現産物を検出し、レベルを測定し、同定し、又は、測定するステップ、Ｂ）前記ステップにより決定された結果が前記標識遺伝子の発現産物が検出又は増加することを意味する場合には、未分化細胞が発生又は増加していると判定するステップを備える、移植細胞中における未分化細胞残存又は発生の有無のモニタリング方法に関する。なお、これらのモニタリング方法において、「決定された結果が前記標識遺伝子の発現産物が検出又は増加することを意味する」か否かは、上述の未分化細胞の存在、存在量若しくは細胞数の決定方法、又は同定方法に従って決定することができる。
３．２　未分化細胞特異的標識／殺傷方法
　別の態様において、未分化細胞特異的なプロモーター領域を有する本発明のウイルスベクターは、分化処理後に残存する未分化細胞を特異的に殺傷する方法に用いることができる。
　具体的には、本発明は、未分化細胞特異的標識／殺傷遺伝子発現ベクターを対象の細胞に感染させるステップ、及び、分化処理後に残存する未分化細胞を殺傷遺伝子により殺傷せしめるステップを備える、分化処理後に残存する又は発生した未分化細胞を殺傷又は除去する方法であってもよい。殺傷遺伝子が薬剤依存性又は誘導性殺傷遺伝子ではない場合、対象の細胞は分化誘導後の細胞である。
　また、殺傷遺伝子として、薬剤依存性殺傷遺伝子（薬剤依存性自殺遺伝子を含む、本明細書全体において同様）を用いる場合、本発明の方法は、薬剤依存性殺傷遺伝子の発現を誘導する薬剤の投与ステップを含む。よって、本発明は、Ａ）標識遺伝子と薬剤依存性殺傷遺伝子とが、一つのプロモーターにより前記２つの遺伝子を同時に発現させることが可能な配列を介して結合した核酸配列、及び、未分化細胞特異的プロモーターを含むリコンビネーションカセットを有するウイルスベクターであって、該プロモーター領域が、該標識遺伝子及び該薬剤依存性殺傷遺伝子を発現可能に連結されているウイルスベクター（以下、本明細書において「未分化細胞特異的標識／薬剤依存性殺傷遺伝子発現ベクター」という）を対象の細胞に感染させるステップ、及びＢ）分化処理後の前記細胞に前記薬剤依存性殺傷遺伝子が毒性を発揮可能な薬剤を投与することにより残存する未分化細胞を薬剤依存性殺傷遺伝子により殺傷せしめるステップを備える、幹細胞の分化処理後に残存する又は発生した未分化細胞を殺傷又は除去する方法であってもよい。このように殺傷遺伝子として薬剤依存性殺傷遺伝子を用いる場合、対象の細胞は分化処理前又は分化処理中の幹細胞であってもよいし、分化処理後の細胞であっても良い。
　あるいは、殺傷遺伝子として薬剤依存性殺傷遺伝子を用いる場合、分化処理後に残存する未分化細胞を特異的に殺傷する方法は、既に本発明のウイルスベクターが導入された分化誘導処理後の細胞に対して、未分化細胞特異的に殺傷する薬剤を投与することにより行うこともできる。即ち、本発明は、分化処理された細胞であって、該細胞が未分化細胞特異的標識／薬剤依存性殺傷遺伝子発現ベクターが導入された細胞に前記薬剤依存性殺傷遺伝子が毒性を発揮可能な薬剤を投与することにより残存する未分化細胞を殺傷遺伝子により殺傷せしめるステップを備える、分化処理後に残存する又は発生した未分化細胞を除去する方法であってもよい。
　別の態様において、本発明の方法は、分化誘導処理後に患者の体内に移植した細胞において残存又は発生した未分化細胞を除去する方法であっても良い。即ち、本発明の方法は、Ａ）幹細胞から分化処理された細胞であって、該細胞が未分化細胞特異的標識／薬剤依存性殺傷遺伝子発現ベクターが導入された細胞（以下、「移植細胞」という）を移植された患者に前記薬剤依存性殺傷遺伝子が毒性を発揮可能な薬剤を投与するステップを備える、移植細胞中に残存し又は移植細胞中で発生した未分化細胞を殺傷又は除去する方法であってもよい。
　薬剤依存性殺傷遺伝子が毒性を発揮可能な薬剤の投与量は、各薬剤依存性殺傷遺伝子の種類に応じて適宜選択することができるが、好ましくは、前記薬剤依存性殺傷遺伝子が毒性を発揮可能な量であり、より好ましくは、前記薬剤依存性殺傷遺伝子が発現している細胞を殺傷可能な量である。
　あるいは、殺傷遺伝子として、誘導性殺傷遺伝子を用いる場合、本発明の方法は、誘導性殺傷遺伝子の発現を誘導する薬剤の投与ステップを含む。よって、本発明は、Ａ）標識遺伝子と誘導性殺傷遺伝子とが、一つのプロモーターにより前記２つの遺伝子を同時に発現させることが可能な配列を介して結合した核酸配列、及び、未分化細胞特異的プロモーターを含むリコンビネーションカセットを有するウイルスベクターであって、該プロモーター領域が、該標識遺伝子及び該薬剤依存性殺傷遺伝子を発現可能に連結されているウイルスベクター（以下、本明細書において「未分化細胞特異的標識／誘導性殺傷遺伝子発現ベクター」という）を対象の細胞に感染させるステップ、及びＢ）分化処理後の前記細胞に前記誘導性殺傷遺伝子が毒性を発揮可能な刺激を付加することにより残存する未分化細胞を誘導性殺傷遺伝子により殺傷せしめるステップを備える、幹細胞の分化処理後に残存する又は発生した未分化細胞を殺傷又は除去する方法であってもよい。このように殺傷遺伝子として誘導性殺傷遺伝子を用いる場合、対象の細胞は分化処理前又は分化処理中の幹細胞であってもよいし、分化処理後の細胞であっても良い。
　あるいは、殺傷遺伝子として誘導性殺傷遺伝子を用いる場合、分化処理後に残存する未分化細胞を特異的に殺傷する方法は、既に本発明のウイルスベクターが導入された分化誘導処理後の細胞に対して、未分化細胞特異的に殺傷する薬剤を投与することにより行うこともできる。即ち、本発明は、分化処理された細胞であって、該細胞が未分化細胞特異的標識／誘導性殺傷遺伝子発現ベクターが導入された細胞に前記誘導性殺傷遺伝子が毒性を発揮可能な薬剤を投与することにより残存する未分化細胞を殺傷遺伝子により殺傷せしめるステップを備える、分化処理後に残存する又は発生した未分化細胞を除去する方法であってもよい。
　前記の各方法（３．１及び３．２に記載の方法、ただし、移植細胞の標識／殺傷方法は除く）は、必要に応じて感染させるステップ（又は、必要に応じて分化処理するステップ）の後に、該細胞を患者の必要な臓器又は組織に移植するステップを含んでよいし、該移植ステップを含まず全ての工程がｉｎ　ｖｉｔｒｏで行われてもよい。よって、上述において「分化処理された細胞」又は「分化処理後の細胞」は、移植前であってもよいし、移植後であってもよい。移植後に薬剤を投与する場合には、通常の医薬品における薬剤の投与方法に準じて行うことができ、例えば、経口投与形態、又は注射剤、点滴剤等の非経口投与形態で投与することができる。薬剤を哺乳動物等に投与する場合、錠剤、散剤、顆粒剤、シロップ剤等として経口投与してもよいし、又は、注射剤、点滴剤として非経口的に投与してもよい。投与量は、移植した細胞の数、組織又は部位、移植からの経過期間、残存し又は発生した未分化細胞の量、患者の年齢、体重及び性別、投与ルート、投与形態、選択した薬剤依存性自殺遺伝子と薬剤の種類等により適宜設定することができ、例えば、通常成人１回当たり５０～５００ｍｇを１～数回に分けて投与することができる。
４．未分化細胞特異的プロモーターのスクリーニング方法
　一態様において、本発明は、本発明のウイルスベクターを用いた、被験プロモーターの未分化細胞における活性を測定する方法に使用することができる。
　例えば、本発明の方法は、
Ａ）未分化細胞特異的標識／殺傷遺伝子発現ベクターのプロモーター領域に被験プロモーターを組み替えて被験プロモーターを有するウイルスベクターを作製するステップ、
Ｂ）被験プロモーターを有するウイルスベクターを対象の細胞に感染させるステップ、
Ｃ）分化誘導処理後の前記細胞における前記標識遺伝子の発現を検出するステップ、
Ｄ）分化誘導処理後の前記細胞が未分化細胞であるか、分化細胞であるかを識別するステップ、及び
Ｅ）被験プロモーターが未分化細胞に特異的であるか否かを判定するステップを備える、未分化細胞特異的プロモーターのスクリーニング方法であって、
　ここで、該判定が、未分化細胞として識別された細胞において前記標識遺伝子の発現が検出される割合が高く、かつ、分化細胞として識別された細胞において前記標識遺伝子の発現が検出される割合が低い場合、該被験プロモーターは未分化細胞に特異的であると判定することにより行われる方法に関する。
　前記スクリーニング方法は、例えば、以下の方法であってもよい：
Ａ）未分化細胞特異的標識／殺傷遺伝子発現ベクターのプロモーター部分に被験プロモーターを組み替えて被験プロモーターを有するウイルスベクターを作製するステップ、
Ｂ）被験プロモーターを有するウイルスベクターを未分化細胞（例えば、ＥＳ細胞又はｉＰＳ細胞）に感染させるステップ、
Ｃ）前記未分化細胞を分化させるステップ、
Ｄ）分化誘導処理後の各細胞における前記標識遺伝子の発現を検出するステップ、
Ｅ）分化誘導処理後の各細胞が未分化細胞であるか、分化細胞であるかを識別するステップ、及び
Ｆ）被験プロモーターが未分化細胞に特異的であるか否かを判定するステップを備える、未分化細胞特異的プロモーターのスクリーニング方法であって、
　ここで、該判定が、未分化細胞として識別された細胞において前記標識遺伝子の発現が検出される割合が高く、かつ、分化細胞として識別された細胞において前記標識遺伝子の発現が検出される割合が低い場合、該被験プロモーターは未分化細胞に特異的であると判定することにより行われる方法に関する。
　前記方法において、分化誘導処理後の各細胞が未分化細胞であるか、分化細胞であるかを識別するステップは、アルカリフォスファターゼ染色、ＳＳＥＡ３染色、ＳＳＥＡ４染色、Ｔｒａ－１－６０染色、及び／又はＴｒａ－１－８１染色に陽性を示す細胞；Ｏｃｔ３／４、Ｎａｎｏｇ、Ｓｏｘ２、Ｃｒｉｐｔｏ、Ｄａｘ１、ＥＲａｓ、Ｆｇｆ４、Ｅｓｇ１、Ｒｅｘ１、ｚｆｐ２９６、ＵＴＦ１、ＧＤＦ３、Ｓａｌｌ４、Ｔｂｘ３、Ｔｃｆ３、ＤＮＭＴ３Ｌ、及び／又はＤＮＭＴ３Ｂ遺伝子を発現している細胞；ｍｉＲ－２９０、及び／又はｍｉＲ－３０２を発現している細胞を未分化細胞とし、該染色に陰性を示す細胞又は該遺伝子を発現していない細胞を分化細胞として識別することにより行うことができる。
　本発明のスクリーニング方法において、未分化細胞として識別された細胞において前記標識遺伝子の発現が検出される「割合が高く」分化細胞として識別された細胞において前記標識遺伝子の発現が検出される「割合が低い」か否かは、分化細胞と未分化細胞における前期標識遺伝子の発現レベルを比較し、未分化細胞における前期標識遺伝子の発現レベルが分化細胞における前期標識遺伝子の発現レベルよりも高いことを意味する。具体的には、未分化細胞における前期標識遺伝子の発現レベルが分化細胞における前期標識遺伝子の発現レベルよりも統計学的有意差をもって高い場合に、未分化細胞として識別された細胞において前記標識遺伝子の発現が検出される「割合が高く」分化細胞として識別された細胞において前記標識遺伝子の発現が検出される「割合が低い」と判定することができる。
５．本発明のベクターの感染
　上述の本発明の方法において、本発明のウイルスベクターは分化処理前又は分化処理中の幹細胞（例えば、ＥＳ細胞又はｉＰＳ細胞等の多能性幹細胞）、あるいは分化処理後の細胞に感染させることができる。本発明のベクターの細胞毒性が薬剤依存性である場合、プロモーター活性を発揮する細胞であっても薬剤不添加の条件下では本発明のベクターが細胞毒性を発揮することはない。そのため、導入ベクターの細胞毒性による分化処理前の幹細胞への障害を理由として分化処理ステップと感染ステップの前後関係が制限されることない。よって、本発明のベクターのこのような特徴は、全ての対象の細胞への感染を確実とするために最適なタイミングで感染の時期を選択することを可能とする。例えば、感染は、ｉｎ　ｖｉｔｒｏで分化処理の前に行われる。あるいは、本発明のウイルスベクターは、幹細胞の分化処理後に感染させてもよい。好ましくは、本発明のウイルスベクターは、分化処理前に感染させる。また、本発明の方法が移植ステップを含む場合、全ての対象の細胞への感染を確実とするため、感染は移植の前に行われる。感染は、使用するウイルスベクターの種類及び性質に応じて、適宜ウイルスベクター数や感染期間を選択し、当業者周知の方法を用いて実施することができる。例えば、感染はＭＯＩ１～１０００の範囲で行うことができ、好ましくは、ＭＯＩ１０～１００の範囲で行うことができる。
６．分化処理ステップ
　よって、例えば、本発明の方法は、標識遺伝子と薬剤依存性自殺遺伝子とが２Ａ配列を介して結合した核酸配列、及び、未分化細胞特異的プロモーター領域を含むリコンビネーションカセットを有するウイルスベクターであって、該プロモーター領域が、該標識遺伝子及び該薬剤依存性自殺遺伝子を発現可能に連結されているウイルスベクターを未分化細胞（例えば、ＥＳ細胞又はｉＰＳ細胞等の多能性幹細胞）に感染させることにより行われる感染ステップの前、後、又は該感染ステップと同時に、更に、前記未分化細胞を分化細胞へと誘導させるステップ（分化処理ステップ）を含んでいてもよい。細胞の分化誘導処理は、未分化細胞に分化誘導のための分化誘導物質を接触させ、適切な培養条件により培養することにより行うことができる。分化誘導処理のための各種培養条件、及び培養方法が報告されており、使用する細胞及び分化させようとする細胞の種類に応じて適宜選択することができる。
７．標識遺伝子の検出、同定、測定
　前記標識遺伝子の発現産物の検出、同定、又はレベルの測定方法は、使用する標識遺伝子に応じて適宜選択することができる。例えば、蛍光遺伝子を使用する場合、発現産物の検出は、蛍光検出装置、フローサイトメトリー、又はリアルタイム蛍光検出装置等を用いて実施することができる。
　以下、本発明をより詳細に説明するため実施例を示すが、本発明はこれに限定されるものではない。なお、本願全体を通して引用される全文献は参照によりそのまま本願に組み込まれる。
（実施例１）　レンチウイルスベクタープラスミドの作製
（１）　レンチウイルスベクタープラスミドの設計
　作成するベクターの概略図を図１に示す。ベクターの基盤としてレンチウイルスベクターを使用し、プロモーター部分に以下のようなリコンビネーションカセット（ＲＣ）を用いた。これはΛファージが大腸菌染色体へ侵入する際に関与する部位特異的組換えシステムを利用し、ベクター間で改変したａｔｔ配列に挟まれたＤＮＡ配列の交換反応を行う（Ｊａｍｅｓ，Ｌ．ら　（２０００）Ｇｅｎｏｍｅ　Ｒｅｓ．１０：　１７８８－１７９５）。ＲＣ部分は組換え時に特異的に相互作用するＤＮＡ配列（ａｔｔ　Ｒ配列）が両端にあり、その間にクロラムフェニコール耐性遺伝子（ＣＭＲ）と大腸菌自殺遺伝子であるｃｃｄＢを有する。ＲＣをプロモーター部位に挿入したレンチウイルスベクターと、様々なプロモーター配列をＲＣのａｔｔ　Ｒ配列に対応するａｔｔ　Ｌ配列間にクローニングした遺伝子組み換え用シャトルベクタープラスミドを作製した（図１及び図２Ａ）。レンチウイルスベクターのａｔｔ　Ｒ配列とシャトルベクターのａｔｔ　Ｌ配列とを反応させるＬＲ　ｃｌｏｎａｓｅを使用することにより、レンチウイルスベクターにプロモーター配列を組換えることを可能とした（図２Ｂ）。これにより、様々なプロモーターを簡便に入れ替えることができ、各種プロモーターの未分化細胞／腫瘍化細胞における活性について検証を行うことを可能とした。
（２）蛍光タンパク質－２Ａ－自殺遺伝子
　プロモーター部分の下流に目的細胞への遺伝子導入を可視化するための蛍光タンパク質（図３及び８）と、遺伝子が導入された細胞を薬剤により選択的に殺傷可能とするための自殺遺伝子（図５及び８）とを組み合わせた遺伝子カセットを挿入した（図１及び７－９）。
　蛍光タンパク質としては、近赤外蛍光タンパク質であるＴＡＧＦＰ６３５の１００倍程度の蛍光強度を持つｍＫａｔｅ２、及び発光クラゲに由来する緑色蛍光タンパク質であるＧｒｅｅｎ　Ｆｌｕｏｒｅｓｃｅｎｔ　Ｐｒｏｔｅｉｎ（ＧＦＰ）の発光効率などが改良されたＶｅｎｕｓの２種類を使用し、目的に応じて使い分けられるようにした。
　自殺遺伝子としては、以下の３種類を使用した。
（Ｉ）ＨＳＶ－ｔｋ
　ＨＳＶ－ｔｋはＧＣＶに感受性があり、自殺遺伝子として働くことが報告されている（Ｙａｓｕｈｉｒｏ　ＴＥＲＡＺＡＫＩら（２００３）　Ｈｅｐａｔｏｌｏｇｙ　３７：１５５－６３）。ＨＳＶ－ｔｋ発現細胞をＧＣＶを含む培地で培養すると、ＧＣＶはＨＳＶ－ｔｋによりリン酸化され、さらにヒト細胞内の内在性キナーゼによりリン酸化され、最終的に強い毒性を有するガンシクロビル三リン酸（ＧＣＶ－３Ｐ）となり、ＧＣＶ－３ＰはＤＮＡ合成を阻害するためＨＳＶ－ｔｋ遺伝子導入細胞が死滅する。一方、ＨＳＶ－ｔｋを発現しない細胞ではＧＣＶはＧＣＶ－３Ｐに変換されないため毒性を示さない。さらにこのシステムの長所として、上記のようにＧＣＶ－３Ｐの細胞殺傷作用はＤＮＡ合成阻害であるため、多くの正常細胞は体内では細胞分裂はしていないか限定的であるため、例え正常細胞にＨＳＶ－ｔｋが導入されて発現しても細胞障害は無いか軽微であり、異常に恒常的な細胞分裂が起こっている腫瘍細胞を優位に特異的に殺傷していくという、高度な腫瘍選択制が上げられる。よってＨＳＶ－ｔｋ遺伝子を腫瘍特異的プロモーター、あるいは未分化特異的プロモーターで発現させた場合、そのプロモーターの特異性とＨＳＶ－ｔｋ／ＧＣＶ自体の特異性という二重の特異性により、非常に高度な腫瘍細胞や幹細胞の未分化細胞に対する特異性を保持させることが期待できる。またＨＳＶ－ｔｋのもう一つの利点として腫瘍細胞に対してはバイスタンダード効果という、ＨＳＶ－ｔｋ遺伝子が導入されていない周辺の腫瘍細胞の多くも殺傷されるという強力な腫瘍治療効果がよく知られている。従って、ＨＳＶ－ｔｋとＧＣＶとの組み合わせにより、細胞分裂が旺盛な細胞（腫瘍細胞や幹細胞の未分化細胞など）選択的に殺傷作用を強力に引き起こすことができる。
（ＩＩ）ｈｕｍａｎ－ｔｍｐｋ／ＡＺＴ
　ＨＳＶ－ｔｋは非常に高い殺傷効果を有するが、単純ヘルペス由来であるためヒトの体内において免疫応答が起こり、細胞内に導入された遺伝子を排除するという問題も推察される。そこで、ヒト由来の酵素Ｔｈｙｍｉｄｙｌａｔｅ　Ｋｉｎａｓｅ（ｔｍｐｋ）と３’－ａｚｉｄｏ－３’－ｄｅｏｘｙｔｈｙｍｉｄｉｎｅ（ＡＺＴ）とを組み合わせる方法についても検討を行った。プロドラッグであるＡＺＴは、リン酸化されてＡＺＴ三リン酸（ＡＺＴ－３Ｐ）に変換される。ＡＺＴ－３Ｐはヒト免疫不全ウイルス（ＨＩＶ）の複製や、真核生物のＤＮＡの合成を阻害する（Ｆｅｉ　ＣＨＥＮら　（２０１３）　Ｂｉｏｍａｔｅｒｉａｌｓ　３４：１７０１－１１）。ＡＺＴから毒性を持つＡＺＴ－３Ｐへの転換における律速酵素は、ＡＺＴ一リン酸（ＡＺＴ－ＭＰ）からＡＺＴ二リン酸（ＡＺＴ－ＤＰ）への変換を触媒する細胞性Ｔｈｙｍｉｄｙｌａｔｅ　Ｋｉｎａｓｅ（ｔｍｐｋ）である。ｔｍｐｋの酵素効率は低いが、最小限に遺伝子改変を加えてＡＺＴ－ＭＰへの作用が２００倍であるｔｍｐｋ（Ｆ１０５Ｙ）が報告されている（１３；１４）。本実験においては、この遺伝子改良型ｔｍｐｋを使用した。またｔｍｐｋは自殺遺伝子としての上記のＨＳＶ－ｔｋに記載した長所は全て保持していると思われ、さらなる長所として、さらに高い腫瘍細胞や未分化細胞の殺傷効果と、異種蛋白由来の免疫誘導がない、ということが考えられる。但しｔｍｐｋを幹細胞に応用した報告は、当該発明のベクターシステムに限らずこれまで全くない。
（ＩＩＩ）ｉＣａｓｐａｓｅ９／Ｄｉｍｅｒｉｓｅｒ
　上述の２遺伝子と異なり、アポトーシスを誘導することで細胞死を引き起こす遺伝子である。Ｃａｓｐａｓｅはアポトーシスのシグナル伝達を構成している。ミトコンドリアからのカスパーゼ経路の初期に関わるＣａｓｐａｓｅ－９は、通常ＡＫＴなどによりリン酸化され不活性化された状態にある。ミトコンドリアからの刺激により不活性型のＣａｓｐａｓｅ－９が活性化され、Ｃａｓｐａｓｅ－３やＣａｓｐａｓｅ－７を活性化することでアポトーシスを引き起こす。Ｃａｓｐａｓｅ－９の活性化を任意のタイミングで制御するため、薬剤誘導性のＣａｓｐａｓｅ－９の活性化システムを用いた。これはＣａｓｐａｓｅ－９遺伝子とヒトＦＫ５０６結合蛋白（ＦＫＢＰ）蛋白遺伝子の融合タンパク質であるｉＣａｓｐａｓｅ９（ｉＣａｓｐ９）を目的細胞に遺伝子導入・発現させた後、ＦＫＢＰと結合する細胞膜透過性低分子化合物であるＡＰ２０１８７（クロンテック社）を培地に添加して、Ｃａｓｐａｓｅ－９二量体を形成させ、活性化させることによりアポトーシスを誘導し、細胞死を引き起こすことができる（Ｃａｒｌｏｓ　Ａ　Ｒａｍｏｓら（２０１０）Ｓｔｅｍ　Ｃｅｌｌｓ２８：１１０７－１５）。
（３）ＨＳＶ－ｔｋ又はｈｕｍａｎ－ｔｍｐｋを有するレンチウイルスベクタープラスミドの構築
　プラスミドの構築は、以下に詳細を示すように２段階に分けて行った。即ち、リコンビネーションカセット（ＲＣ）を挿入したレンチウイルスベクターの作製（図１Ａ）と、蛍光タンパク質－２Ａ－自殺遺伝子カセットの作製（図１Ｂ）とを行い、これを最終的に組み合わせてレンチウイルスベクタープラスミドとした（図１Ｃ）。
（３－１）ｐＬｅｎｔｉ６－ＲＣ－ＢＩｓの作製
　レンチウイルスベクタープラスミドであるｐＬｅｎｔｉ６－Ｖ５－ＲＣ－ＬａｃＺ（Ｉｎｖｉｔｒｏｇｅｎ社）をＭｌｕＩサイトで切断し、Ｖ５－ＬａｃＺ領域を除去したものを基本のベクタープラスミドとした。制限酵素で切断した後に平滑末端化を行い、Ｇａｔｅｗａｙ（登録商標）プラスミド（Ｉｎｖｉｔｒｏｇｅｎ社）からリコンビネーションカセット部分を挿入して、ｐＬｅｎｔｉ６－ＲＣ－ＢＩｓを構築した（図２）。このカセット部位にリコンビネーション反応を用いて種々のプロモーター配列を挿入することができる。
（３－２）蛍光タンパク質－２Ａ－自殺遺伝子（ＨＳＶｔｋ／ｈｕｍａｎ－ｔｍｐｋ）カセットの作製
　上述において作製したｐＬｅｎｔｉ６－ＲＣ－ＢＩｓのＲＣカセットの下流に挿入するための遺伝子カセットを以下の方法により作製した。遺伝子カセットは、蛍光タンパク質と自殺遺伝子が２Ａ配列を介して結合されたものとした。
（Ａ）蛍光タンパク質－２Ａ
　赤色蛍光タンパク質ｍＫａｔｅ２及び緑色蛍光タンパク質Ｖｅｎｕｓの２種類を使用した。ｍＫａｔｅ２は、５’側にＡｇｅＩ、３’側にＢＧＩ　ＩＩサイトを付加したプライマーを設計し（表１）、ＰＣＲ法により増幅した後、ＰＣＲ産物クローニング用ベクターであるｐＧＥＭ－Ｔｅａｓｙ　ｖｅｃｔｏｒ（Ｉｎｖｉｔｒｏｇｅｎ社）にクローニングしてｐＧＥＭ－Ｔｅａｓｙ－ｍＫａｔｅ２を構築した（図３Ａ）。クローニング後、ｐＧＥＭ－Ｔｅａｓｙ　ｖｅｃｔｏｒ内のクローニング部位の両端にあるプライマー配列より、５’側のＴ７及び３’側のＭ１３Ｒを用いてシークエンス解析を行った。次に、ｐＧＥＭ－Ｔｅａｓｙ－ｍＫａｔｅ２から、ＮｏｔＩ／ＢｇｌＩＩでｍＫａｔｅ２を切り出した（図４Ａ）。５’側にＢｇｌＩＩ、３’側にＢａｍＨＩサイトの突出末端を持つ合成二本鎖２Ａ配列ＤＮＡオリゴをＢｇｌＩＩ／ＢａｍＨＩで切断したｐＦｌａｇ－ＣＭＶ－２（ＳＩＧＭＡ）へ挿入したｐＦｌａｇ－ＣＭＶ－２Ａを構築し、このｐＦｌａｇ－ＣＭＶ－２Ａも同様にＮｏｔ　Ｉ／ＢｇｌＩＩで切断し、ＣＭＶプロモーターと２Ａ配列の間にｍＫａｔｅ２を挿入してｐＦｌａｇ－ＣＭＶ－ｍＫａｔｅ２－２Ａを構築した（図４Ａ）。
　Ｖｅｎｕｓも同様に５’側にＮｏｔＩ、３’側にＢａｍＨＩサイトを付加したプライマーを設計して（表１）、ＰＣＲ法により増幅した後、ｐＧＥＭ－Ｔｅａｓｙ　ｖｅｃｔｏｒにクローニングしてｐＧＥＭ－Ｔｅａｓｙ－Ｖｅｎｕｓを構築した。クローニング後、前記プライマーを用いてシークエンス解析を行った。次に、ｐＧＥＭ－Ｔｅａｓｙ－Ｖｅｎｕｓから、ＮｏｔＩ／ＢａｍＨＩサイトでＶｅｎｕｓを切り出し（図４Ｂ）、ｍＫａｔｅ２と同様にｐＦｌａｇ－ＣＭＶ－２Ａに挿入してｐＦｌａｇ－ＣＭＶ－Ｖｅｎｕｓ－２Ａを構築した（図４Ｂ）。
（Ｂ）自殺遺伝子（ＨＳＶ－ｔｋ、ｈｕｍａｎ－ｔｍｐｋ）
　ＨＳＶ－ｔｋは、プライマーを作製して（表１）、ＰＣＲ法により増幅した後、クローニング用ベクターであるｐＧＥＭ－Ｔｅａｓｙ　ｖｅｃｔｏｒにクローニングしてｐＧＥＭ－Ｔｅａｓｙ－ＨＳＶ－ｔｋを構築した（図３）。クローニング後、ｍＫａｔｅ２、Ｖｅｎｕｓと同様に前記プライマーでシークエンス解析を行った。次に、ｐＧＥＭ－Ｔｅａｓｙ－ＨＳＶｔｋを、ＨＳＶ－ｔｋの３’側のＳＰＥＩで切断した後、平滑末端化し、ＨＳＶ－ｔｋの５’側のＢａｍＨＩで切断してＨＳＶ－ｔｋを得た（図５Ａ）。
　ｈｕｍａｎ－ｔｍｐｋは、ＨＳＶ－ｔｋと同様にプライマーを作製して（表１）、ＰＣＲ法により増幅した後、ｐＧＥＭ－Ｔｅａｓｙ　ｖｅｃｔｏｒにクローニングしてｐＧＥＭ－Ｔｅａｓｙ－ｈｕｍａｎ－ｔｍｐｋを構築した（図３Ｄ）。クローニング後、ｍＫａｔｅ２－Ｖｅｎｕｓと同様に前記プライマーを用いてシークエンス解析を行った。次に、ｐＧＥＭ－Ｔｅａｓｙ－ｈｕｍａｎ－ｔｍｐｋから、５’側のＢａｍＨＩと３’側のＳｍａＩ（ｂｌｕｎｔ　ｅｎｄ）で切断することにより、ｈｕｍａｎ－ｔｍｐｋを得た（図５Ａ）。
Figure JPOXMLDOC01-appb-T000001
（Ｃ）蛍光タンパク質－２Ａ＋自殺遺伝子
　（Ｂ）で得られた遺伝子断片を（Ａ）で作製したプラスミドに挿入し、蛍光タンパク質－２Ａ－自殺遺伝子の発現カセットを持つベクタープラスミドの作製を行った。
　ｐＦｌａｇ－ＣＭＶ－ｍＫａｔｅ２－２Ａ及びｐＦｌａｇ－ＣＭＶ－Ｖｅｎｕｓ－２Ａは、３’側ＢｓｔＸＩで切断した後、平滑末端化し、５’側をＢａｍＨＩで切断して切り出した（図５Ｂ）。（Ｂ）で得られたＨＳＶ－ｔｋ又はｈｕｍａｎ－ｔｍｐｋを２Ａの３’側へ挿入し、４種類のプラスミド、ｐＦｌａｇ－ＣＭＶ－ｍＫａｔｅ２－２Ａ－ＨＳＶｔｋ、ｐＦｌａｇ－ＣＭＶ－ｍＫａｔｅ２－２Ａ－ｔｍｐｋ、ｐＦｌａｇ－ＣＭＶ－Ｖｅｎｕｓ－２Ａ－ＨＳＶｔｋ、及びｐＦｌａｇ－ＣＭＶ－Ｖｅｎｕｓ－２Ａ－ｔｍｐｋを構築した。
（３－３）ｐＬｅｎｔｉ６－ＲＣ－ＢＩｓ＋蛍光タンパク質－２Ａ－自殺遺伝子のプラスミド作製
　上述のとおり作製したＲＣカセットを持つｐＬｅｎｔｉ６－ＲＣ－ＢＩｓに、上述のとおり作製した蛍光タンパク質－２Ａ－自殺胃遺伝子の発現カセットを挿入し、モニターベクタープラスミドを完成させた。
　ｐＬｅｎｔｉ６－ＲＣ－ＢＩｓを３’側ＫｐｎＩで切断した。ｈｕｍａｎ－ｔｍｐｋを持つｐｌａｓｍｉｄとのライゲーション用に、５’側をＡｇｅＩで切断した（図６Ａ）。また、ＨＳＶ－ｔｋを有する２種類のプラスミドとのライゲーションに使用するために、３’側をＫｐｎＩで切断後、平滑末端化を行い、５’側をＡｇｅＩで切断した（図７Ａ）。
　また、ｐＦｌａｇ－ＣＭＶ－ｍＫａｔｅ２－２Ａ－ｔｍｐｋ、及びｐＦｌａｇ－ＣＭＶ－Ｖｅｎｕｓ－２Ａ－ｔｍｐｋは、５’側をＡｇｅＩ、３’側をＫｐｎＩで切断し、それぞれ、ｍＫａｔｅ２－２Ａ－ｔｍｐｋ、及びＶｅｎｕｓ－２Ａ－ｔｍｐｋ部分を切り出した（図６Ｂ）。ＨＳＶｔｋは内部にＫｐｎＩ切断サイトを持つため、ｐＦｌａｇ－ＣＭＶ－ｍＫａｔｅ２－２Ａ－ＨＳＶｔｋ、及びｐＦｌａｇ－ＣＭＶ－Ｖｅｎｕｓ－２Ａ－ＨＳＶｔｋは５’側をＡｇｅＩ、３’側をＰｍｅＩ（ブラントエンド）で切断し、それぞれ、ｍＫａｔｅ２－２Ａ－ＨＳＶｔｋ、及びＶｅｎｕｓ２－２Ａ－ＨＳＶｔｋを切り出した（図７Ｂ）。
　これらをそれぞれ組み合わせてライゲーションすることにより、ｐＬｅｎｔｉ－ＲＣ－ｍＫａｔｅ２－２Ａ－ｔｍｐｋ、ｐＬｅｎｔｉ－ＲＣ－Ｖｅｎｕｓ－２Ａ－ｔｍｐｋ、ｐＬｅｎｔｉ－ＲＣ－ｍＫａｔｅ２－２Ａ－ＨＳＶｔｋ、及び、ｐＬｅｎｔｉ－ＲＣ－Ｖｅｎｕｓ－２Ａ－ＨＳＶｔｋを作製した。
（４）ｉＣａｓｐａｓｅ９を有するレンチウイルスベクタープラスミド（ｐＬｅｎｔｉ６－ｉＣａｓｐａｓｅ９－２Ａ－蛍光タンパク質）の構築
　ｉｎｄｕｃｅｄ－Ｃａｓｐａｓｅ９（ｉＣａｓｐ９－２Ａの配列を持つプラスミド（Ｂｒｅｎｎｅｒ博士から譲渡）から、ｉＣａｓｐ９－２Ａの領域をサブクローニングし、Ｉｎ－Ｆｕｓｉｏｎ（登録商標）ＨＤ　Ｃｌｏｎｉｎｇ　ＫＩＴ（ＴＡＫＡＲＡ　ＢＩＯ社）を用いてプラスミドを構築した。本ＫＩＴはＰＣＲで調整したＤＮＡ断片や線状化したベクターを、各ＤＮＡ断片末端の相同な１５塩基を正確に認識してクローニングすることができ、複数のＤＮＡ断片をあらゆるベクターへ迅速にクローニングできる（Ｚｈｕ　Ｂら　（２００７）Ｂｉｏｔｅｃｈｎｉｑｕｅｓ．　４３（３）：３５４－９）。そこで、記述のｐＬｅｎｔｉ６－ＲＣ－ＢＩＳのＲＣの下流にｉＣａｓｐ９－２Ａ－Ｖｅｎｕｓ又はｉＣａｓｐ９－２Ａ－ｍＫａｔｅ２を挿入するため、ｉＣａｓｐ９－２Ａの前後、及びＶｅｎｕｓとｍＫａｔｅ２の前後にそれぞれお１５０ｂｐのプライマーを設計し、ＰＣＲを行った（図８、表２）。
　その後、ｐＬｅｎｔｉ６－ＲＣ－ＢＩｓ、ｉＣａｓｐ９－２ＡのＤＮＡ配列と、Ｖｅｎｕｓ又はｍＫａｔｅ２を混合して酵素反応させることにより、２種類のプラスミド、ｐＬｅｎｔｉ６－ＲＣ－ｉＣａｓｐ９－２Ａ－Ｖｅｎｕｓ、及びｐＬｅｎｔｉ６－ＲＣ－ｉＣａｓｐ９－２Ａ－ｍＫａｔｅ２を完成させた。
Figure JPOXMLDOC01-appb-T000002
（５）プラスミドの機能確認
　蛍光タンパク質－２Ａ－自殺遺伝子の発現カセットを持つプラスミドは、作成の各段階でＨＥＫ２９３細胞に導入して評価することにより、蛍光の発現確認を行った。ＨＳＫ２９３細胞は６ウェルプレートに６×１０５細胞／ウェルで播種し、翌日にプラスミドを２ｍｇ／ウェルで、Ｐｏｌｙｆｅｃｔ　Ｔｒａｎｓｆｅｃｔｉｏｎ　Ｒｅａｇｅｎｔ　Ｋｉｔ（ＱＩＡＧＥＮ社）を用いて製造者提供のプロトコルに従って遺伝子導入を行った。遺伝子導入の４８時間後に蛍光顕微鏡で蛍光の発現を確認した。
（６）結果
　ｐＦｌａｇ－ＣＭＶ－ｍＫａｔｅ２－２，　ｐＦｌａｇ－ＣＭＶ－Ｖｅｎｕｓ－２ＡをＨＥＫ２９３細胞に導入し、蛍光タンパク質の発現について評価を行った結果、恒常性プロモーターであるＣＭＶの制御下で、ｍＫａｔｅ２及びＶｅｎｕｓが正常に発現することが確認された（図９）。また、ｐＦｌａｇ－ＣＭＶ－ｍＫａｔｅ２－２Ａ－ＨＳＶｔｋ、ｐＦｌａｇ－ＣＭＶ－Ｖｅｎｕｓ－２Ａ－ＨＳＶｔｋ、ｐＦｌａｇ－ＣＭＶ－ｍＫａｔｅ２－２Ａ－Ｈｕｍａｎ　ｔｍｐｋ、及びｐＦｌａｇ－ＣＭＶ－Ｖｅｎｕｓ－２Ａ－Ｈｕｍａｎ　ｔｍｐｋについても同様にＨＥＫ２９３細胞に導入し、蛍光タンパク質及び自殺遺伝子の発現について評価を行った結果、ｍＫａｔｅ２及びＶｅｎｕｓが正常に発現することが確認された（図１０Ａ及び図１０Ｃ）。また、自殺遺伝子は各遺伝子に対応する薬剤を加えたところ、薬剤の濃度依存的に細胞傷害効果がみられた（図１０Ａ～Ｄ）。
（実施例２）　ヒト培養細胞における自殺遺伝子の細胞毒性効果の検証
　ヒト培養細胞における自殺遺伝子の細胞毒性効果を検証するため、ＨＳＶ－ｔｋ、ｈｕｍａｎ－ｔｍｐｋ、及びｉＣａｓｐａｓｅ９の３種類の自殺遺伝子を発現するウイルスベクターを細胞に感染させた後、それぞれに対応する薬剤を加えて各細胞に対する毒性効果を比較した。ＨＳＶ－ｔｋは既に作製済みのアデノウイルスベクターを使用した（Ｙａｓｕｈｉｒｏ　Ｔｅｒａｚａｋｉら（２００３）Ｈｅｐａｔｏｌｏｇｙ　３７；１５５－６３）。ｈｕｍａｎ－ｔｍｐｋ及びｉＣａｓｐａｓｅ９は、それぞれ、Ｍｅｄｉｎ博士に譲渡頂いたプラスミドｐＨＲ’－ｃＰＰＴ－ＥＦ－Ｔｍｐｋ（Ｆ１０５Ｙ）（Ｔａｋｅｙａ　Ｓａｔｏら（２００７）Ｍｏｌ　Ｔｈｅｒ　１５：９６２－７０）、及びｂｒｅｎｎｅｒ博士に譲渡頂いたプラスミドｉＣａｓｐ９－２Ａ－ＤＣＤ１９ＲＲＦ（ＣＡＲＬＯＳ　Ａ　ＲＡＭＯＳら（２０１０）ＳＴＥＭ　Ｃｅｌｌｓ　２８；１１０７－１５）を使用した。これらのプラスミドを直接細胞に導入し、又はレンチウイルスベクターを産生して使用した。
（１）細胞培養
　ヒトｉＰＳ細胞として、ヒト成人繊維芽細胞（ＨＤＦ）由来で、ＯＣＴ３／４、ＫＬＦ４、ＳＯＸ２及びｃ－Ｍｙｃの４因子を導入して樹立された２０１Ｂ７、及びＨＤＦ由来でｃ－Ｍｙｃ以外の３因子を導入して樹立された２５３Ｇ１を使用した。また、マウスＥＳ細胞としてＤ３細胞を使用した。ヒトＥＳ細胞は、ＫｈＥＳ１（京都大学より譲渡）を使用した。また、ヒト正常繊維芽細胞（ＢＪ）、ヒト癌細胞（ヒトＴリンパ腫細胞株Ｊｕｒｋａｔ、ヒト胃癌細胞ＭＫＮ４５）を使用した。ヒトｉＰＳ／ＥＳ細胞はマイトマイシンＣ処理したマウス胎仔繊維芽細胞（ＭＥＦ）上で共培養した。マウスＥＳ細胞はゼラチンコートしたディッシュ上で培養した。　各細胞の培養に使用した培地は以下のとおりである：
（ヒトｉＰＳ／ＥＳ細胞）
　２０％　ＫＳＲ（Ｉｎｖｉｔｒｏｇｅｎ社）、２００ｍＭ　Ｌ－Ｇｌｕｔａｍｉｎｅ、０．１ｍＭ　Ｎｏｎ　Ｅｓｓｅｎｔｉａｌ　Ａｍｉｎｏ　Ａｃｉｄ（Ｓｉｇｍａ社）、０．１ｍＭ　２－Ｍｅｒｃａｐｔｏｅｔｈａｎｏｌ（Ｓｉｇｍａ社）、５ｎｇ／ｍＬ　Ｂａｓｉｃ－Ｆｇｆ（Ｗａｋｏ社）、Ｐｅｎｉｃｉｌｌｉｎ／Ｓｔｒｅｐｔｏｍｙｃｉｎ（Ｐ／Ｓ）（Ｎａｃａｌａｉ　Ｔｅｓｑｕｅ）含有　ＤＭＥＭ－Ｆ１２（Ｓｉｇｍａ社）
（マウスＥＳ細胞）
２０％　Ｆｅｔａｌ　Ｂｏｖｉｎｅ　Ｓｅｒｕｍ（ＦＢＳ）（ＧＩＢＣＯ社）、０．１ｍＭ　Ｎｏｎ　Ｅｓｓｅｎｔｉａｌ　Ａｍｉｎｏ　Ａｃｉｄ、１ｍＭ　Ｓｏｄｉｕｍ　Ｐｙｒｕｖａｔｅ（Ｇｉｂｃｏ社）、７０μＭ　２－Ｍｅｒｃａｐｔｏｅｔｈａｎｏｌ、１×１０３ｕｎｉｔ／ｍＬ　ＬＩＦ　ｍｏｕｓｅ　ｒｅｃｏｍｂｉｎａｎｔ（ナカライ社）、Ｐ／Ｓ含有　ＤＭＥＭ（ＳＩＧＭＡ社）
（Ｊｕｒｋａｔ細胞及び　ＭＫＮ４５細胞）
　１０％　ＦＢＳ（Ｂｉｏ　Ｗｅｓｔ社）及びＰ／Ｓ含有　ＲＰＭＩ－１６４０（ＳＩＧＭＡ社）
（ＢＪ細胞）
　１０％　ＦＣＳ、２００ｍＭ　Ｌ－Ｇｌｕｔａｍｉｎｅ（Ｇｉｂｃｏ社）、０．１ｍＭ　Ｎｏｎ　Ｅｓｓｅｎｔｉａｌ　Ａｍｉｎｏ　Ａｃｉｄ、１ｍＭ　Ｓｏｄｉｕｍ　Ｐｙｒｕｖａｔｅ、Ｐ／Ｓ含有　Ｍｉｎｉｍｕｍ　Ｅｓｓｅｎｔｉａｌ　Ｍｅｄｉｕｍ　Ｅａｇｌｅ（Ｓｉｇｍａ社）
　ウイルス感染実験に用いる未分化ヒトｉＰＳ、ＥＳ細胞は、無フィーダー分散培養を行った。無フィーダー分散培養に用いるＣｏｎｄｉｔｉｏｎａｌ　Ｍｅｄｉｕｍ（ＣＭ）としては、マイトマイシンＣ処理を施したＭＥＦ（１．５×１０６細胞／１０ＣＭディッシュ）の培地を、ヒトＥＳ細胞用培地（ＢＦＧＦ－）に置き換えて３７℃のインキュベーター内で一晩培養した後、その上清を使用した。
　ＫｈＥＳ１は、ＲＯＣＫ阻害剤（Ｙ２７６３２、ＷＡＫＯ社）を用いて、単一分散培養を無フィーダー下で行い、ウイルス感染実験に用いた。２４ウェルプレートに無血清培地（ＤＭＥＭ－Ｆ１２）で４０倍に希釈したｇｒｏｗｔｈ　Ｆａｃｔｏｒ　Ｒｅｄｕｃｅｄ　ＢＤ　Ｍａｔｒｉｇｅｌ（ＢＤ　Ｂｉｏｓｃｉｅｎｃｅ社）を加え、３７℃のＣＯ２インキュベーター内で１時間以上静置し、マトリゲルコート処理を行った。６ＣＭディッシュのＫｈＥＳ１の培地を新しい培地２ｍＬに交換し、最終濃度が１０ｍｍとなるようにＹ２７６３２を加え、３７℃のＣＯ２インキュベーターにて１時間以上培養した。Ｙ２７６３２処理ヒトＥＳ細胞を２ｍＬのＰＢＳで洗浄し、ヒトＥＳ細胞用解離液（ＣＴＫ）を０．４ｍＬ加え、３７℃で５分静置した後、１０ｍｍ　Ｙ２７６３２含有ヒトＥＳ細胞用培地を２ｍＬ加えてピぺッティングにより細胞塊を単一細胞に分散させた。細胞数をカウントし、必要量のＫｈＥＳ１を遠心（１０００ｒｐｍ、５分）して、ＣＭに懸濁させ、マトリゲルコート処理したプレートに播種した。
（２）レンチウイルスの産生
　レンチウイルスベクターとして、ＰＨＲ－ＣＰＰＴ－ＥＦ－ｔｍｐｋ（ｈｕｍａｎ－ｔｍｐｋ発現用）、ｉＣａｓｐ９．２Ａ．ＤＣＤ１９．ＲＲＦ（ｉＣａｓｐ９発現用）、及びＣＭＶ－ＥＧＦＰを使用した。ＰＨＲ－ＣＰＰＴ－ＥＦ－ｔｍｐｋ、及びｉＣａｓｐ９．２Ａ．ＤＣＤ１９．ＲＲＦは自殺遺伝子と同時にＣＤ１９を発現することから、各自殺遺伝子の発現は抗ＣＤ１９抗体により確認することができる。ＣＭＶ－ＥＧＦＰは、レンチウイルスベクターの力価確認のために用いた。
　ＰＯＬＹ－Ｌ－ＬＹＳＩＮＥ（ＳＩＧＭＡ社）でコートした６ウェルプレートにＨＥＫ２９３Ｔ細胞を６×１０５細胞／ウェルで播種した。翌日、各レンチベクタープラスミド０．５ｍｇにＰＬＰ１，ＰＬＰ２、及びＰＬＰ－ＶＳＶＧを混合し、５０ｍＬのＯＰＴＩ－ＭＥＭを添加した後、ＦＵＧＥＮＥ　ＨＤ（ＰＲＯＭＥＧＡ社）を６ｍＬ加え、ｖｏｌｔｅｘした後、室温で１５分静置した。この全量を１ウェルに添加してトランスフェクションし、２４時間後に培地を１０％ＦＣＳ／ＤＭＥＭ，Ｐ／Ｓ（－）と交換し、４８及び７２時間後の２回、上清を回収した（６ウェルプレート各２ｍＬ×４ウェルで２回回収、合計１６ｍＬ）。これをＬｅｎｔｉ－Ｘ　Ｃｏｎｃｅｎｔｒａｔｏｒ　Ｋｉｔ（Ｃｌｏｎｅｔｅｃｈ社）を用いて製造者提供のプロトコルに従い、１００倍に濃縮した。
（３）レンチウイルスの感染
　感染前日に、各細胞を以下の細胞数で２４ウェルプレートに播種した：
　　　ＫｈＥＳ１細胞　　　４×１０４細胞／ウェル
　　　Ｊｕｒｋａｔ細胞　　１．２５×１０５細胞／ウェル
　　　ＭＫＮ４５細胞　　　２×１０４細胞／ウェル
　　　ＨＥＫ２９３Ｔ細胞　５×１０４細胞／ウェル
　ウイルス感染当日、４ｍｇ／ｍＬのポリブレンを含む培地に交換し、各レンチウイルスベクターを２０ｍＬ添加して２４時間感染させた。全ての細胞の培地を２４時間後に交換し、更に培養を続けた。ＥＧＦＰ発現レンチウイルスベクターを感染させた細胞は、感染７２時間後にフローサイトメーター（Ｃｙａｎ　Ａｄｐ　Ａｎａｌｙｚｅｒ、ベックマンコールター社）で評価し、産生したウイルスベクターの力価を計算した。
（４）フローサイトメトリー分析（ＦＡＣＳ）によるＣＤ１９発現細胞の分取
　ｈｕｍａｎ－ｔｍｐｋ発現レンチウイルスベクターを感染させた細胞について、ＦＡＣＳ　ＡＲＩＡ　ＩＩ（ＢＤ社）を使用して感染細胞（ＣＤ１９陽性細胞）を分取した。
　ＫｈＥＳ１は、１０ｍｍ　Ｙ２７６３２を含む培地で一晩培養したＫｈＥＳ１をＣＴＫで処理した後、単一細胞へと分散させた。細胞数をカウントした後、必要量の細胞を遠心（１０００ｒｐｍ、５分）し、１０ｍｍ　Ｙ２７６３２含有ＰＢＳに再懸濁させた。未分化細胞標識抗体である、Ａｌｅｘａ　Ｆｌｕｏｒ　４８８　ａｎｔｉ－Ｈｕｍａｎ　ＳＳＥＡ４（ＢＩＯＬＥＧＥＮＤ社）及びａｎｔｉ－Ｈｕｍａｎ　ＣＤ１９－ＡＰＣ（ＥＢＩＯＳＣＩＥＮＣＥ社）を、細胞懸濁液１００ｍＬ（１×１０６細胞）あたり５ｍＬ加え、氷上で１０分毎に細胞を懸濁しながら３０分間静置して細胞のラベリングを行った。１０ｍｍ　Ｙ２７６３２含有ＰＢＳで１回洗浄後、１０ｍｍ　Ｙ２７６３２含有ＥＳ用培地に懸濁させ、両抗体に標識されたＫｈＥＳ１を未分化なＣＤ１９陽性細胞としてフローサイトメーターで評価した。
　Ｊｕｒｋａｔ、ＭＫＮ４５については、細胞数のカウント後、必要量の細胞を遠心（１０００ｒｐｍ、５分）し、１０％ＦＣＳ含有ＰＢＳに再懸濁させた。細胞懸濁液１００ｍＬ（１×１０６細胞）あたり５ｍＬのａｎｔｉ－Ｈｕｍａｎ　ＣＤ１９－ＡＰＣ（ＥＢＩＯＳＣＩＥＮＣＥ社）を加え、氷上で１０分毎に細胞を懸濁しながら３０分間静置して細胞のラベリングを行った。１０％ＦＣＳ含有ＰＢＳで１回洗浄後、１０％ＦＣＳ含有ＰＢＳに懸濁し、標識されたＪｕｒｋａｔ、及びＭＫＮ４５をＣＤ１９陽性細胞としてフローサイトメーターで評価した。
　フローサイトメーターでＣＤ１９陽性細胞を確認後、細胞を増やし、再び上記プロトコルに従って抗体で標識した後、ＢＤ　ＦＡＣＳＡＲＩＡ　ＩＩにより陽性細胞の分取を行った。ＫｈＥＳ１は、ＳＳＥＡ４及びＣＤ１９両陽性な細胞を、Ｊｕｒｋａｔ及びＭＫＮ４５はＣＤ１９陽性細胞を分取した。分取した細胞は直ちに遠心（１０００ｒｐｍ、５分）し、新しい培地に再懸濁させ、ＫｈＥＳ１についてはＭＥＦ細胞と共培養を行った。Ｊｕｒｋａｔ、ＭＫＮ４５については、通常培養を行った。
（５）ｉｎ　ｖｉｔｒｏにおける細胞毒性効果の検証
　各細胞における自殺遺伝子の細胞毒性を評価するため、ＨＳＶ－ｔｋ、ｈｕｍａｎ－ｔｍｐｋ、及びｉＣａｓｐａｓｅ９を細胞に導入し、薬剤を加えて細胞の殺傷効果を比較検討した。ＨＳＶ－ｔｋについては、既に作製済みのＨＳＶ－ｔｋアデノウイルス（Ａｄ．ＣＡＧ－ＨＳＶ－ｔｋ）を用いた。ｈｕｍａｎ－ｔｍｐｋ、及びｉＣａｓｐ９は、プラスミドを細胞に導入した。各細胞を以下の細胞数で２４ウェルプレートに播種した：
　　　ＫｈＥＳ１細胞　　　４×１０４細胞／ウェル
　　　ＭＫＮ４５細胞　　　２×１０４細胞／ウェル（ｔｍｐｋ、ｉＣａｓｐ９のみ）
　　　ＢＪ細胞　　　　　　１×１０４細胞／ウェル
　翌日、Ａｄ．ＣＡＧ－ＨＳＶ－ｔｋをＭＯＩ＝１０で感染させ、２４時間後に培地交換した後、ＧＣＶ（１０ｍｇ／ｍＬ）を１０ｍＬ、４日間投与した。ｈｕｍａｎ－ｔｍｐｋ、及びｉＣａｓｐ９は、各プラスミド０．５ｍｇをＯＰＴＩ－ＭＥＭ２５ｍＬに加え、ＦＵＧＥＮＥ　ＨＤ（ＱＩＡＧＥＮ社）２ｍＬを添加して、ｖｏｌｔｅｘした後、１５分静置したものを全量投与した。２４時間後に培地交換した後、ｈｕｍａｎ－ｔｍｐｋ導入細胞にはＡＺＴを０，３０，１００，３００ｍｍで各ウェルに３日間投与した。ｉＣａｓｐ３にはＤｉｍｅｒｉｚｅｒを０，０．０３，０．１，０．３ｍｍで各ウェルに３日間投与した。薬剤投与後、細胞毒性効果の測定は生細胞数の測定により行った。測定当日、ＫｈＥＳ１はＣＴＫ処理し、単一細胞へと分離した後、１０ｍＬを採取した。Ｊｕｒｋａｔは細胞懸濁後１０ｍＬを採取し、ＭＫＮ４５はトリプシンで処理し、細胞懸濁後１０ｍＬを採取した。採取した細胞懸濁液のそれぞれにトリパンブルー１０ｍＬを加え、生細胞数をカウントした。
　また、ｈｕｍａｎ－ｔｍｐｋについては、レンチウイルスベクターを感染させ、ＣＤ１９を指標として分取した恒常発現細胞を用いて同様の実験を行った。細胞は次の細胞数で２４ウェルプレートに播種した：
　　　Ｊｕｒｋａｔ－ｔｍｐｋ／ＮＣ　　　　　１×１０５細胞／ウェル
　　　ＭＫＮ４５細胞－ｔｍｐｋ／ＮＣ　　　２×１０４細胞／ウェル
　翌日よりＡＺＴを０，０．１，１，１０，１００，１０００ｍｍで各ウェルに３日間投与し、上述の方法で生細胞数をカウントした。
（６）結果
　コントロールであるＡｄ．ＣＡＧ－ＨＳＶ－ｔｋ感染ＫｈＥＳ１細胞は、ＧＣＶ投与により傷害を受けた一方、ＧＣＶ非投与ではそのような傷害は受けていなかった
（図１１Ａ）。ＢＪでは、ＧＣＶ非投与で障害がみられず、ＧＣＶ投与による細胞障害はＫｈＥＳ１と比較してわずかであった（図１１Ｂ）。
　ｐＨＲ－ＣＰＰＴ－ＥＦ－ｔｍｐｋ（Ｆ１０５Ｙ）導入ＫｈＥＳ１では、低濃度のＡＺＴ投与でも細胞傷害効果がみられ、アデノウイルスベクターで導入したＨＳＶ－ｔｋ（図１１Ａ）とほぼ同様の殺傷効果を示した（図１２Ａ）。ＡＺＴ高濃度投与ではｈｕｍａｎ－ｔｍｐｋ非導入細胞でも細胞傷害が観察された。ＢＪでは、ｈｕｍａｎ－ｔｍｐｋ導入／非導入細胞間で細胞傷害に差は見られなかった（図１２Ｂ）。ＭＫＮ４５では、未分化細胞同様、ＡＺＴ投与により低濃度でも細胞傷害効果がみられ、高濃度ではｈｕｍａｎ－ｔｍｐｋ非導入細胞でも細胞傷害が確認された（図１２Ｃ）。しかし、ｉＣａｓｐ９．２Ａ．ＤＣＤ１９．ＲＲＦを導入したＫｈＥＳ１、ＢＪ、及びＭＫＮ４５については、いずれもほとんど変化が見られなかった。
　プラスミドによる一過性の発現で薬剤感受性に効果がみられたｈｕｍａｎ－ｔｍｐｋについて、恒常発現株を作製し、更に解析を行った。ＰＨＲ－ＣＰＰＴ－ＥＦ－ｔｍｐｋ（Ｆ１０５Ｙ）からｈｕｍａｎ－ｔｍｐｋとＣＤ１９とを発現するレンチウイルスベクターを産生し、細胞に感染させ、ＣＤ１９陽性を指標に分取した。ＫｈＥＳ１、Ｊｕｒｋａｔ、及びＭＫＮ４５細胞を分取、増殖後、再度抗ＣＤ１９抗体を用いてフローサイトメーターで解析したところ、分取前と比較して高い割合でＣＤ１９陽性細胞が存在することが確認された（図１４Ａ～Ｃ）。これらの感染細胞にＡＺＴを投与したところ、Ｊｕｒｋａｔでは薬剤依存的に細胞傷害効果が増強する傾向がみられ、高濃度になるとｈｕｍａｎ－ｔｍｐｋ非導入細胞でも細胞障害が確認された（図１５Ａ及びＣ）。ＭＫＮ４５では、Ｊｕｒｋａｔに比べ、濃度依存的な殺傷効果はみられず、高濃度ではｈｕｍａｎ－ｔｍｐｋ非導入細胞でも細胞障害が起きていた（図１５Ｂ及びＣ）。
（実施例３）作製したレンチウイルスベクタープラスミドを用いたヒト培養細胞における自殺遺伝子の細胞毒性効果の検証
　ヒト培養細胞における自殺遺伝子の細胞毒性効果を検証するため、まず実施例１で作成したＲＣを含むレンチウイルスベクタープラスミドに、リコンビネーションにより各種プロモーターを挿入してプラスミドを完成させた。これらのプラスミドよりレンチウイルスベクターを産生し、細胞に感染させた後、それぞれに対応する薬剤を加えて各細胞に対する毒性効果を比較した。
（１）シャトルベクタープラスミドへのプロモーターのサブクローニング
　各種プロモーターをｐＥＮＴＲ－ｖｅｃｔｏｒ（ＬＩＦＥ　ＴＥＣＨＮＯＬＯＧＩＥＳ社）に挿入したものを作製した（図１５）。ｐＥＮＴＲ－ｖｅｃｔｏｒはａｔｔＬ配列を含んでおり、ＬＲ　ｃｌｏｎａｓｅでｐＬｅｎｔｉ６－ＲＣと反応させることにより、プロモーターをＲＣ内に組み込むためのシャトルベクターとして使用する。サブクローニングずるプロモーターには、未分化特異的プロモーターの候補として、ｓｕｒｖｉｖｉｎ，ｔｅｒｔ，Ｒｅｘ１，Ｎａｎｏｇを、またコントロールとして恒常性プロモーターのＣＡＧ，ＰＧＫを使用し、それぞれ以下の方法でｐＥＮＴＲ－ｖｅｃｔｏｒに挿入した。
（Ａ）ｓｕｒｖｉｖｉｎプロモーター
既に作製済みであったｐＧＥＭＴ－ｅａｓｙ－ｓｕｒｖｉｖｉｎより、ｓｕｒｖｉｖｉｎプロモーター部分をＮｏｔＩにより切り出し、ｐＥＮＴＲ－ｖｅｃｔｏｒにクローニングしてｐＥＮＴＲ－ｓｕｒｖｉｖｉｎを構築した（図１５Ａ）
（Ｂ）ｔｅｒｔプロモーター
既に作製済みであったｐＧＥＭＴ－ｅａｓｙ－ｔｅｒｔより、ｔｅｒｔプロモーター部分をＭｌｕＩ／ＢｇｌＩＩにより切り出し、ｐＥＮＴＲ－ｖｅｃｔｏｒにクローニングしてｐＥＮＴＲ－Ｔｅｒｔを構築した（図１５Ｂ）
（Ｃ）Ｒｅｘ１プロモーター
既に作製済みであったｐＧＥＭＴ－ｅａｓｙ－Ｒｅｘ１より、Ｒｅｘ１プロモーター部分をＭｕｎＩ／Ｎｈｅ　Ｉにより切り出し、ｐＥＮＴＲ－ｖｅｃｔｏｒにクローニングしてｐＥＮＴＲ－Ｒｅｘ１を構築した（図１５Ｃ）
（Ｄ）Ｎａｎｏｇプロモーター
Ｎａｎｏｇプロモーター領域の３’側、及び５’側にｐＥＮＴＲ－ｖｅｃｔｏｒクローニング用の突出末端としてＣＡＣＣを付加したプライマーを作製して（表３）、ＰＣＲ法により増幅した後、ｐＥＮＴＲ－ｖｅｃｔｏｒにクローニングしてｐＥＮＴＲ－Ｎａｎｏｇを構築した（図１５Ｄ）
（Ｅ）ＣＡＧプロモーター
既に作製済みであったｐＣＸ－ＥＧＦＰよりＣＡＧプロモーター部分をＳａｌＩ／ＥｃｏＲＩ（平滑末端化）により切り出し、ｐＥＮＴＲ－ｖｅｃｔｏｒにクローニングしてｐＥＮＴＲ－ＣＡＧを構築した（図１５Ｅ）
（Ｆ）ＰＧＫプロモーター
ＰＧＫプロモーター領域の５’側にｐＥＮＴＲ－ｖｅｃｔｏｒクローニング用の突出末端としてＣＡＣＣを付加し、３’側にＰｓｔＩサイトを付加したプライマーを作製して（表３）、ＰＣＲ法により増幅した後、ｐＥＮＴＲ－ｖｅｃｔｏｒにクローニングしてｐＥＮＴＲ－ＰＧＫを構築した（図１５Ｆ）
Figure JPOXMLDOC01-appb-T000003
（２）ＲＣを含むレンチウイルスベクタープラスミドへのプロモーター組み替え
　図７で示したプラスミドのうち、ｐＬｅｎｔｉ６－ＲＣ－Ｖｅｎｕｓ－２Ａ－ＨＳＶ－ｔｋのＲＣ部分に、図１５で示した各種プロモーターをリコンビネーションにより挿入した（ｐＬｅｎｔｉ６－Ｐｒｏｍｏｔｅｒ－Ｖｅｎｕｓ－２Ａ－ＨＳＶ－ｔｋ）。ＲＣを含むレンチウイルスベクタープラスミドと、各プロモーターを含むｐＥＮＴＲ　ｖｅｃｔｏｒプラスミドをそれぞれ合わせて、ＬＲクロナーゼを反応させることでプロモーターをＲＣ部分に挿入した。未分化特異的プロモーターとしてｓｕｒｖｉｖｉｎ，ｔｅｒｔ，Ｒｅｘ１，Ｎａｎｏｇを、またコントロールとして恒常性プロモーターのＣＡＧ，ＰＧＫをそれぞれ挿入した（図１６Ａ）。また，図７で示したプラスミドのうち、ｐＬｅｎｔｉ６－ＲＣ－Ｖｅｎｕｓ－２Ａ－ｈｕｍａｎ－ｔｍｐｋのＲＣ部分に、図１５で示した各種プロモーターをリコンビネーションにより挿入した（ｐＬｅｎｔｉ６－Ｐｒｏｍｏｔｅｒ－Ｖｅｎｕｓ－２Ａ－ｈｕｍａｎ－ｔｍｐｋ）。未分化特異的プロモーターとしてｓｕｒｖｉｖｉｎ，ｔｅｒｔ，Ｒｅｘ１，Ｎａｎｏｇを、またコントロールとして恒常性プロモーターのＣＡＧ，ＰＧＫをそれぞれ挿入したものを作製した（図１６Ｂ）。
（３）フローサイトメトリー分析（ＦＡＣＳ）によるＧＦＰ発現細胞の分取
　ｐＬｅｎｔｉ６－Ｐｒｏｍｏｔｅｒ－Ｖｅｎｕｓ－２Ａ－ＨＳＶ－ｔｋのうち、ｓｕｒｖｉｖｉｎおよびＣＡＧプロモーターのプラスミドよりレンチウイルスベクターを産生し、感染させた細胞についてＦＡＣＳ　ＡＲＩＡ　ＩＩ（ＢＤ社）を使用して感染細胞（ＧＦＰ陽性細胞）を分取した。
　ＫｈＥＳ１は、１０ｍｍ　Ｙ２７６３２を含む培地で一晩培養したＫｈＥＳ１をＣＴＫで処理した後、単一細胞へと分散させた。細胞数をカウントした後、必要量の細胞を遠心（１０００ｒｐｍ、５分）し、１０ｍｍ　Ｙ２７６３２含有ＰＢＳに再懸濁させた。未分化細胞標識抗体である、Ａｌｅｘａ　Ｆｌｕｏｒ　４８８　ａｎｔｉ－Ｈｕｍａｎ　ＳＳＥＡ４（ＢＩＯＬＥＧＥＮＤ社）を、細胞懸濁液１００ｍＬ（１×１０６細胞）あたり５ｍＬ加え、氷上で１０分毎に細胞を懸濁しながら３０分間静置して細胞のラベリングを行った。１０ｍｍ　Ｙ２７６３２含有ＰＢＳで１回洗浄後、１０ｍｍ　Ｙ２７６３２含有ＥＳ用培地に懸濁させ、抗体に標識されたＧＦＰ陽性細胞を未分化なレンチウイルス感染ＫｈＥＳ１としてフローサイトメーターで評価した。
　Ｄ３細胞はトリプシン処理し、ピぺッティングにより細胞塊を単一細胞に分散させた。細胞数をカウントし、必要量のＤ３細胞を遠心（１０００ｒｐｍ、５分）して、培地で再懸濁させ、ＧＦＰ陽性細胞をレンチウイルス感染Ｄ３細胞としてフローサイトメーターで評価した。
　フローサイトメーターでＧＦＰ陽性細胞を確認し、細胞を増やした後、ＢＤ　ＦＡＣＳＡＲＩＡ　ＩＩによりＧＦＰ陽性細胞の分取を行った。分取した細胞は直ちに遠心（１０００ｒｐｍ、５分）し、新しい培地に再懸濁させ、ＫｈＥＳ１細胞はＭＥＦ細胞と共培養を行い、Ｄ３細胞はゼラチンコートしたディッシュに播種した。
（４）ｉｎ　ｖｉｔｒｏにおける未分化細胞に対する毒性効果の検証
　上記の分取したＫｈＥＳ１細胞およびＤ３細胞を用いて、ＧＣＶ投与後の細胞毒性効果について解析を行った。ＫｈＥＳ１細胞は、１ｗｅｌｌあたり１×１０５個の細胞を９６ｗｅｌｌ　ｐｌａｔｅに播種し、翌日より７日間、ｓｕｒｖｉｖｉｎ－Ｖｅｎｕｓ－２Ａ－ＨＳＶ－ｔｋ（Ａ），ＣＡＧ－Ｖｅｎｕｓ－２Ａ－ＨＳＶ－ｔｋ（Ｂ）、およびＨＳＶ－ｔｋを持たないｓｕｒｖｉｖｉｎ－Ｖｅｎｕｓ－２Ａ－ｐｕｒｏｍｙｃｉｎ（Ｃ）、及び非感染細胞（ＮＣ）（Ｄ）の各群にＧＣＶを０，０．０１，０．１，１，１０，１００ｍｇ／ｍＬでそれぞれ毎日、７日間投与した。結果を図１７に示す。Ｄ３細胞は、１ｗｅｌｌあたり１×１０５個の細胞を９６ｗｅｌｌ　ｐｌａｔｅに播種し、翌日より４日間、ｓｕｒｖｉｖｉｎ－Ｖｅｎｕｓ－２Ａ－ＨＳＶ－ｔｋ（Ａ），ＣＡＧ－Ｖｅｎｕｓ－２Ａ－ＨＳＶ－ｔｋ（Ｂ）、およびＨＳＶ－ｔｋを持たないｓｕｒｖｉｖｉｎ－Ｖｅｎｕｓ－２Ａ－ｐｕｒｏｍｙｃｉｎ（Ｃ）、及び非感染細胞（ＮＣ）（Ｄ）の各群にＧＣＶを０，０．０１，０．１，１，１０，１００ｍｇ／ｍＬでそれぞれ毎日、４日間投与した。４日間投与後の細胞毒性効果の測定は、ＭＴＴ　ａｓｓａｙの変法であるＷＳＴ－８　ａｓｓａｙを用いて行った。使用した試薬ＳＦ（ナカライ社）は高感度水溶性ホルマザンを生成するテトラゾリウム塩；ＷＳＴ－８　［２－（２０ｍｅｔｈｏｘｙ－４－ｎｉｔｒｏｐｈｅｎｙｌ）－３－（ｎｉｔｒｏｐｈｅｎｙｌ）－５－（２，４－ｄｉｓｕｌｇｏｐｈｅｎｙｌ）－２Ｈ－ｔｅｔｒａｚｏｌｉｕｍ　ｍｏｎｏｓｏｄｉｕｍ　ｓａｌｔ］を発色基質として使用することでこれまでのＭＴＴよりも高感度測定を可能としており、ＷＳＴ－８が細胞内脱水素酵素により還元され、水溶性のホルマザンを生成する。このホルマザンの４５０ｎｍの吸光度を直接測定することにより生細胞数を測定した（Ｅ）。結果を図１８に示す。
（５）結果
　ＬＶ．ｓｕｒｖｉｖｉｎ－Ｖｅｎｕｓ－２Ａ－ＨＳＶ－ｔｋ感染ＫｈＥＳ１細胞は、コントロールであるＬＶ．ＣＡＧと共に、ＧＣＶ１ｍｇ／ｍＬと低用量で十分な細胞毒性効果を示し、細胞がほぼ全滅していた（図１７Ａ，Ｂ）。一方で、ＨＳＶ－ｔｋを持たないＬＶ．ｓｕｒｖｉｖｉｎ－Ｖｅｎｕｓ－２Ａ－ｐｕｒｏｍｙｃｉｎ感染細胞、および非感染細胞（ＮＣ）細胞では同様量で細胞毒性は見られず（図１７Ｃ，Ｄ）、ＧＣＶ１ｍｇ／ｍＬ投与時にＨＳＶ－ｔｋ依存性の特異的な細胞傷害効果であることが示された。またＧＣＶが１０μｇ／ｍＬ以上の高濃度になるとＨＳＶ－ｔｋ非特異的な細胞毒性が見られた。また、Ｄ３細胞でも同等の結果が得られ、特にＬＶ．ｓｕｒｖｉｖｉｎ－Ｖｅｎｕｓ－２Ａ－ＨＳＶ－ｔｋ感染Ｄ３細胞では、同ウイルス感染ＫｈＥＳ１細胞よりも感受性の高い細胞毒性効果を示した（図１８Ａ－Ｅ）
（６）ｉｎ　ｖｉｔｒｏにおける分化細胞に対するＧＣＶ投与の安全性の検証
　上記の分取したＫｈＥＳ１細胞を用いて、分化誘導後にＧＣＶ投与を行った際の安全性を確認するための解析を行った。分化誘導は、細胞を１ｗｅｌｌあたり３×１０３個の細胞を９６ｗｅｌｌ　低接着ｐｌａｔｅにＥＳ培地（ＬＩＦを除く）で播種し、１週間培養して胚葉体を形成させた。その後、ゼラチンコートしたディッシュに継代を続け、２８日以上培養して十分に分化させて作製した。分化誘導した細胞を１ｗｅｌｌあたり１×１０５個の細胞を９６ｗｅｌｌ　ｐｌａｔｅに再播種し、翌日より４日間、ｓｕｒｖｉｖｉｎ－Ｖｅｎｕｓ－２Ａ－ＨＳＶ－ｔｋ（Ａ），ＣＡＧ－Ｖｅｎｕｓ－２Ａ－ＨＳＶ－ｔｋ（Ｂ）、およびＨＳＶ－ｔｋを持たないｓｕｒｖｉｖｉｎ－Ｖｅｎｕｓ－２Ａ－ｐｕｒｏｍｙｃｉｎ（Ｃ）、及び非感染細胞（ＮＣ）（Ｄ）の各群にＧＣＶを０，０．０１，０．１，１，１０，１００ｍｇ／ｍＬでそれぞれ毎日、４日間投与した。結果を図１９に示す。
（７）結果
　ＬＶ．ｓｕｒｖｉｖｉｎ－Ｖｅｎｕｓ－２Ａ－ＨＳＶ－ｔｋ感染ＫｈＥＳ１細胞は、コントロールであるＬＶ．ＣＡＧと共に、未分化細胞では毒性効果を示していたが、上述の方法で分化させた細胞ではほとんど障害がみられず、未分化細胞特異的な殺傷効果を示した（図１９Ａ，Ｂ）。ＨＳＶ－ｔｋを持たないＬＶ．ｓｕｒｖｉｖｉｎ－Ｖｅｎｕｓ－２Ａ－ｐｕｒｏｍｙｃｉｎ感染細胞、および非感染細胞（ＮＣ）細胞では未分化細胞と同じく細胞毒性は見られず（図１９Ｃ，Ｄ）、ＧＣＶ１０ｍｇ／ｍＬ以上投与時でも未分化細胞に比べて非特異的な殺傷が見られないことから、ＨＳＶ－ｔｋ存在下で、かつ未分化な細胞でのみＧＣＶの毒性が現れることが示された。（図１９Ａ－Ｅ）
（８）ｉｎ　ｖｉｖｏにおけるレンチウイルス感染ヒトＥＳ細胞の分化多能性の検証
　上記の分取したＫｈＥＳ１細胞を用いて、レンチウイルス感染後の分化多能性に対する影響がないことを確認するための検証を行った。免疫不全マウスに４×１０６個の細胞を皮下移植して、テラトーマを形成させた。テラトーマが直径５ｍｍ以上になったものをそれぞれ取り出し、ホルマリン固定後、パラフィン包埋切片を作製した。各切片は、脱パラフィンした後、ＨＥ染色を行った。結果を図２０に示す。
（９）結果
　ＬＶ．ｓｕｒｖｉｖｉｎ－Ｖｅｎｕｓ－２Ａ－ＨＳＶ－ｔｋ、及びＬＶ．ＣＡ－Ｖｅｎｕｓ－２Ａ－ＨＳＶ－ｔｋ感染ＫｈＥＳ１細胞のいずれにおいても、三胚葉由来の各細胞が見られ（図２０Ａ－Ｆ）、非感染細胞と同等に多能性を維持していることが示された。この結果より、以前の研究で多数報告のあるとおり、レンチウイルス感染が、多能性幹細胞が有する分化多能性に影響しないことが確認された。

Claims (31)

  1. 　標識遺伝子と殺傷遺伝子とが、一つのプロモーターにより前記２つの遺伝子を同時に発現させることが可能な配列を介して結合した核酸配列、及び、プロモーター領域を含むリコンビネーションカセットを有するウイルスベクターであって、該プロモーター領域が、該標識遺伝子及び該殺傷遺伝子を発現可能に連結されているウイルスベクター。
  2. 　殺傷遺伝子が、自殺遺伝子である、請求項１に記載のウイルスベクター。
  3. 　自殺遺伝子が、薬剤依存性自殺遺伝子である、請求項２に記載のウイルスベクター。
  4. 　薬剤依存性自殺遺伝子が、ＨＳＶ－ｔｋ、ｈｕｍａｎ－ｔｍｐｋ、シトシンデアミナーゼ請求項ＣＤ遺伝子、水痘ウイルスチミジンキナーゼ、又はＣａｓｐａｓｅである、請求項３に記載のウイルスベクター。
  5. 　標識遺伝子が蛍光タンパク質である、請求項１～請求項４のいずれか１項に記載のウイルスベクター。
  6. 　蛍光タンパク質が、赤色又は緑色の蛍光蛋白質である、請求項５に記載のウイルスベクター。
  7. 　蛍光タンパク質が、ｍＫａｔｅ２又は緑色蛍光蛋白質である、請求項５に記載のウイルスベクター。
  8. 　一つのプロモーターにより前記２つの遺伝子を同時に発現させることが可能な配列が、２Ａ配列又はＩＲＥＳ配列である、請求項１～請求項７のいずれか１項に記載のウイルスベクター。
  9. 　レンチウイルスベクターである、請求項１～請求項８のいずれか１項に記載のウイルスベクター。
  10. 　プロモーター領域が未分化細胞特異的プロモーター領域である、請求項１～請求項９のいずれか１項に記載のウイルスベクター。
  11. 　未分化細胞特異的プロモーターが、ｓｕｒｖｉｖｉｎプロモーター又はｔｅｒｔプロモーターである、請求項１０に記載のウイルスベクター。
  12. 　未分化細胞特異的プロモーターが、ｓｕｒｖｉｖｉｎプロモーターである、請求項１０に記載のウイルスベクター。
  13. 　Ａ）請求項１～請求項９のいずれか１項に記載のウイルスベクターのプロモーター部分に被験プロモーターを組み替えて被験プロモーターを有するウイルスベクターを作製するステップ、
    Ｂ）被験プロモーターを有するウイルスベクターを対象の細胞に感染させるステップ、
    Ｃ）分化誘導処理後の前記細胞における前記標識遺伝子の発現を検出するステップ、
    Ｄ）分化誘導処理後の前記細胞が未分化細胞であるか、分化細胞であるかを識別するステップ、及び
    Ｅ）被験プロモーターが未分化細胞に特異的であるか否かを判定するステップを備える、未分化細胞特異的プロモーターのスクリーニング方法であって、
    　ここで、該判定が未分化細胞として識別された細胞において前記標識遺伝子の発現が検出される割合が高く、かつ、分化細胞として識別された細胞において前記標識遺伝子の発現が検出される割合が低い場合、該被験プロモーターは未分化細胞に特異的であると判定することにより行われる方法。
  14. 　Ａ）請求項１０～請求項１２のいずれか１項に記載のウイルスベクターを対象の細胞に感染させるステップ、
    Ｂ）分化処理後の前記細胞中の前記標識遺伝子の発現産物を検出するステップ、及び、
    Ｃ）前記標識遺伝子の発現産物が検出された場合には、未分化細胞が存在すると判定するステップを備える、分化処理後の細胞における未分化細胞の有無を判定する方法。
  15. 　Ａ）請求項１０～請求項１２のいずれか１項に記載のウイルスベクターが導入された分化処理後の細胞中の前記標識遺伝子の発現産物を検出するステップ、及び、
    Ｂ）前記標識遺伝子の発現産物が検出された場合には、未分化細胞が存在すると判定するステップを備える、分化処理後の細胞における未分化細胞の有無を判定する方法。
  16. 　Ａ）請求項１０～請求項１２のいずれか１項に記載のウイルスベクターを対象の細胞に感染させるステップ、
    Ｂ）分化処理後の前記細胞中における前記標識遺伝子の発現産物を同定するステップ、及び、
    Ｃ）前記標識遺伝子が発現している細胞が未分化細胞であると同定するステップを備える、分化処理後の細胞における未分化細胞を同定する方法。
  17. 　Ａ）請求項１０～請求項１２のいずれか１項に記載のウイルスベクターが導入された分化処理後の細胞中における前記標識遺伝子の発現産物を同定するステップ、及び、
    Ｂ）前記標識遺伝子が発現している細胞が未分化細胞であると同定するステップを備える、分化処理後の細胞における未分化細胞を同定する方法。
  18. 　Ａ）請求項１０～請求項１２のいずれか１項に記載のウイルスベクターを対象の細胞に感染させるステップ、
    Ｂ）分化処理後の前記細胞中における、前記標識遺伝子の発現産物のレベルを測定するステップ、及び、
    Ｃ）測定された前記標識遺伝子の発現産物のレベルから、未分化細胞の量請求項又は割合を決定するステップを備える、分化処理後の細胞における未分化細胞の量請求項又は割合を決定する方法であって、
    　ここで、前記標識遺伝子の発現産物のレベルが、未分化細胞の量請求項又は割合を示す方法。
  19. 　Ａ）請求項１０～請求項１２のいずれか１項に記載のウイルスベクターが導入された分化処理後の細胞中における、前記標識遺伝子の発現産物のレベルを測定するステップ、及び、
    Ｂ）測定された前記標識遺伝子の発現産物のレベルから、未分化細胞の量請求項又は割合を決定するステップを備える、分化処理後の細胞における未分化細胞の量請求項又は割合を決定する方法であって、
    　ここで、前記標識遺伝子の発現産物のレベルが、未分化細胞の量請求項又は割合を示す方法。
  20. 　Ａ）請求項１０～請求項１２のいずれか１項に記載のウイルスベクターを対象の細胞に感染させるステップ、
    Ｂ）分化処理後の前記細胞中における、前記標識遺伝子が発現している細胞数を計数するステップ、及び、
    Ｃ）前記標識遺伝子が発現している細胞数が未分化細胞の数であると決定するステップを備える、分化処理後の細胞中における未分化細胞数を決定する方法。
  21. 　Ａ）請求項１０～請求項１２のいずれか１項に記載のウイルスベクターが導入された分化処理後の細胞中における、前記標識遺伝子が発現している細胞数を計数するステップ、及び、
    Ｂ）前記標識遺伝子が発現している細胞数が未分化細胞の数であると決定するステップを備える、分化処理後の細胞中における未分化細胞の数を決定する方法。
  22. 　Ａ）請求項１０～請求項１２のいずれか１項に記載のウイルスベクターを対象の細胞に感染させるステップ、
    Ｂ）分化処理後の細胞中における、前記標識遺伝子の発現産物を検出するステップ、及び、
    Ｃ）前記標識遺伝子の発現産物が検出された場合には、未分化細胞が残存し又は発生したと判定するステップを備える、分化処理後に残存又は発生する未分化細胞のモニタリング方法。
  23. 　Ａ）請求項１０～請求項１２のいずれか１項に記載のウイルスベクターが導入され、分化誘導処理された細胞における、前記標識遺伝子の発現産物を検出するステップ、及び、
    Ｂ）前記標識遺伝子の発現産物が検出された場合には、未分化細胞が残存又は発生していると判定するステップを備える、幹細胞の分化処理後の未分化細胞のモニタリング方法。
  24. 　Ａ）請求項１０～請求項１２のいずれか１項に記載のウイルスベクターであって、殺傷遺伝子が薬剤依存性殺傷遺伝子であるウイルスベクターを対象の細胞に感染させるステップ、及び、
    Ｂ）前記細胞に前記薬剤依存性殺傷遺伝子が毒性を発揮可能な薬剤を投与するステップを備える、未分化細胞を殺傷する方法。
  25. 　請求項１０～請求項１２のいずれか１項に記載のウイルスベクターであって、殺傷遺伝子が薬剤依存性殺傷遺伝子であるウイルスベクターが導入された細胞に前記薬剤依存性殺傷遺伝子が毒性を発揮可能な薬剤を投与するステップを備える、未分化細胞を殺傷する方法。
  26. 　請求項１０～請求項１２のいずれか１項に記載のウイルスベクターを含む、未分化細胞標識剤。
  27. 　請求項１０～請求項１２のいずれか１項に記載のウイルスベクターを含む、未分化細胞殺傷剤。
  28. 　請求項１～請求項１２のいずれか１項に記載のウイルスベクターが導入された細胞。
  29. 　幹細胞である請求項２８に記載の細胞。
  30. 　幹細胞が、ＥＳ細胞、ｉＰＳ細胞、神経幹細胞、造血幹細胞、間葉系幹細胞、肝幹細胞、膵幹細胞、皮膚幹細胞、筋幹細胞、又は生殖幹細胞である、請求項２９に記載の細胞。
  31. 　幹細胞を分化誘導処理することにより得られた細胞である、請求項２８に記載の細胞。
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