DE19528662A1

DE19528662A1 - Interphase-Kultur auf Multifunktionsarray (MFA)

Info

Publication number: DE19528662A1
Application number: DE1995128662
Authority: DE
Inventors: Burkhard Dr Schloshauer; Ulrich Dr Egert; Hugo Dr Haemmerle; Wilfried Dr Nisch; Stefan Fennrich
Original assignee: NMI Naturwissenschaftliches und Medizinisches Institut
Current assignee: NMI Naturwissenschaftliches und Medizinisches Institut
Priority date: 1995-08-04
Filing date: 1995-08-04
Publication date: 1997-02-06
Anticipated expiration: 2015-08-05
Also published as: DE19528662C2

Description

Im Bereich der Grundlagenforschung, vor allem aber in der angewandten Pharmakologie, Toxikologie und Neurophysiologie sowie Arzneimittelentwicklung könnten erhebliche Zeit- und Kosteneinsparungen erreicht werden, wenn biologisch-technische Analysesysteme zur Verfügung ständen, die a) die Quantität (Probendurchsatz, Zahl der Meßpunkte) und b) die Qualität (Aussagekraft, biologische Relevanz) wesentlich verbessern würden.

Am Beispiel der Neuropharmakaforschung sollen diese Aspekte verdeutlicht werden. Hierbei geht es um die Frage, welchen Einfluß ein potentielles Medikament auf die Funktion einzelner Nervenzellen hat, und wie sich dies auf die Leistung und Kommunikation innerhalb eines verschalteten Nervennetzes auswirkt. Auf der höchsten Komplexitätsebene können etwa durch Elektro-Encephalographie die summarischen Wechselwirkungen zwischen Nervenzellen über Elektroden erfaßt werden, nicht aber die Aktivitäten der Einzelzellen. Ein größeres Auflösungsvermögen wird erreicht durch intra- und extrazelluläre Ableitungen einzelner Elektroden mittels der Patch-clamp und anderer Techniken. Allerdings kann dadurch nur noch bedingt auf Gesamtwechselwirkungen geschlossen werden. Verbesserungen im Sinne einer guten Detallauflösung bei gleichzeitigem Erhalt des Gesamtüberblicks jedoch sind möglich durch Umgestaltung der Meßapparaturen und Elektroden. Die Mikrostrukturtechnik erlaubt die Realisierung von integrierten Schaltkreisen mit annähernd beliebiger Geometrie für die Gestaltung von Multifunktionsaarays (MFA). Hierbei können auf einer größeren Fläche stark miniaturisierte Elektroden in großer Dichte lokalisiert sein, so daß die neuronale Aktivität von Nervennetzen bei gleichzeitiger Erfassung der Einzelzellaktivität möglich ist (Hämmerle et al., 1994).

Diese technische Verbesserung kann nur dann in vollem Umfang genutzt werden, wenn sie erfolgreich mit einem relevanten biologischen System gekoppelt wird. Bisher ist diese Kopplung über einen längeren Zeitraum mit intaktem Nervengewebe nicht gelungen. Für die Pharmakaentwicklung stehen zunächst in vitro-Untersuchungen im Vordergrund. Die Kultivierung von intaktem Nervengewebe wird wesentlich erschwert dadurch, daß die Sauerstoff-Versorgung von Zellen in einem Gewebeverband mangelhaft ist und schnell zum Absterben der Nervenzellen führt. So konnte intaktes Nervengewebe wegen limitierter Nährstoffversorgung nur kurz (wenige Stunden) auf einem MFA am Leben erhalten werden (Novak et al., 1988; Meister et al., 1991, Hämmerle et al., 1994). Kultivierung von Gewebefragmenten über längere Zeiträume ist in sogenannten Rollkulturen möglich (Gähwiler, 1988; Bolz et al., 1990), wobei jedoch die Integration der MFA-Technologie bisher nicht berücksichtigt wurde. Statt Gewebefragmenten können auch Einzelzellen eingesetzt werden. Zur Kultivierung von isolierten Nervenzellen müssen diese jedoch aus ihrem natürlichen Verband herausgerissen wurden. Das Isolieren von Nervenzellen zerstört augenblicklich die natürlichen Kommunikationsgeflechte der Zellen untereinander, womit auch viele für die Pharmakaprüfung wichtige Leistungsfunktionen verloren gehen. Zudem verlieren Nervenzellen u. U. wichtige Eigenschaften, da Genexpression und damit zellulärer Differenzierungszustand von der natürlichen Umgebung beeinflußt werden.

Eine entwicklungstechnische Weiterentwicklung wäre demnach, einen Multifunktionsarray mit einem in-vitro-System zu kombinieren, das 1) Nervenzellen über lange Zeit am Leben erhält, 2) die natürlichen Kommunikationsnetze zwischen den Nervenzellen intakt beläßt und 3) eine Multielektroden-gestützte Erfassung der neuronalen Aktivität z. B. unter dem Einfluß eines Pharmakons über lange Testzeiten erlaubt.

LITERATUR

Bolz, J., Novak, N., Götz, M. und Bonhoeffer, T. (1990). Formation of target-specific neuronal projections in organotypic slice cultures from rat visual cortex. Nature 346, 359-362.

Hämmerle, H., Egert, U., Mohr, A., Nisch, W. (1994). Extracellular recording in neuronal networks with substrate integrated microelectrode arrays. Biosensors & Bioelectronics 9, 691-696.

Gähwiler, B.H. (1988). Organotypic cultures of neural tissue. Trends in Neuroscience 11, 484-489.

Meister, M., Wong, R.O.L., Baylor, D.A., Shatz, C.J. (1991). Synchronous brusts of action potentials in ganglion cells of the developing mammalian retina. Science 252, 939-943.

Nowak, J.L. und Wheeler, B.C. (1988). Multisite hippocampal slice recording and stimulation using a 32 element microelectrode array. Journal of Neuroscience Methods 23, 149-160.

Erfindungsgemäßes Verfahren

Zum Verständnis biologischer Abläufe und ihrer technischen Nutzbarmachung sind in vitro-Syste me von größtem Interesse, die eine umfangreiche Manipulierbarkeit und effiziente Analytik erlauben und gleichzeitig Zellen in einer weitgehend natürlichen Umgebung halten.

Ziel muß es also sein, ein Kultursystem zu etablieren, das 1) intelligente Analyse- und Manipulationsfähigkeiten ermöglicht, die in das Kultursystem integriert sind, und 2) eine optimale Kultivierung mit ausreichender Versorgung der Zellen und des Gewebes mit gelösten und gasförmigen Nährstoffen gewährleistet. Das erfindungsgemäße Verfahren sind Interphase-Kulturen auf Multifunktionsarrays. Beim Interphase-Kultur Typ I wird Gewebe stationär an der Grenzfläche zwischen Luft und Nährmedium gehalten. Beim Typ II wird das Gewebe zwischen den beiden Phasen hin- und herbewegt.

Dazu werden z. B. mittels Photolithographie hergestellte Elektrodenarrays auf planaren Glas- bzw. Siliziumoberflächen oder flexiblen Trägermaterialien als Untergrund verwendet. Die Leiterbahnen dieser Arrays sind isoliert, während die Enden inner- und außerhalb des Kulturbereichs offen zugänglich sind. Die inneren Leiterbahnen werden als Elektroden konfiguriert. Auf die Arrays aufgebrachte lebende Zellen können somit während der Kulturzeit elektrisch über die Elektroden stimuliert werden, ohne daß zusätzlich externe Elektroden eingeführt werden müßten. Gleichzeitig kann die elektrische Aktivität der Zellen fortlaufend verfolgt werden. Die außerhalb des Kulturbereichs plazierten Leiterbahnenden werden für diese Zwecke mit einem Aufzeichnungsgerät/Verstärker bzw. einem elektrischen Impulsgeber verbunden. Die Elektroden können kleiner 0,0001 mm² sein, so daß Tausende von Elektroden innerhalb eines Kulturgefäßes Platz finden. Damit ist eine ausgezeichnete räumliche Auflösung möglich, die z. B. beim Einsatz von Nervengewebe von großer Bedeutung ist. Daneben kann der mögliche Zeitraum von Analysen sehr variiert werden durch die Verbindung mit der Interphase- Kulturtechnik, die eine Kultivierung über Wochen erlaubt. Entscheidend ist also die Integration der Meßsonden und Eingangsanschlüsse direkt in das Kulturgefäß. Dies erlaubt eine on-line Analyse oder Stimulation über viele räumlich getrennte Einzelpunkte.

Statt der skizzierten Elektroden können ebenso Meßfühler z. B. für Sauerstoff, den pH-Wert, Glucose oder andere Parameter in den MFA integriert sein.

Bei der Interphasekultur-Technik werden Gewebe oder Zellen auf den Multifunktionsarrays zwischen der Nährstofflösung und der Gasphase hin- und herbewegt. Alternativ wird das biologische Material direkt an der Grenzschicht zwischen Gas- und Flüssigphase kultiviert.

Hierdurch wird eine sehr gute Versorgung mit Nährstoffen bei gleichzeitig optimalem Gasaustausch garantiert. Diese Kulturbedingungen erlauben eine Langzeitkultivierung und ermöglichen bei Kultivierung von Gewebefragmenten, daß die Gewebearchitektur und damit natürliche Zell-Zell-Wechselwirkungen sehr gut erhalten bleiben.

Mit diesen Verfahren sind Kultursysteme geschaffen, in denen z. B. natürliche neuronale Reaktionen zwischen den Zellen der Gewebefragmente ablaufen, die für zahlreiche Anwendungen genutzt werden können wie das Neuropharmakascreening sowie die Testung von Produkten auf deren therapeutische Wirkung oder pathologische Nebenwirkungen.

Das erfindungsgemäße Verfahren beruht also auf der neuartigen Kombination zweier Einzelelemente: MFA-Technologie und Interphase-Kulturen.

Beispiele Beispiel 1

Eingesetzt wird ein MFA, in diesem Falle ein photolitographisch hergestellter Chip auf einer Glasplatte (5 cm × 5 cm) mit Goldleiterbahnen, die durch Siliziumnitrit isoliert sind. Nur die Enden sind nicht isoliert. Von allen Bahnen ist jeweils ein 10 µm² (Durchmesser) breites Ende (innere Elektrode) in der Mitte des Glases plaziert, das andere (4 mm²) am Glasrand. Auf die Glasplatte um die inneren Elektroden wird ein Glasring (Durchmesser 3 cm, Höhe 2 cm) mit Schraubdeckel befestigt zur Herstellung eines Kulturgefäßes. Auf den Chip wird ein 400 µm dicker Hirngewebeschnitt (Ratte, postnataler Tag 6) aufgelegt und immobilisiert mittels eines Fibrinpfropfes (30 µl Thrombin mit 30 µl Huhnplasma). Das Gewebe wird mit Testsubstanzen (RPMI-Medium/10% Kälberserum) inkubiert und während der Kulturzeit langsam in einer Rolleinrichtung um 360° gedreht (10 Umdrehungen/Stunde), um einen ständigen Wechsel zwischen Gas- und Nährstoffphase zu ermöglichen.

Nach definierten Kulturzeiten (1 Stunde bis 21 Tage) in Gegenwart unterschiedlicher Konzentrationen von Testpharmaka wird das Gewebe samt Chip entnommen, steril in einen mikroskopischen Meßstand eingespannt (in einer Laminarstrom-Sterilhaube) und über einzelne Elektroden (100 kΩ Eingangsimpedanz bei 1 kHz) stimuliert (10 µA, 100 ms), wobei gleichzeitig mittels Optical Recording (spannungssensitiver Farbstoff) als externem Meßverfahren die Ausbreitung der elektrischen Aktivität innerhalb des Nervennetzes mittels Datenverarbeitung vermessen wird (Kreuzkorrelationsanalyse der Aktivität auf verschiedenen Elektroden). Anschließend kann das Gewebe zur histologischen Analyse (Hematoxylin-Eosin) gefärbt oder weiterkultiviert werden. Hiermit lassen sich z. B. Pharmaka identifizieren, die die überschießende Nervenaktivität bei der Epilepsie reduzieren ohne die Hirnaktivität als Ganzes zu lähmen.

Beispiel 2

Verwendet wird ein Multielektroden-Array analog Beispiel 1, wobei die Oberfläche des Arrays chemisch modifiziert wird, um ein geordnetes neuronales Netzwerk in vitro zu etablieren. Mittels aktivierter Siliziumverbindungen werden in einem Mehrstufenverfahren "Peptid-Leiterbahnen" auf der gesamten Oberfläche des Arrays aufgebracht. Hierzu werden sequenziell 3 verschiedene Decapeptide unter Zuhilfenahme von vorgefertigten Masken unter Ultraviolett-Bestrahlung kovalent an die Oberfläche angebunden (Photoaffinity Labelling). Die Anbindung erfolgt geordnet, so daß die Bahnen/Areale sich zwar kontaktieren, die Überlagerung zweier Peptide in einer Bahn aber vermieden wird. Die Bahn (Breite 10 µm, Lange 100 µm) von Peptid B stellt jeweils das Verbindungsstück zwischen den Peptidarealen von A und C dar (s. Abb. 1). Peptid A und C sind konzentrisch in einem 5 µm breiten Ring um jeweils benachbarte Elektroden (Durchmesser 10 µm) plaziert. Die Auswahl der synthetischen Decapeptide erfolgt an Hand ihrer biologischen Aktivität: Peptid A erlaubt die Adhäsion von Körnerzellen, Peptid B erlaubt das Auswachsen von Axonen der Körnerzellen, Peptid C erlaubt die Adhäsion von Pyramidenzellen und das Auswachsen ihrer Dendriten. Auf das so vorstrukturierte Array werden Zellen des Rattengehirns (Hippocampus, postnataler Tag 9) ausgesät und nicht adhärierende Zellen nach 2 Stunden durch zweimaliges Spülen mit Kulturmedium abgewaschen. Nach fünftägiger Kulturzeit (37°C, 5% CO₂, synthetisches Bottenstein Medium ohne Serumzusatz) hat sich eine geordnete neuronale monosynaptische Struktur ähnlich der in vivo Situation herausgebildet: Körnerzellen auf Peptid A senden ihre Axone über Peptid B und bilden an der Grenze zu Peptid C Synapsen mit den Dendriten der Pyramidenzellen auf Peptid C.

Durch elektrische Stimulation über die Elektrode im Peptidareal A wird die Körnerzelle aktiviert (initiale Depolarisation um 15 mV): dadurch wird ein Aktionspotential ausgelöst und über das Axon fortgeleitet. Es kommt zur Neurotransmitterausschüttung an der Synapse, wodurch die Dendriten dem Pyramidenzellen aktiviert werden. Die Aktivierung wird durch extrazelluläre Ableitung erfaßt im Bereich der Pyramidenzellkörper an der zweiten Elektrode. Dem Kulturmedium werden Testpharmaka in unterschiedlichen Konzentrationen zugegeben und analysiert, ob sie einen hemmenden oder aktivierenden Einfluß auf die synaptische Aktivität haben. Die Kultur kann als stationäres System (permanent geflutete Zellen) gehalten werden oder aber zur besseren Versorgung als Interphase-Kultur (s. o.).

Durch komplexere Mikrostrukturierung können 3 oder mehr Nervenzellentypen selektiv angebunden und zur Differenzierung gebracht werden. Das System eignet sich besonders zur Untersuchung von Pharmaka die a) Synapsen generell beeinflussen oder b) einen Synapsentyp selektiv beeinflussen ohne gleichzeitige Wirkung auf einen anderen Synapsentyp.

Beispiel 3

Verwendet wird eine MFA-Struktur mit 96 miniaturisierten Sauerstoffelektroden, die in einem Rechteck analog einer kommerziellen Mikrotiterplatte angeordnet sind. Jede Elektroden stellt den Boden eines kleinen Kulturgefäßes (Volumen 200 µl) dar und ist damit gegen andere Gefäße und Elektroden isoliert (Gefäßmaterial: Polycarbonat). Zur Reduktion der Adhäsivität zwischen Polycarbonat und Nährmedium ist die Polycarbonat-Oberfläche silanisiert (Sigmacote®, Einwirkzeit 30 Sekunden, 22°C). In jedem Gefäß werden Leberfragmente (Größe 100×100×100 µm, Gewebefragmente hergestellt mit Hilfe eines Gewebehackers der Fa. McIlwain, Gewebe von adulter Balb C Maus) kultiviert in Gegenwart eines definierten Medium- und Luftvolumens (je 100 µl; synthetisches Bottenstein Medium). Durch Verwendung eines speziellen gummierten Deckels können alle Gefäße gleichzeitig durch Anpressen leckfrei abgedichtet werden. Zur besseren Kultivierung von Zellen wird der Chip mit Kulturgefäßen permanent um einen Winkel von ca. 120° auf und ab gekippt (Taktfrequenz: 10 Sekunden in waagerechter, 50 Sekunden in senkrechter Position). In der gekippten Position läuft das Nährmedium von den Zellen ab. Insgesamt wird hierdurch eine wechselnde Exposition der Zellen erreicht in a) flüssige Medium- und b) Gasphase. Durch die daraus resultierende verbesserte Versorgung bleibt die Stoffwechselaktivität der Zellen der in vivo-Situation ähnlicher. Mittels der Sauerstoffelektroden kann während einer langandauernden Kulturzeit die Stoffwechselaktivität über den Sauerstoffverbrauch unter dem Einfluß von Lebensmittelkonservierungsstoffen für alle 96 Kulturen gleichzeitig gemessen werden (je 8 Kulturen mit einheitlicher Probenkonzentration; 11 verschiedene Proben-Konzentrationen; 8 unbehandelte Kulturen als Kontrolle).

Beispiel 4

Eingesetzt wird ein konzentrisches Elektrodenarray mit umspannendem Haltering (16 Platinelektroden mit je 100 µm²) auf einem flexiblen perforierten (1 µm Poren) Trägermaterial (Silikonelastomer, Radius 0,6 cm). Zur besseren Anheftung der Zellen an die Elektroden, sind die freien Elektrodenenden durch Elektropolymerisation mit einem 15er-Peptid des Extrazellulärmatrixproteins Fibronektin beschichtet (vorgeschaltete N-terminale Kopplung mit Hydroxphenylessigsäure am Peptid für effizientere anodische Elektropelymerisation (8 Minuten, 1 Volt gegen eine gesättigte Kalomelelektrode) in Phosphat gepufferter Salinelösung/pH 7,4). Als stationäre Interphase-Kultur (Typ I) wird das Trägermaterial auf dem Nährmedium aufsitzend kultiviert: hierzu wird das Polymermaterial mit dem Haltering in eine korrespondierende Halterung eingespannt, die die Kontaktierung der Leiterbahnen ermöglicht. Das Medium, durch die Poren des Trägermaterials aufsteigend (Kapillarkräfte), benetzt die Zellen, wobei sich auch über die Zellen ein dünner Flüssigkeitsfilm zieht. Die Zellen bleiben somit auch über lange Inkubationszeiten an der Grenzschicht zur Luft, womit die Sauerstoffversorgung optimiert ist. Als Testzellen dienen immortalisierte Stammzellen (Satelliten-Zellen, adulte Ratte), die in einer Dichte von 20 000 Zellen/cm² ausgesät werden. Die Stammzellen tragen das Temperatur sensitive SV40 large antigen Gen, das ihnen Immortalität verleiht. Bei der permissiven Temperatur von 33°C proliferieren die Zellen (3 Tage, 37°C, 5% CO₂); die Differenzierung der Stammzellen zu Muskelzellen mit nachfolgender Zellfusion wird bei der nonpermissiven Temperatur von 39°C erreicht. Über Kontaktierung der äußeren Enden der ansonsten isolierten Leiterbahnen wird eine elektrophysiologische Ableitung ermöglicht. Bis zu 21 Tage werden Testpharmaka zugegeben und über angeschlossene Aufzeichnungsgeräte (DAT-Recorder) kontrolliert, ob sich die Kontraktionen der Muskelzellaggregate und die damit verbundenen Spannungszustände der Zellmembranen ändern. Der Einsatz von 16 Elektroden gleichzeitig ermöglicht eine direkte Mittelung statistischer Schwankungen. Auf diese Weise werden neue Pharmaka z. B. zur Therapie von Herzinsuffizienzen identifiziert.

Beim Einsatz von Hypoxie-stabilen Testzellen (Myosin II Isoform positive Myoblasten aus langsamen Muskeln postnataler Hühner) können nicht-perforierte semipermeable Silikonelastomere verwendet werden. Durch einen um das Elektrodenareal aufgeklebten Glasring (Durchmesser 0,9 cm; Höhe 0,8 cm; biokompatibler Silikonkautschuk: 1 Teil RTV-Me G25A und 9 Teile RTV-ME 62513, Wacker Chemie) wird ein separates Kulturgefäß geschaffen. 80 000 Testellen/cm² werden auf das Multifunktionsarray ausgesät und das Nährmedium (0,15 ml Eagle Basismedium/10% Hitze-inaktiviertes fötales Kälberserum) direkt auf die Zellen gegeben. Die Sauerstoffpermeabilität des Silikonelastomers erlaubt Hypoxie-stabile Zellen an einer Phasengrenz-ähnlichen Schicht zu kultivieren, um sie für die oben dargestellte Fragestellung einzusetzen.

Claims

1. Verfahren zur Kultivierung von Geweben oder Gewebekomponenten auf einem Multifunktionsarray, dadurch gekennzeichnet, daß diese an der Grenze zwischen Gas- und Flüssigphase kultiviert werden (Interphase-Kultur Typ I).

2. Verfahren zur Kultivierung von Geweben oder Gewebekomponenten auf einem Multifunktionsarray, dadurch gekennzeichnet, daß Gewebe oder Gewebekomponenten im Wechsel in der Gas- und der Flüssigkeitsphase gehalten werden (Interphase-Kultur Typ II).

3. Verfahren nach Anspruch 1 bis 2 dadurch gekennzeichnet, daß die Interphase-Kultur mit anderen Kulturformen wie Aggregat- oder Kokulturen kombiniert wird.

4. Verfahren nach Anspruch 1 bis 3 dadurch gekennzeichnet, daß die Interphase-Kultur von Nerven-, Knochen- oder anderen Geweben angelegt wird.

5. Verfahren nach Anspruch 1 bis 4 dadurch gekennzeichnet, daß das Gewebe oder Gewebekomponenten vom Menschen oder einer anderen Spezies stammen.

6. Verfahren nach Anspruch 1 bis 5 dadurch gekennzeichnet, daß in den Multifunktionsarray Funktionselemente integriert sind, auf die Gewebe- oder Gewebekomponenten aufgebracht werden.

7. Verfahren nach Anspruch 1 bis 6 dadurch gekennzeichnet, daß die Funktionselemente auf/in einem flexiblen oder unflexiblen Trägermaterial plaziert sind.

8. Verfahren nach Anspruch 1 bis 7 dadurch gekennzeichnet, daß das Trägermaterial gasdurchlässig ist.

9. Verfahren nach Anspruch 1 bis 7 dadurch gekennzeichnet, daß das Trägermaterial gasundurchlässig ist.

10. Verfahren nach Anspruch 1 bis 9 dadurch gekennzeichnet, daß das Trägermaterial flüssigkeitsdurchlässig ist.

11. Verfahren nach Anspruch 1 bis 9 dadurch gekennzeichnet, daß das Trägermaterial flüssigkeitsundurchlässig ist.

12. Verfahren nach Anspruch 1 bis 11, dadurch gekennzeichnet, daß das Trägermaterial ganz oder teilweise durchlässig für elektromagnetische Wellen (z. B. transparent für Licht) ist.

13. Verfahren nach Anspruch 1 bis 11 dadurch gekennzeichnet, daß das Trägermaterial undurchlässig für elektromagnetische Wellen ist.

14. Verfahren nach Anspruch 1 bis 13 dadurch gekennzeichnet, daß die miniaturisierten Funktionselemente Analyseeinheiten wie pH- oder Gas-sensitive Elektroden oder Sensorelemente für andere Paramenter wie Stoffwechselmetabolite usw. darstellen.

15. Verfahren nach Anspruch 1 bis 14 dadurch gekennzeichnet, daß die Funktionselemente Elektroden zur Potentialmessung oder Stimulation darstellen, allein oder in Kombination mit anderen Elektrodentypen.

16. Verfahren nach Anspruch 1 bis 15 dadurch gekennzeichnet, daß die Funktionselemente integrierte Schaltungen zur Signalverarbeitung und/oder zur Stimulation enthalten.

17. Verfahren nach Anspruch 1 bis 16 dadurch gekennzeichnet, daß die Funktionselemente im Bedarfsfall oberflächenbehandelt sind, um die Wechselwirkung zwischen technischer Oberfläche und dem biologischen Material gezielt zu steuern z. B. durch Peptidbeschichtung für eine gezielte Adhäsion von Gewebe.

18. Verfahren nach Anspruch 1 bis 17 dadurch gekennzeichnet, daß der Bereich zwischen den Funktionselementen ganz oder teilweise räumlich oder chemisch strukturiert ist, wobei die Funktionselemente selbst auch chemisch oberflächenbehandelt sein können.

19. Verfahren nach Anspruch 1 bis 18 dadurch gekennzeichnet, daß die Funktionselemente räumlich strukturiert sind.

20. Verfahren nach Anspruch 1 bis 19 dadurch gekennzeichnet, daß die Funktionselemente des Multifunktionsarrays kombiniert eingesetzt werden mit externen Analyseverfahren wie Videomikroskopie oder anderen.

21. Verwendung nach Anspruch 1 bis 20 dadurch gekennzeichnet, daß Zell-Zell-, Zell-Bio molekül- oder Biomolekül-Biomolekül-Wechselwirkungen analysiert werden.

22. Verwendung nach Anspruch 1 bis 21 dadurch gekennzeichnet, daß Xenobiotika und potentiell therapeutisch relevante Agenzien auf ihre Wirkung und Nebenwirkung hin untersucht werden.

23. Verwendung nach Anspruch 1 bis 22 dadurch gekennzeichnet, daß synthetische und natürliche Substanzen auf ihre regenerations- und entwicklungsrelevante Wirkung hin untersucht werden.

24. Verwendung nach Anspruch 1 bis 23 dadurch gekennzeichnet, daß Materialeigenschaften bezüglich ihrer Interaktionen oder Inertheit mit biologischen Systemen charakterisiert werden.

25. Verwendung nach Anspruch 1 bis 24 dadurch gekennzeichnet, daß durch Zugabe von tierischen oder menschlichen Proben zu Interphase-Kulturen diese zu Diagnose- und Therapiezwecken eingesetzt werden.