CH626401A5

CH626401A5 -

Info

Publication number: CH626401A5
Application number: CH327177A
Authority: CH
Inventors: Ivan E Modrovich
Original assignee: Modrovich Ivan Endre
Priority date: 1976-03-17
Filing date: 1977-03-16
Publication date: 1981-11-13
Also published as: US4153511A; CA1092035A; SE449622B; JPS52134087A; JPS5635160B2; SE7703077L; DE2711753C2; DE2711753A1

Description

La présente invention se rapporte à la stabilisation de coenzymes labiles en milieu liquide.

Il a récemment été estimé que 25% de tous les tests diagnostiques in vitro effectués annuellement aux Etats-Unis ne sont pas fiables. Des tests auxquels on ne peut pas se fier peuvent aboutir à des traitements médicaux inutiles, à la suppression d'un traitement nécessaire et à des pertes de revenu.

A cause de leur haute spécificité, l'utilisation de déterminations enzymatiques a augmenté de façon appréciable pendant ces dernières années et tout laisse penser que cet état de choses va continuer. Toutefois, des mesures rigoureuses de contrôle de qualité sont nécessaires pour assurer l'exactitude et la fiabilité des résultats. Cette nécessité découle du fait que la nature exacte des enzymes, de même que le mécanisme de leur action, restent en grande partie inconnus. Pour le moment, la plus grande limitation qui pèse sur le fabricant de réactifs enzymatiques réside, de loin, dans les caractéristiques instables de ses produits. Les techniques courantes nécessitent l'utilisation de nombreux ingrédients labiles et le nombre de ces ingrédients tend plutôt à augmenter qu'à diminuer.

Dans l'état commercial actuel de la technique utilisée pour stabiliser la capacité réactive des enzymes ou des coenzymes, on enferme ceux-ci dans une matrice solide soit par lyophilisation, soit par mélangeage à sec tel qu'utilisé pour la mise en tablettes de poudres sèches dans l'industrie pharmaceutique, dans l'industrie des produits diagnostiques et autres industries similaires, immobilisant ainsi leur structure chimique. Contrairement à la sophistication que ces termes impliquent, ces façons de procéder ne sont ni pratiques ni désirables et, en plus, sont chères.

Le fabricant est obligé d'enlever l'eau et de fournir un produit partiel, perdant ainsi une partie du cycle du contrôle de qualité lors de la dilution et l'utilisation du produit final. Les laboratoires sont forcés de payer le prix élevé de l'empaquetage, la perte de réactif, la lyophilisation et le mélangeage à sec, tandis que l'utilité du produit est, en plus, limitée par les modes d'empaquetage et la taille des empaquetages.

De plus, une bonne uniformisation du produit est difficile à obtenir. Cela ressort d'ailleurs du fait que la plupart des sérums de contrôle lyophilisés commerciaux (sérums de référence) affichent la variation acceptable de flacon à flacon des constituants enzymatiques à +10% de la moyenne.

Dans le domaine des diagnostics cliniques, l'application commerciale est représentée par les réactifs diagnostiques utilisés pour déterminer et quantifier les constituants suivants présents dans des fluides biologiques (sans toutefois être limitée à ces réactifs):

1. Transaminase glutamique-oxalacétique (SGOT)

2. Transaminase glutamique-pyruvique (SGPT)

3. Déhydrogénase lactique (LDH)

4. Créatine Phosphokinase (CPK)

5. Déhydrogénase a-hydroxybutyrique (a-HBD)

6. Glucose (par hexokinase-G-6-PDH)

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Ces réactifs réagissent de manière analogue, contiennent des ingrédients labiles communs et quelques-unes des réactions impli- ' quées sont communes. Le schéma de réaction chimique suivant est présenté comme un modèle pour illustrer la nature générale des réactions impliquées.

Schéma de réaction 1 — Modèle général

Enzyme 1

(1) Substrat(s) Produits)

pH

Enzyme 2

(2) Produit/substrat+NAD—NADH2 ' NADH2 —NAD + Produit P**

Catalyseur

(3) NADH2 -I- Chromogène Chromogène + NAD

(oxydé) (réduit)

Toutes les réactions enzymatiques indiquées ci-dessus suivront ce schéma général, dans lequel la réaction (2) est généralement nommée réaction de couplage, les réactions (2) ou (3) sont les réactions de mesure et la réaction (1) peut être caractérisée comme étant la réaction primaire. Il doit être entendu, toutefois, que ces trois réactions ne seront pas toutes nécessaires lors d'une mesure; en fait, elles peuvent être limitées à deux ou à une seule. Dans le cas de la mesure en ultraviolet de l'activité de la déhydrogénase lactique (LDH), seule la réaction (2) est concernée, comme suit:

Schéma de réaction 2—LDH

LDH

Pyruvate + NADH2 ' NAD + Lactate

A l'inverse, le nombre de réactions requises peut être supérieur aux trois réactions indiquées comme dans le cas de la mesure de la Phosphokinase créatine (CPK):

Schéma de réaction 3 — CPK CPK

(1) CP + ADP ~ ATP + Créatine

HK

(2) ATP + Glucose ~ Glucose-6-phosphate + ADP

G-6-PDH

(3) Glucose-6-phosphate-I-NAD " NADH2

PMS

(4) NADH2 + INT —. — INT + NAD

(ox.) (réd.)

Symboles:

CP = Phosphate de créatine

ADP = Adénosine-5'-diphosphate

ATP = Adénosine triphosphate

HK = Hexokinase

NAD = Dinucléotide nicotinamide-adénine

NADH2 = Dinucléotide nicotinamide-adénine réduit

G-6-PDH = Déhydrogénase glucose-6-phosphate

INT = Sel de tétrazolium

PMS = Méthosulfate de phénazine

Dans ce cas, les réactions (2) ou (3) peuvent être considérées comme étant les réactions de couplage, les réactions (3) ou (4) comme les réactions de mesure, et la réaction (1) comme étant la réaction primaire.

Si l'on se réfère au schéma de réaction 1. - Modèle général, il est clair et bien connu que l'utilisation de la séquence de réactions permet l'analyse quantitative soit de la réaction substrats/produits, soit des enzymes catalysants.

L'analyse quantitative de ces constituants dans les liquides biologiques est un outil diagnostique largement accepté et largement utilisé pour le diagnostic et le traitement des états pathologiques chez les humains et les animaux.

Un coenzyme labile, tel que le dinucléotide nicotinamide-adénine réduit (NADH2) est stabilisé par traitement avec un solvant organique tel que le 1,2-propanediol en présence d'au moins 1 % en volume d'un agent solide inerte hygroscopique, par exemple par 10% en volume d'un tamis moléculaire. La composition stabilisée présente une excellente vie en rayon et le récipient peut être ouvert de manière répétée lors de l'utilisation sans dégradation du NADH2 labile. Le cas échéant, l'agent hygroscopique peut être retiré après que la stabilisation a été accomplie.

Les enzymes sont des molécules de protéines complexes, à haut poids moléculaire, généralement de structure chimique inconnue. Ils sont actuellement classifiés par leurs activités catalytiques et leurs spécificités extrêmes par rapport aux substrats. Les enzymes peuvent être redéfinis comme étant des catalyseurs biologiques, aptes à catalyser une réaction avec un seul substrat ou une réaction avec un groupe analogue de substrats.

Les coenzymes sont des produits chimiques organiques à plus bas poids moléculaire de structure bien définie, dont les réactions ou interactions sont nécessaires pour un essai ou réaction enzymatique spécifique. Ils sont catalysés, provoquant un changement irréversible de la structure du coenzyme et/ou de sa composition atomique. Les coenzymes sont très utiles dans des procédures d'essais cliniques. Certains ont une forte absorption, leurs réactions sont stœchiométri-ques avec le substrat, de sorte que la création ou la disparition de la forme absorbante peut être suivie photométriquement.

Le dinucléotide nicotinamide-adénine (NAD) et sa forme réduite (NADH2) sont utilisés dans de nombreux dosages cliniques importants, tels que les dosages SGOT, SGPT et LDH décrits précédemment. Le NAD et le NADH2 ont un poids moléculaire d'environ 700 et sont des molécules organiques très complexes. Le NADH2 absorbe fortement à 340 nm, tandis que le NAD n'absorbe pas à cette longueur d'onde.

Le NADH2 est extrêmement instable dans des solutions aqueuses ou, sous forme sèche, lorsqu'il est exposé à des environnements humides. Même congelé, le NADH2 doit être protégé de l'humidité. La stabilité est meilleure en pH alcalin; en pH acide, le NADH2 se décompose très rapidement, en l'espace de quelques minutes. Ni le mécanisme exact de cette destruction, ni les produits finals n'ont de signification, sauf que le NADH2 décomposé ne peut plus fonctionner de manière efficace comme coenzyme, ni ne possède plus de coefficient d'extinction à 340 nm. La forme typique commerciale est un paquetage sec du produit desséché ou lyophilisé contenu sous azote. Classiquement, le NADH2 est insoluble dans les solvants organiques.

Selon la présente invention, il est prévu un procédé de stabilisation d'un coenzyme labile, instable en milieu aqueux, utilisable dans des déterminations de diagnostics biologiques et pour y influencer la réactivité d'un enzyme, suivant lequel on dissout le coenzyme dans un solvant organique non réactif, miscible à l'eau et liquide au moins à la température ambiante, on traite la solution avec au moins 1 % d'un solide inerte particulaire hygroscopique à haute surface active pour enlever l'eau de manière que la teneur en eau résiduelle de la solution soit inférieure à 0,5%, et on scelle le produit final.

L'invention prévoit, d'autre part, une composition contenant un coenzyme stabilisé selon le procédé ci-dessus, laquelle comprend une solution renfermant moins de 0,5% d'eau, cette solution comprenant un coenzyme labile, instable en milieu aqueux dans un solvant organique non réactif, miscible à l'eau et liquide à la température ambiante au moins, la composition étant scellée dans un récipient.

Selon le procédé de l'invention, les coenzymes labiles sont donc traités de manière qu'on leur confère un état stable à long terme sans influencer la réactivité coenzymatique ou l'absorption photométri5

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que. Le procédé selon l'invention permet de fournir des réactifs ou des compositions de réactifs dans lesquels le contrôle de qualité est assuré tout au long de la préparation, de la mise en emballage, du stockage et de l'utilisation. L'inconvénient de la grandeur fixe de l'emballage est ainsi éliminé, comme d'ailleurs les frais élevés d'emballage, la lyophilisation et les pertes de réactifs. Des systèmes liquides d'enzymes et de coenzymes fournissent une flexibilité d'application et la séparation des ingrédients est aisément accomplie à des prix de manufacture négligeables réalisant la flexibilité de la mise en route de la réaction désirée après que toutes les autres réactions connexes ont été dissipées.

Les coenzymes stabilisés selon l'invention ont été évalués au cours d'études lors desquelles on compare des réactifs liquides contenant des coenzymes avec des réactifs frais. Ces études montrent une corrélation de 1 à 1 entre réactifs liquides âgés et réactifs frais avec une sensibilité et une précision comparables. La fourniture de réactifs à coenzymes sous une forme liquide stable améliore l'application colorimétrique des méthodes couplées NAD/NADH2 actuelles, principalement du fait que la séparation des ingrédients est facilement accomplie. Des réactifs liquides stables sont spécialement avantageux lorsque la consommation du NADH2 est la base de la mesure et que le réactif coloré doit être séparé du NADH2 et de la réaction principale. Dans le mode ultraviolet, le système liquide assure une meilleure homogénéité et un meilleur empaquetage du réactif, ainsi qu'une meilleure flexibilité à l'usage, contrairement aux préparations lyophilisées ou sèches.

En enzymologie diagnostique, la stabilisation de réactifs enzymatiques sous la forme de liquides prêts à l'emploi est une conception nouvelle et intéressante pour satisfaire les nécessités des laboratoires cliniques et les exigences de fiabilité des autorités de réglementation. La flexibilité des systèmes liquides d'enzymes permet leur application à l'instrumentation automatique tout en facilitant les tests manuels.

La stabilisation des coenzymes labiles est accomplie suivant un mode d'exécution du procédé selon l'invention en dissolvant les coenzymes dans un solvant organique. Lorsque la dissolution est achevée, au moins 1 % v/v d'un solide inerte hygroscopique est rajouté et le récipient est fermé. La suspension est maintenue à température ambiante pendant au moins 1 h, normalement de 1 à 2 j avec une agitation occasionnelle pour enlever l'eau de mélange jusqu'à obtention d'un niveau de pas plus de 0,05%. La solution peut alors être répartie dans des flacons en verre ambré comprenant au moins 1 % v/v d'agent hygroscopique, qu'on ferme hermétiquement et qu'on stocke dans un réfrigérateur. Sous ces conditions, on prévoit une vie en rayon jusqu'à quatre ans sans dégradation appréciable.

Suivant un autre mode d'exécution du procédé selon l'invention, l'agent hygroscopique à 1 % v/v peut être enlevé de la suspension, avantageusement en versant le liquide dans un autre flacon et en filtrant l'agent hygroscopique, le flacon étant ensuite fermé hermétiquement et stocké sous réfrigération. Là encore, on prévoit une vie en rayon jusqu'à quatre ans sans dégradation appréciable sous ces conditions.

De manière surprenante, le coenzyme NADH2 présente de bonnes stabilité et solubilité dans le solvant organique miscible à l'eau, même lorsque ce solvant, tel le 1,2-propanediol, est hygroscopique. Manifestement, les molécules du solvant solvatent efficacement le coenzyme, le protégeant de l'eau, et le milieu solvant agit en tant que milieu de transfert efficace, abandonnant l'eau absorbée à l'agent solide hygroscopique auquel elle est liée irréversiblement. Même après enlèvement de l'agent hygroscopique, on a constaté que l'entraînement de faibles quantités d'eau additionnelles lors de l'ouverture du récipient est relativement faible, n'affectant pas ainsi matériellement la dégradation de la composition.

De préférence, le solvant organique devrait:

1. avoir une faible teneur en eau (trace <0,1 %);

2. avoir un pH neutre ou alcalin;

3. être liquide à température ambiante et à celle d'un réfrigérateur;

4. ne pas réagir avec le NADH2, sauf par la formation de liaisons électrostatiques (c'est-à-dire hydrogène);

5. être miscible à l'eau, et

6. présenter une énergie libre normale de solvolyse basse (établis-s sement d'une résonance normale).

On préfère des solvants organiques non réactifs à pH neutre ou alcalin, tels que des alcools et plus particulièrement les polyols liquides ayant de 2 à 4 groupes hydroxyles et de 2 à 10 atomes de carbone, par exemple le glycérol, l'éthylèneglycol, le propylèneglycol io ou le butanediol. On a trouvé que le propylèneglycol,

1,2-propanediol, possède toutes ces qualités et est le solvant préféré.

Le solide inerte hygroscopique permet de maintenir la faible teneur en eau désirée, c'est-à-dire en dessous de 0,5% et de préférence en dessous de 0,1%. Ce solide hygroscopique doit être un adsorbant 15 efficace ne réagissant pas avec le coenzyme et ayant un pH neutre ou alcalin. Le solide est de préférence un agent hygroscopique à haute surface d'absorption, tel qu'un tamis moléculaire naturel ou synthétique ayant une grosseur de particules comprise dans une gamme correspondant aux Nos de tamis ASTM 2 à 16, présent en une 20 quantité d'au moins 1 % v/v, généralement de 5 à 20% v/v. La quantité de surface adsorbante est importante puisque le matériau agit en adsorbant l'eau dans ses pores.

Les tamis moléculaires sont des zéolithes ou des matériaux similaires dont les atomes sont arrangés de façon à former un 25 croisillonnement cristallin présentant un grand nombre de petites cavités interconnectées par des ouvertures ou des pores de plus petite dimension et de taille très uniforme. Normalement, ces cavités contiennent des molécules d'eau mais, si on chauffe, cette eau est chassée sans qu'il se produise de changement dans le croisillonne-30 ment cristallin restant. Le réseau de cavités et de pores peut occuper 50% du volume total des cristaux. Les tamis moléculaires ont une forte tendance à réabsorber de l'eau.

Quelques zéolithes naturels présentent des caractéristiques de tamis moléculaire, mais dans une mesure limitée. On peut obtenir des 35 zéolithes synthétiques avec des dimensions diverses (ouverture des pores de 3,4, 5 et 10A de diamètre) avec une haute capacité d'absorption et de régénération même lorsqu'on les utilise à température élevée.

On a aussi trouvé, en rapport avec la présente invention, qu'après 40 stabilisation de la composition en présence à la fois du solvant organique et du solide hygroscopique inerte, le solide hygroscopique peut être enlevé sans affecter matériellement la stabilité de la composition. Généralement, on a constaté que la composition devrait être stockée pour une période d'au moins 24 h à température 45 ambiante en présence du solide hygroscopique. Pendant ce temps, toutes les traces d'eau sont absorbées par ce solide hygroscopique et, au moment de son enlèvement, il n'y a pratiquement plus d'eau dans la composition. La composition peut aussi être ouverte sur une base limitée et, même si de l'eau entraînée par l'air entre dans la partie 50 supérieure du récipient, la quantité d'eau est relativement faible, de sorte qu'elle ne produit aucune décomposition matérielle des composants labiles de cette composition.

En général, le solide hygroscopique devrait être laissé en contact avec la solution stabilisée pendant une période qui dépend de la 55 quantité d'eau initialement présente dans la solution au moment de sa préparation. Dans bien des cas, on a constaté que le solide hygroscopique devrait rester en contact avec la solution pendant environ 3 à 4 j. Ce temps peut être raccourci en chauffant la composition, dans la mesure où l'on ne dépasse pas le point de 60 décomposition des composés labiles. Ainsi, on a constaté qu'il est possible de chauffer les compositions jusqu'à une température d'environ 60e C sans influencer les composants labiles. Le facteur important est que le solide hygroscopique reste dans la solution jusqu'à ce qu'il n'y ait pas plus d'environ 0,5% d'eau v/v. «5 La composition stabilisée selon la présente invention peut être introduite dans des récipients de grandeur adequate aux fins de détermination de composants du corps. En enlevant l'agent hygroscopique, il est maintenant possible de préparer des doses précises et i

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exactes; en effet, lorsque l'agent hygroscopique est présent, celui-ci adsorbe une partie du solvant lui-même ou tout au moins maintient une partie du solvant sur la surface de l'agent hygroscopique par tension superficielle. De cette manière, il est maintenant possible de préparer des doses précises lorsque la quantification de la solution est 5 un facteur critique ou important.

On a également trouvé selon la présente invention que les compositions ici décrites peuvent aussi être stabilisées en présence de composés labiles autres que les enzymes décrits ci-dessus. Ainsi, par exemple, les compositions stabilisées peuvent également comprendre 10 des coenzymes, tels que par exemple le NAD et le NADH2 ou les divers substrats qui sont compatibles avec les compositions. Dans chaque cas, on a trouvé que les substrats et les coenzymes sont stabilisés en accord avec la présente invention en même temps que les enzymes spécifiquement décrits ici. 15

Le coenzyme peut être présent jusqu'à la limite de solubilité et est, de préférence, aussi concentré que possible, car le propylèneglycol est un inhibiteur enzymatique puissant et peut interférer avec l'activité enzymatique primaire ou de couplage si l'on en transfère trop dans l'essai à partir du réactif coenzymatique. Des compositions typiques 20 deNADH2 selon l'invention contiennent environ 2 à 15 g/1,

typiquement environ 7 g/1. Du NADH2 hydraté peut être utilisé pour une dissolution plus rapide dans le solvant polyol.

Les exemples suivants permettront de mieux illustrer l'invention.

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Exemple 1:

On dissout 6,65 g/1 de NADH2 dans du 1,2-propanediol de qualité spectrométrique dans un récipient en verre ambré fermé.

Après dissolution complète, on ajoute 10 % v/v de tamis moléculaire (grosseur de maille N° ASTM4), on ferme le récipient et on laisse à 30 température ambiante pendant 24 h en agitant occasionnellement pour réduire la teneur en eau du mélange en dessous de 0,01 %. On verse la solution dans des flacons en verre ambré de commercialisation finale contenant du tamis moléculaire frais (10% v/v) ayant une grosseur de maille No ASTM4. On ferme les récipients hermétique- 35 ment et on les conserve au réfrigérateur. On établit une courbe d'Arrhénius qui donne la stabilité en température du NADH2 en fonction de sa dégradation dans le milieu considéré et cette courbe indique qu'une stabilité de stockage est possible jusqu'à quatre ans sans détérioration significative. Ces données ont été obtenues pour 40 trois températures de stockage: 60°C, ~25°C (température ambiante) et 2 à 8°C (température de réfrigérateur, utilisant une moyenne de 4°C). La perte maximale admissible est de moins de 10% après 360 j de stockage à 27°C.

Lorsqu'on utilise du propylèneglycol sans procéder d'abord à une stabilisation en présence de l'agent hygroscopique et à son enlèvement ultérieur, le NADH2 se dégrade assez rapidement à l'usage lorsqu'on ouvre et ferme le récipient.

Dans cet exemple 1, on a conservé les tamis moléculaires dans la composition finale telle que stockée. En revanche, dans l'exemple 2 qui suit, on a enlevé les tamis moléculaires après stabilisation de la composition de sorte qu'ils ne se trouvaient pas dans les récipients fermés. Néanmoins, la stabilité de la composition n'est pas matériellement affectée.

Exemple 2:

On dissout 6,65 g/1 de NADH2 dans du 1,2-propanediol de qualité spectrométrique dans un récipient en verre ambré fermé. Après dissolution complète, on ajoute 10% v/v de tamis moléculaire (grosseur de maille N° ASTM4), on ferme le récipient et on laisse à température ambiante pendant 24 h en agitant occasionnellement pour réduire la teneur en eau du mélange à moins de 0,01 %. On verse la solution surnageante dans des récipients de commercialisation finale en verre transparent. On ferme ces récipients hermétiquement et on les stocke sous réfrigération. On établit une courbe d'Arrhénius qui donne la stabilité en température du NADH2 en fonction de sa dégradation dans le milieu considéré et cette courbe indique également qu'une stabilité de stockage est possible jusqu'à quatre ans sans aucune dégradation significative.

Ces données ont été obtenues pour trois températures de stockage: 4°C, ~25°C (température ambiante) et 2 à 8°C (température de réfrigérateur, utilisant une moyenne de 4e C). La perte maximale admissible est de moins de 10% après 360 j de stockage à l'obscurité à 27°C.

De nouveau, lorsque l'on utilise du propylèneglycol sans procéder d'abord à une stabilisation en présence de l'agent hygroscopique, le NADH2 se dégrade assez rapidement à l'usage lorsqu'on ouvre et ferme le récipient.

Exemple 3:

Après enlèvement de l'excès d'eau au moyen du solide hygroscopique, on verse la composition de l'exemple 2 dans des fioles en verre transparent pour un seul essai en même temps qu'un coenzyme, le NADH2, à raison de 20 [J/fiole. On ferme ensuite hermétiquement les fioles en vissant un capuchon sur leur goulot. Ces fioles sont hautement efficaces pour procéder à des déterminations uniques du SGOT, du SGPT, du LBDH et du LDH-P, simplement en y rajoutant le substrat adéquat correspondant.

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Claims

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1. Procédé de stabilisation d'un coenzyme labile, instable en milieu aqueux, utilisable dans des déterminations de diagnostics biologiques et pour y influencer la réactivité d'un enzyme, caractérisé en ce qu'on dissout le coenzyme dans un solvant organique non réactif, miscible à l'eau et liquide à la température ambiante au moins, qu'on traite la solution avec au moins 1 % d'un solide inerte particulaire hygroscopique à haute surface active pour enlever l'eau de manière que la teneur en eau résiduelle de la solution soit inférieure à 0,5% et qu'on scelle le produit final.

2. Procédé selon la revendication 1, caractérisé en ce que le coenzyme est choisi parmi le dinucléotide nicotinamide-adénine réduit (NADH2) et le dinucléotide nicotinamide-adénine réduit (NADH2) hydraté.

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REVENDICATIONS

3. Procédé selon la revendication 2, caractérisé en ce que la concentration en dinucléotide nicotinamide-adénine (NADH2) est supérieure à 2 g/1.

4. Procédé selon la revendication 1, caractérisé en ce que le solvant a une faible teneur en eau (trace <0,1%), a un pH neutre ou alcalin, est liquide, à température ambiante au moins, ne réagit pas avec le dinucléotide niçotinamide-adénine réduite (NADH2), autrement que par formation de liaisons électrostatiques (c'est-à-dire liaisons hydrogènes), est miscible avec l'eau, et présente une énergie libre normale de solvolyse basse (établissement d'une résonance normale).

5. Procédé selon la revendication 4, caractérisé en ce que le solvant est un polyol comprenant de 2 à 4 groupes hydroxyles et de 2 àlO atomes de carbone.

6. Procédé selon la revendication 5, caractérisé en ce que le solvant est de 1,2-propanediol.

7. Procédé selon la revendication 1, caractérisé en ce que, lors du traitement, on ajoute le solide hygroscopique à la solution pour former une suspension et on agite la suspension.

8. Procédé selon la revendication 1, caractérisé en ce que, lors du traitement, on ajoute le solide hygroscopique à la solution pour former une suspension, on agite la suspension, puis on enlève le solide hygroscopique après que la teneur en eau résiduelle est en dessous de 0,5%.

9. Procédé selon la revendication 7 ou 8, caractérisé en ce qu'on répartit la solution ou la suspension dans des récipients en quantités précises pour des déterminations quantitatives.

10. Procédé selon la revendication 1, 7 ou 8, caractérisé en ce qu'on enlève l'eau par agitation de la suspension jusqu'à ce que la solution ne contienne pas plus de 0,1 % d'eau.

11. Procédé selon la revendication 1, caractérisé en ce que l'agent inerte hygroscopique est un tamis moléculaire en quantité de 5 à 20% v/v.

12. Procédé selon la revendication 11, caractérisé en ce que le tamis moléculaire a une grosseur particulaire comprise dans une gamme correspondant aux Nos de tamis ASTM 2 à 16.

13. Composition contenant un coenzyme stabilisé selon le procédé de la revendication 1, caractérisée en ce qu'elle comprend une solution renfermant moins de 0,5% d'eau, cette solution comprenant un coenzyme labile, instable en milieu aqueux, dans un solvant non réactif organique, miscible à l'eau et liquide à la température ambiante au moins, la composition étant scellée dans un récipient.

14. Composition selon la revendication 13, caractérisée en ce que le solvant organique est liquide à température ambiante et à celle d'un réfrigérateur.

15. Composition selon la revendication 13, caractérisée en ce qu'elle contient, lors du scellement, au moins 1 % v/v d'un agent solide inerte hygroscopique.

16. Composition selon la revendication 14, caractérisée en ce que l'agent solide inerte hygroscopique est un agent hygroscopique particulaire à haute surface d'absorption.

17. Composition selon la revendication 13, caractérisée en ce que le coenzyme est choisi parmi le dinucléotide nicotinamide-adénine réduit (NADH2) et le dinucléotide nicotinamide-adénine réduit (NADH2) hydraté.

18. Composition selon la revendication 17, caractérisé en ce que la concentration en dinucléotide nicotinamide-adénine est supérieure à 2 g/1.

19. Composition selon la revendication 13, caractérisée en ce que le solvant est un polyol comprenant de 2 à 4 groupes hydroxyles et de 2 à 10 atomes de carbone.

20. Composition selon la revendication 19, caractérisée en ce que le solvant est le 1,2-propanediol.

21. Composition selon les revendications 15 et 20, caractérisée en ce que l'agent hygroscopique est un tamis moléculaire présent en une quantité de 2 à 20% v/v et ayant une grosseur particulaire comprise dans une gamme correspondant aux N°s de tamis ASTM 2 à 16.