ES2267104T3 - Dimero del peptido trebol. - Google Patents

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Helle Fabricius Woldike
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Abstract

UN PEPTIDO TREBOLADO QUE CONTIENE UN DOMINIO TREBOLADO UNICO CARACTERIZADO POR ESTAR EN FORMA DE DIMERO.

Description

Dímero del péptido trébol.
Campo de la invención
La presente invención se refiere a dímeros del péptido trébol, a un método de preparación de dímeros de péptidos trébol, a composiciones farmacéuticas que comprenden dímeros del péptido trébol, y al uso del mismo en el tratamiento de trastornos gastrointestinales.
Antecedentes de la invención
Los péptidos trébol forman una familia de péptidos encontrada principalmente en asociación con el tracto gastrointestinal. Los péptidos trébol mamíferos contienen uno o más dominios en trébol característicos (Thim et al., 1989), cada uno de los cuales se compone por una secuencia de 38 o 39 residuos aminoácidos donde 6 residuos de media-cistina son enlazados en la configuración 1-5, 2-4 y 3-6, formando así una estructura en trébol característica (Thim, 1989).
Los péptidos trébol mamíferos conocidos actualmente contienen uno o dos dominios en trébol (para revisión véase Thim, 1994; Poulsom & Wright, 1993; Hoffmann & Hauser, 1993), mientras que los péptidos de la rana Xenopus laevis, y las proteínas que contienen uno (Hauser & Hoffmann, 1991), dos (Hauser et al., 1992a), cuatro (Hoffmann, 1988) o seis (Hauser & Hoffmann, 1992b) dominios en trébol han sido descritas. Los péptidos trébol mamíferos que contienen un dominio son el péptido pS2 asociado al cáncer de mama hasta ahora conocido del ser humano (Jakowlev et al., 1984, Prud'homme et al., 1985) y del ratón (Lefebvre et al., 1993) y el factor trébol intestinal hasta ahora conocido del ser humano (Podolsky et al., 1993; Hauser et al., 1993) y de la rata (Suemori et al., 1991; Chinery et al., 1992). El polipéptido espasmolítico (sp) que contiene dos dominios en trébol ha sido descrito del hombre (Tomasetto et al., 1990), del cerdo (Thim et al., 1982) y del ratón (Tomasetto et al., 1990). En los seres humanos los tres péptidos trébol hpS2, hITF y hSP son todos expresados en condiciones normales en el tracto gastrointestinal: hSP y hps2 en la capa mucosa epitelial del estómago (Tomasetto et al., 1990; Rio et al., 1988), y hITF en la capa mucosa epitelial del intestino delgado y colon (Podolsky et al., 1993). La purificación y caracterización de hSP producido recombinantemente en la levadura han sido también descritas (Thin et al., 1993, FEBS Lett. 318(3), págs.345-352).
La función fisiológica de los péptidos trébol no está muy bien entendida. La expresión aumentada de péptidos trébol en el tracto gastrointestinal ha sido proporcionada en diferentes condiciones que comprenden lesiones en las mucosas, tales como la enfermedad del intestino inflamatorio (Rio et al., 1991; Poulsom et al., 1992; Wright et al., 1993) y la ulceración en el estómago y duodeno (Rio et al., 1991; Hanby et al., 1993; Wright et al., 1990). Consecuentemente una función de reparación de la mucosa de los péptidos trébol ha sido sugerida (p. ej. Wright et al., 1993). Una evidencia de péptidos trébol que promueven la restitución epitelial mucosa después de una lesión ha sido proporcionada recientemente por Dignass et al., 1994, Playford et al., 1994 y Babyatsky et al., 1994. El mecanismo por el cual los péptidos trébol promueven su función de reparación puede implicar el entrecruzamiento de glicoproteinas de mucina para formar una capa de gel viscoelástico resistente a enzimas digestivas (Thim, 1994; Gajhede et al., 1993).
La clonación del factor trébol intestinal de dominio único de rata y humano y el uso del factor trébol intestinal en el tratamiento de lesiones gastrointestinales están descritos en WO 92/14837.
Resumen de la invención
Hasta ahora se ha encontrado la posibilidad de preparar dímeros de factores trébol que tienen sólo un dominio en trébol y que tienen propiedades farmacológicas interesantes.
En consecuencia, la presente invención se refiere a un péptido trébol que contiene un único dominio en trébol, el péptido estando caracterizado por estar en forma dimérica.
Como se ha indicado anteriormente, se cree que los péptidos trébol contribuyen a la cicatrización de úlceras pépticas y otras lesiones mucosas por la estabilización de la capa mucosa del tracto intestinal. El mecanismo de esta estabilización es hasta ahora desconocido. No obstante, la estructura de rayos X del polipéptido espasmolítico pancreático porcino (PSP) (ver Gajhede et al., 1993), que tiene dos dominios en trébol, muestra que la mayoría de residuos conservados contribuyen a una fisura, de 8-10 \ring{A} de ancho, que se encuentra en cada uno de los dominios en trébol. Los experimentos de acoplamiento preliminares han demostrado que la fisura podría alojar parte de una cadena oligosacárida, por ejemplo el carbohidrato fijado a una glicoproteína de mucina. Si éste es el caso, la PSP con dos fisuras de este tipo puede entrecruzar mucinas, ayudándolas a formar un gel protector sobre el epitelio mucoso. Actualmente no se sabe si los péptidos trébol con un único dominio en trébol (tal como ITF y pS2) forman in vivo dímeros para ejercer una función similar, o si tienen un mecanismo de acción diferente. No obstante, se cree normalmente que los dímeros de tales péptidos trébol pueden de hecho entrecruzar mucinas y en consecuencia ser la forma activa de los péptidos.
En otro aspecto, la presente invención se refiere a un método de preparación de un dímero de un péptido trébol que contiene un único dominio en trébol, el método que comprende: cultivar una célula huésped adecuada transformada con una secuencia de ADN que codifica un péptido trébol que contiene un dominio en trébol bajo condiciones que permiten la producción del péptido; separar el monómero del péptido trébol resultante y el dímero del péptido trébol del cultivo por un procedimiento cromatográfico; y recuperar el dímero del péptido trébol resultante del
cultivo.
En otro aspecto, la invención se refiere a una composición farmacéutica que comprende un dímero de un péptido trébol que contiene un único dominio en trébol, junto con un diluyente o vehículo aceptable farmacéutica-
mente.
En otros aspectos adicionales, la invención se refiere a un dímero de un péptido trébol que contiene un dominio en trébol para el uso como un medicamento y para el uso de un dímero de un péptido trébol que contiene un dominio en trébol para la preparación de un medicamento para la profilaxis o tratamiento de trastornos gastrointestinales.
Descripción detallada de la invención
El dímero del péptido trébol puede, en particular, ser un dímero del factor trébol intestinal (ITF) o un péptido asociado al cáncer de mama (pS2).
En particular, el péptido trébol es ITF humano. Cuya secuencia de aminoácidos monomérica es:
ZEYVGLSANQCAVPAKDRVDCGYPHVTPKECNNRGCCFDSRIPGVPWCFKP LQEAECTF
donde Z es Glu, Gin o pyrGlu, o pS2 humano, cuya secuencia de aminoácidos monomérica es:
ZAQTETCTVAPRERQNCGFPGVTPSQCANKGCCFDDTVRGVPWCFYPNTID VPPEEECEF
donde Z es Glu, GIn o pyrGlu.
En una forma de realización preferida, el dímero del péptido trébol de la invención tiene un peso molecular aproximado de 13000. En una forma de realización preferida adicional, un dímero ITF de la invención está compuesto por dos monómeros de ITF enlazados por un enlace disulfuro entre dos residuos de cristeína en la posición 57 de cada monómero. En otra forma de realización preferida, un dímero de pS2 según la invención está compuesto por dos monómeros de pS2 enlazados por un enlace disulfuro entre dos residuos de cisteína en la posición 58 de cada monómero. El dímero del péptido trébol es preferiblemente producido por técnicas de ADN recombinante. Con este fin, una secuencia de ADN que codifica el péptido trébol puede ser aislada preparando un banco genómico o de cDNA y seleccionando las secuencias de ADN que codifican para o parte del péptido por hibridación usando sondas de oligonucleótidos sintéticas conforme a las técnicas estándar (ver Sambrook et al., Molecular Cloninq: A Laboratory Manual, Cold Spring Harbor Laboratory, Cold Spring Harbor, New York, 1989). Para este objetivo, la secuencia de ADN que codifica el péptido es preferiblemente de origen humano, es decir derivada de un banco de ADN genómico o de ADNc humano.
La secuencia de ADN que codifica el péptido trébol puede también ser preparada sintéticamente por métodos estándar establecidos, p. ej. el método de fosfoamidita descrito por Beaucage y Caruthers, Tetrahedron Letters 22 (1981), 1859-1869, o el método descrito por Mattes et al., EMBO Journal 3 (1984), 801-805. Según el método de fosfoamidita, los oligonucleótidos son sintetizados, p. ej. en un sintetizador de ADN automático, purificado, recocido, ligado y clonado en vectores adecuados.
La secuencia de ADN puede también ser preparada por la reacción en cadena de la polimerasa usando cebadores específicos, por ejemplo como se describe en US 4.683.202, Saiki et al., Science 239 (1988), 487-491, o Sambrook et al., supra.
La secuencia de ADN que codifica el péptido trébol es normalmente insertada en un vector recombinante que puede ser cualquier vector que puede convenientemente ser sometido a procedimientos de ADN recombinante, y la elección del vector frecuentemente dependerá de la célula huésped en la que se introduzca. Así, el vector puede ser un vector de replicación autónoma, es decir un vector que existe como una entidad extracromosómica, cuya replicación es independiente de la replicación cromosómica, p. ej. un plásmido. De forma alternativa, el vector puede ser uno que al introducirse en una célula huésped, se integre en el genoma de la célula huésped y se replique con el(los) cromosoma(s)
en el(los) que se ha integrado.
El vector es preferiblemente un vector de expresión donde la secuencia de ADN que codifica el péptido trébol está operativamente enlazada a segmentos adicionales requeridos para la transcripción del ADN. En general, el vector de expresión está derivado de ADN plásmido o vírico, o puede contener elementos de ambos. El término, "enlazado operativamente" indica que los segmentos están dispuestos de modo que funcionan con respecto a los objetivos a los que están destinados, p. ej. la transcripción se inicia en un promotor y continúa a través de la secuencia de ADN que codifica para el polipéptido.
El promotor puede ser cualquier secuencia de ADN que muestre actividad transcripcional en la célula huésped de elección y puede derivar de proteínas que codifican genes homólogos o heterólogos a la célula huésped.
Ejemplos de promotores adecuados para dirigir la transcripción del ADN que codifica el péptido trébol en células mamíferas son el promotor SV40 (Subramani et al., Mol. Cell Biol. 1 (1981), 854-864), el promotor MT-1 (gen de la metalotioneina) (Palmiter et al., Science 222 (1983), 809-814) o el promotor tardío mayor del adenovirus 2.
Un ejemplo de un promotor adecuado para el uso en células de insecto es el promotor de polihedrina (US 4.745.051; Vasuvedan et al., FEBS Lett. 311, (1992) 7-11), el promotor P10 (J.M. Vlak et al., J. Gen. Virologv 69, 1988, pp. 765-776), el promotor de la proteína básica del virus de la polihedrosis Autographa californica (EP 397 485), el promotor del gen 1 temprano inmediato del baculovirus (US 5.155.037; US 5.162.222), o el promotor del gen temprano retardado 39K del baculovirus (US 5.155.037; US 5.162.222).
Ejemplos de promotores adecuados para el uso en células huéspedes de la levadura incluyen promotores de genes glicolíticos de levadura (Hitzeman et al., J. Biol. Chem. 255 (1980), 12073-12080; Alber y Kawasaki, J. Mol. Appl. Gen. 1 (1982), 419-434) o genes de la alcohol-deshidrogenasa (Young et al., en Genetic Enqineerinq of Microorqanisms for Chemicals (Hollaender et al, eds.), Plenum Press, New York, 1982), o los promotores TPI1 (US 4.599.311) o ADH2-4c (Russell et al., Nature 304 (1983), 652-654).
Ejemplos de promotores adecuados para el uso en células huéspedes del hongo filamentoso son, por ejemplo, el promotor ADH3 (McKnight et al., The EMBO J. 4 (1985), 2093-2099) o el promotor tpiA. Ejemplos de otros promotores útiles son los derivados del gen que codifica la amilasa TAKA de A. oryzae, la proteinasa aspártica de Rhizomucor miehei, la \alpha-amilasa neutra de A. Níger, la \alpha-amilasa estable en ácido de A. Niger, la glucoamilasa de A. Níger o A. awamori (gluA), la lipasa de Rhizomucor miehei, la proteasa alcalina de A. oryzrre, la triosa fosfato isomerasa de A. oryzae o la acetamidasa de A. nidulans. Son preferidos los promotores de TAKA-amilasa y de gluA. Los promotores adecuados están mencionados en, p. ej. EP 238 023 y EP 383 779.
La secuencia de ADN que codifica el péptido trébol puede también, si fuera necesario, conectarse operativamente a un terminador adecuado, tal como el terminador de la hormona del crecimiento humana (Palmiter et al., Science 222;1983, págs. 809-814) o (para huéspedes micóticos) los terminadores TPI1 (Alber y Kawasaki, J. Mol. Appl. Gen. 1. 1982, págs. 419-434) o ADH3 (McKnight et al., The EMBO J. 4; 1985, págs. 2093-2099). El vector puede además comprender elementos tales como señales de la poliadenilación (p. ej. de SV40 o de la región Elb del adenovirus 5), secuencias potenciadoras transcripcionales (p. ej. el potenciador SV40) y secuencias potenciadoras traduccionales (p. ej. aquellas que codifican los ARNs del adenovirus VA).
El vector recombinante puede además; comprender una secuencia de ADN que permite que el vector se replique en la célula huésped en cuestión. Un ejemplo de esta secuencia (cuando la célula huésped es una célula mamífera) es el origen SV40 de la replicación.
Cuando la célula huésped es una célula de levadura, las secuencias adecuadas que permiten que el vector se replique son el plásmido de levadura 2p, los genes de replicación REP 1-3 y el origen de replicación.
El vector puede también comprender un marcador seleccionable, p. ej. un gen cuyo producto implementa un defecto en la célula huésped, tal como el gen que codifica para la dihidrofolato-reductasa (DHFR) o el gen TPI de Schizosaccharomyces pombe (descrito por P.R. Russell, Gene 40; 1985, págs. 125-130), o uno que confiere resistencia a los fármacos, como p. ej. ampicilina, canamicina, tetraciclina, cloranfenicol, neomicina, higromicina o metotrexato. Para hongos filamentosos, los marcadores que se pueden seleccionar incluyen amdS, pyrG argB, niaD o sC.
Para dirigir un péptido trébol de la presente invención en la vía secretora de las células huéspedes, una secuencia señal secretora (también conocida como una secuencia líder, secuencia prepro o secuencia pre) puede ser proporcionada en el vector recombinante. La secuencia señal secretora se une a la secuencia de ADN que codifica el péptido trébol en el marco de lectura correcto. Las secuencias señal secretoras de forma común se posicionan en 5' para la secuencia de ADN que codifica el péptido. La secuencia señal secretora puede ser aquella normalmente asociada con el péptido o puede provenir de un gen que codifica otra proteína segregada.
Para la secreción a partir de células de levadura, la secuencia señal secretora puede codificar cualquier péptido señal que asegure una dirección eficaz del péptido trébol expresado en el vehículo secretor de la célula. El péptido señal puede ser un péptido señal producido de forma natural, o una parte funcional del mismo, o bien puede ser un péptido sintético. Se ha encontrado que los péptidos señal adecuados son el péptido señal del \alpha-factor (ver US 4.870.008), el péptido señal de la amilasa salival del ratón (ver O. Hagenbuchle et al., Nature 289; 1981, págs. 643-646), un péptido señal de la carboxipeptidasa modificada (ver L.A. Valls et al., Cell 48;1987, págs. 887-897), el péptido señal BAR1 de levadura (ver WO 87/02670), o el péptido señal de la proteasa aspártica 3 (YAP3) de levadura (ver M. Egel-Mitani et al., Yeast 6; 1990, págs. 127-137).
Para una secreción eficaz en levadura, una secuencia que codifica un péptido líder puede también ser insertada debajo de la secuencia señal y encima de la secuencia de ADN que codifica el péptido trébol. La función del péptido líder es la de permitir que el péptido expresado se dirija desde el retículo endoplásmico hasta el aparato de Golgi y después a una vesícula secretora para la secreción en el medio de cultivo (es decir, exportación del péptido trébol a través de la pared celular o al menos a través de la membrana celular en el espacio periplásmico de la célula de levadura). El péptido líder puede ser el péptido líder del \alpha-factor de levadura (cuyo uso está descrito p. ej. en US 4.546.082, US 4.870.008, EP 16 201, EP 123 294, EP 123 544 y EP 163 529). De forma alternativa, el péptido líder puede ser un péptido líder sintético, es decir, un péptido líder no encontrado en la naturaleza. Los péptidos líder sintéticos pueden, por ejemplo, ser construidos como se describe en WO 89/02463 o WO 92/11378.
Para el uso en hongos filamentosos, el péptido señal puede convenientemente derivar de un gen que codifica una amilasa o glucoamilasa de Aspergillus sp., un gen que codifica una lipasa o proteasa de Rhizomucor miehei o una lipasa de Humicola lanuginosa. El péptido señal está preferiblemente derivado de un gen que codifica la TAKA amilasa de A. oryzae, la \alpha-amilasa neutra de A. Niger, la amilasa estable en ácido de A. Niger, o la glucoamilasa de A. Niger. Los péptidos señal adecuados están descritos en, p. ej. EP 238 023 y EP 215 594.
Para el uso en células de insecto, el péptido señal puede convenientemente derivar de un gen de insecto (ver WO 90/05783), tal como el péptido señal precursor de la hormona adipocinética de Manduca sexta de lepidóptero (ver US 5.023.328).
Los procedimientos usados para enlazar la codificación de secuencias de ADN para el péptido trébol, el promotor y opcionalmente el terminador y/o la secuencia señal secretora, respectivamente, y para insertarlos en vectores adecuados conteniendo la información necesaria para la replicación, son bien conocidos por los expertos en la materia (ver, por ejemplo, Sambrook et al., Molecular Cloninq: A Laboratorv Manual, Cold Spring Harbor, New York, 1989).
La célula huésped donde se introduce la secuencia de ADN que codifica el péptido trébol puede ser cualquier célula que sea capaz de producir el péptido en forma dimérica e incluye la levadura, hongos y células eucarióticas superiores.
Ejemplos de líneas celulares mamíferas adecuadas son las líneas celulares COS (ATCC CRL 1650), BHK (ATCC CRL 1632, ATCC CCL 10), CHL (ATCC CCL39) o CHO (ATCC CCL 61). Los métodos de transfección de células mamíferas y de expresión de secuencias de ADN introducidas en las células están descritos en p. ej. Kaufman y Sharp, J. Mol. Biol. 159 (1982), 601-621; Southern and Berg, J. Mol. Appl. Genet, 1 (1982), 327-341; Loyter et al., Proc. Natl. Acad. Sci. USA 79 (1982), 422-426; Wigler et al., Cell 14 (1978), 725; Corsaro y Pearson, Somatic Cell Genetics 7 (1981), 603, Graham y van der Eb, Virologv 52 (1973), 456; y Neumann et al., EMBO J. 1 (1982), 841-845.
Ejemplos de células de levaduras adecuadas incluyen células de Saccharomyces spp. o Schizosaccharomyces spp., en particular cepas de Saccharomyces cerevisiae o Saccharomyces kluyveri. Los métodos para transformar células de levadura con ADN heterólogo y producir polipéptidos heterólogos a partir de éstas están descritos, p. ej. en US 4.599.311, US 4.931.373, US 4.870.008;5.037.743, y US 4.845.075. Las células transformadas son seleccionadas por un fenotipo determinado por un marcador seleccionable, de forma común por una resistencia a fármacos o por la capacidad para crecer en ausencia de un nutriente particular, p. ej. la leucina. Un vector preferido para el uso en levadura es el vector POT1 descrito en US 4.931.373. La secuencia de ADN que codifica el péptido trébol puede ser precedida por una secuencia señal y opcionalmente una secuencia líder, p. ej. conforme al modo descrito anteriormente. Otros ejemplos de células de levadura adecuadas son cepas de Kluyveromices, tales como K. lacris, Hansenula, p. ej. H. polimorfa, o Pichia, p. ej. P. pastoris (ver Gleeson et al., J. Gen. Microbiol. 132; 1986, págs. 3459-3465; US 4.882.279).
Ejemplos de otras células micóticas son células de hongos filamentosos, p. ej. Aspergillus spp., Neurospora spp., Fusarium spp. o Trichoderma spp., en particular cepas de A. oryzae, A. nidulans o A. Níger. El uso de Aspergillus spp. para la expresión de proteínas está descrito en, p. ej., EP 272 277, EP 238 023, EP 184 438. La transformación de F. oxysporum puede, por ejemplo, efectuarse según se describe por Malardier et al., 1989, Gene 78: 147-156. La transformación de Trichoderma spp. puede ser realizada por ejemplo según se describe en EP 244 234.
Cuando un hongo filamentoso se usa como célula huésped, se puede transformar con el constructo de ADN de la invención, convenientemente integrando el constructo de ADN en el cromosoma huésped para obtener una célula huésped recombinante. Esta integración está generalmente considerada una ventaja puesto que la secuencia de ADN es más propensa a mantenerse de forma estable en la célula. La integración de los constructos de ADN en el cromosoma huésped puede ser realizada según los métodos convencionales, p. ej. por recombinación homóloga o heteróloga.
La transformación de células de insecto y la producción de polipéptidos heterólogos en su interior puede realizarse según se describe en US 4.745.051; US 4.879.236; US 5.155.037; 5.162.222; EP 397.485. La línea celular del insecto usado como huésped puede de manera adecuada ser una línea celular de lepidópteros, tal como células de Spodoptera frigiperda o células de Trichoplusia ni (ver US 5.077.214). Las condiciones de cultivo pueden ser de manera adecuada como las que se describe en, por ejemplo, WO 89/01029 o WO 89/01028, o cualquiera de las referencias mencionadas.
La célula huésped transformada o modificada anteriormente descrita es luego cultivada en un medio nutritivo adecuado bajo condiciones que permiten la expresión del péptido trébol, tras lo cual todo o parte del péptido resultante puede ser recuperado del cultivo en forma dimérica. El medio usado para cultivar las células puede ser cualquier medio convencional adecuado para crecer las células huésped, tal como medios mínimos o complejos que contienen suplementos apropiados. Unos medios adecuados están disponibles por proveedores comerciales o pueden ser preparados según recetas publicadas (p. ej. en catálogos de la American Type Culture Collection). El péptido trébol producido por las células puede luego ser recuperado del medio de cultivo por procedimientos convencionales, incluyendo la separación de las células huésped del medio por centrifugado o filtración, la precipitación de los componentes proteínicos del sobrenadante o producto filtrado mediante una sal, p. ej. sulfato de amonio, la purificación por una variedad de procedimientos cromatográficos, p. ej. la cromatografía de intercambio iónico, la cromatografía por filtración en gel, la cromatografía de afinidad, o similar, dependiendo del tipo de polipéptido en cuestión. En un método de la invención para preparar un dímero del péptido trébol según la invención, el monómero del péptido trébol y el dímero del péptido trébol del cultivo son separados por un procedimiento cromatográfico, a partir del cual se recupera el dímero.
En la composición farmacéutica de la invención, el dímero del péptido trébol puede ser formulado por cualquiera de los métodos establecidos de formulación de composiciones farmacéuticas, p. ej. como se describe en Reminqton's Pharmaceutical Sciences. 1985. La composición puede estar en una forma adecuada para la inyección sistémica o infusión y puede, como tal, ser formulada con agua estéril o una solución salina isotónica o solución de glucosa. Las composiciones pueden ser esterilizadas por técnicas de esterilización convencionales que son bien conocidas en la técnica. Las soluciones acuosas resultantes pueden ser envasadas para el uso o filtradas bajo condiciones asépticas y liofilizadas, la preparación liofilizada siendo combinada con la solución acuosa estéril antes de la administración. La composición puede contener sustancias auxiliares aceptables farmacéuticamente según se requiera para aproximarse a condiciones fisiológicas, tales como agentes tampón, agentes reguladores de la tonicidad y similares, por ejemplo acetato de sodio, lactato de sodio, cloruro de sodio, cloruro de potasio, cloruro de calcio, etc.
La composición farmacéutica de la presente invención puede también ser de administración nasal, transdérmica o rectal. El vehículo aceptable farmacéuticamente o diluyente empleado en la composición puede ser cualquier portador sólido convencional. Ejemplos de portadores sólidos son lactosa, terra alba, sacarosa, talco, gelatina, agar, pectina, acacia, estearato de magnesio y ácido esteárico. De forma similar, el vehículo o diluyente puede incluir cualquier material de liberación sostenida conocido en la técnica, tal como gliceril monoestearato o gliceril diestearato, sólo o mezclado con una cera. La cantidad de un portador sólido variará mucho, pero normalmente será de aproximadamente 25 mg a aproximadamente 1 g.
La concentración del dímero del péptido trébol en la composición puede variar mucho, es decir de aproximadamente el 5% a aproximadamente el 100% en peso. Una concentración preferida está en la gama de 50-100% en peso. Una dosis unitaria de la composición puede normalmente contener de aproximadamente 1 mg a aproximadamente 200 mg, preferiblemente de aproximadamente 25 mg a aproximadamente 75 mg, en particular aproximadamente 50 mg, del dímero.
Como se ha indicado anteriormente, se cree que el dímero del péptido trébol de la invención es la forma activa del péptido. Por ello se contempla como ventajoso para el uso para la prevención o tratamiento de trastornos gastrointestinales. Más específicamente, se contempla para el uso en el tratamiento de úlceras gástricas o pépticas, enfermedad del intestino inflamatorio, enfermedad de Crohn o lesiones en el tracto intestinal provocadas por una terapia de radiación, bacterias u otras infecciones. La dosificación del polipéptido administrada a un paciente variará con el tipo y gravedad de la enfermedad por tratar, pero está generalmente en la gama de 0.1-1.0 mg/kg de masa corporal. Otro aspecto de la invención se refiere al uso de un dímero del péptido trébol de la invención para la preparación de un medicamento para la profilaxis o tratamiento de trastornos gastrointestinales, tal como alguno de los trastornos recién mencionados.
Breve descripción de los dibujos
La presente invención está descrita con más detalle en el ejemplo con referencia a los dibujos anexos, que son los siguientes:
Fig. 1 Estructura propuesta del factor trébol intestinal ITF humano. La secuencia de aminoácidos primaria está tomada de Hauser et al., 1993, y los enlaces disulfuro están puestos en homología con PSP y pS2 (Thim, 1988).
Fig. 2 HPLC de fase inversa en una columna Vydac 214TP54 de sobrenadante de la cepa HW756 de levadura que expresa ITF de rata.
Fig. 3 Cromatografía de intercambio iónico en una columna Fast Flow SP- Sepharose de ITF humano parcialmente purificado. La cantidad de hITF (monómero) y de hITF (dímero) fueron determinados por HPLC analítica. Las barras indican las fracciones agrupadas para una purificación adicional de las formas monoméricas y diméricas. La línea discontinua muestra la concentración de NaCl en el solvente de elución.
Fig. 4 HPLC de fase inversa en una columna Vydac 214TP54 C4 de ITF de rata purificado, dímero (A), ITF humano (monómero) B, e ITF humano (dímero C). Las líneas discontinuas muestran la concentración de acetonitrilo en el solvente de elución.
Fig. 5 Espectros de la masa reconstruida de ITF de rata purificado (dímero) (A), ITF humano (monómero) (B) e ITF humano (dímero)(C).
Fig. 6 Estructura de la forma dimérica de ITF humano.
Fig. 7 Mapa de restricción del plásmido KFN 1003.
Fig. 8 Construcción del plásmido pHW756.
Fig. 9 Construcción del plásmido pHW1066.
Ejemplo Materiales y métodos Clonación de ITF de rata (rITF) y de ITF humano (hITF)
La donación de rata e ITF humano se efectuó como se describe en WO 92/14837 y como se describe por Suemori et al., 1991, y Chinery et al., 1992 (ITF de rata), y Podolsky et al., 1993, y Hauser et al., 1993 (ITF humano).
Construcción de los plásmidos de expresión rITF y hITF
Los plásmidos de expresión pHW756 para la secreción del ITF de rata y pHW1066 para la secreción de ITF humano fueron construidos como se destaca en la Fig. 7-9. El vector de expresión de levadura pKFN1003 (descrito en WO 90/10075) es un derivado del plásmido CPOT (Kawasaki, G. International Conference on Yeast Genetics and Molecular Biology, Sept.17-24, 1984, Edinburgh, Scotland, Abstr. P15.). Tiene el gen TPI de Schizosaccharomyces pombe (POT) como marcador de la selección (Russell, P.R., Gene 40 (1985), 125-130), y promotor y terminador de la triosa fosfato isomerasa (TPI) de S. cerevisiae para el control de la expresión (Alber, T. y Kawasaki, G. J. Mol. Appl. Genet. 1 (1982), 419-434).
El gen ITF de rata fue inicialmente clonado en Bluescript. II KS(-) (Stratagene), a partir del cual se propagó según la Fig. 8. El vector auxiliar pSX54 que proporciona lugares de clonación útiles, está compuesto de pUC18 y pDN1050 (Diderichsen, B., Poulsen, G.B., J\diameterrgensen, S.T. Plasmid 30 (1993), 312-315). El ligador de ADN sintético NcoI-Pf1M1 tiene la secuencia siguiente:
100
El ligador codifica para 8 aminoácidos C-terminales de la secuencia líder como se describe en Thim, L., Norris, K., Norris, F., Nielsen, P.F., Bjørn. S., Christensen, M., Petersen, J. FEBS Lett. 318, (1993), 345-352, con algunos cambios en el codón de elección, y la parte N-terminal del gen ITF de rata: QEFVGLSPSQC. La secuencia de aminoácidos señal y líder es tal y como se describe ibid.:
MKAVFLVLSLIGFCWAQPVTGDESSVEIPEESLIIAENTTLANVAMAERLEKR.
El gen ITF humano fue clonado en PUC19 y propagado como se describe en la Fig. 9. El ligador de ADN sintético NcoI-BsaAI tiene la secuencia siguiente:
2292: 5'-CATGGCTGAAAGATTGGAAAAGAGAGAAGAATAC-3' 34 bp
2287: 5'-GTATTCTTCTCTCTTTTCCAATCTTTCAGC-3' 30 bp
El ligador codifica para los 8 aminoácidos C-terminales de la secuencia líder como se describe para la construcción de rITF y para los 3 aminoácidos N-terminales del gen hITF: EEY. La secuencia señal y líder son las mismas que antes.
Los plásmidos de expresión fueron transformados en la cepa MT 663 de S. cerevisiae (E2-7B X El 1-36 a/\alpha, \Deltatpi/\Deltatpi, pep 4-3/pep 4-3) mediante la selección para el crecimiento en glucosa como única fuente de carbono.
Los transformantes de levadura que expresan el ITF de rata y humano fueron denominados HW756 y HW1066, respectivamente.
Fermentaciones
Los transformantes anteriormente descritos fueron cultivados a 30ºC durante 72 h en un medio de peptona dextrosa de levadura (YPD) (Sherman et al., 1981) suministrado con extracto de levadura adicional (60 Gramos/L). Los valores de OD a 660 nm de 153 y 232 para HVV756 (rITF) y HW1066 (hITF), respectivamente, fueron alcanzados al final de las fermentaciones. El pH fue ajustado a 2.5 con 1M de ácido fosfórico al final de la fermentación, y las células de la levadura fueron eliminadas por centrifugado a 3000 rpm durante 15 min.
Purificación de rITF recombinante
La concentración de rITF en el caldo de fermentación de levadura y las fracciones obtenidas durante la purificación fueron medidas por HPLC analítica. Las partes alícuotas (normalmente 50-200 \muL) fueron inyectadas sobre una columna de fase inversa C4 HPLC Vydac 214TP54 (0.46 X 25 cM) equilibrada a 30ºC a un nivel de flujo de 1.5 ml/min. con el 0.1% (v/v) de TFA en el 15% (v/v) de acetonitrilo. Después de 10 min de elución isocrática, la concentración de acetonitrilo en el solvente de elución aumentó al 55% tras 40 min. La absorbancia fue medida a 214 nm. Se encontró que tres picos de elución a 26.5 min., 27.3 min. y 28.2 min. (Fig. 2) representaban formas dímericas de rITF. Los péptidos fueron cuantificados usando un hSP calibrado estándar (Thim et al., 1993). El nivel de expresión para ITF de rata recombinante en el sistema de levadura presente fue 113 mg/l.
De un fermentador de 10 L, 8.7 L de caldo de fermentación fue aislado por centrifugado. El sobrenadante fue diluido con 14.8 L de agua destilada para reducir la conductividad. La muestra fue bombeada en una columna Fast Flow S-Sepharose (Pharmacia) (5 x 42 cM) con un nivel de flujo de 600 mL/h. Antes de la aplicación, la columna fue equilibrada en 50 mM de tampón del ácido fórmico, pH 3.7. El ITF de rata fue eluido de la columna por 50 mM de ácido fórmico, pH 3.7 conteniendo 50 mM de NaCl. Las fracciones de 100 mL fueron recogidas a un nivel de flujo de 600 mUh y analizadas por su contenido en rITF. Las fracciones de la fase precedente conteniendo rITF fueron agrupadas (2.3 L) y bombeadas en una columna (5 x 10 cM) de Amberchrome (G-71). Antes de la aplicación, la columna fue equilibrada en 10 mM de tampón de acetato amónico, pH 4.8, a un nivel de flujo de 0.5 L/h. Después de la aplicación, la columna fue lavada con 0.5 L de tampón equilibrado y eluida con 10 mM de tampón de acetato amónico pH 4.8 conteniendo el 60% (v/v) de etanol a un nivel de flujo de 0.1 L/h. Las fracciones de 10 mL fueron recogidas y agrupadas según su contenido en rITF. La concentración del etanol en la agrupación fue aumentada del 60% (V/V) al 87% (V/V) por la adición de 2 volúmenes de etanol (99.9%, v/v) y el rITF fue precipitado por enfriamiento hasta dar como resultado una mezcla a menos 25ºC durante 16 h.
El producto precipitado fue recogido por centrifugado durante 1 h a 10,000 g a -25ºC y fue redisuelto a la temperatura ambiente en 130 ml de ácido fórmico 20 mN pH 3.0. La muestra fue bombeada sobre una columna Fast Flow SP- Sepharose (Pharmacia) (5 X 20 cM) con un nivel de flujo de 50 mL/h. Antes de la aplicación, la columna fue equilibrada con 20 mM de ácido fórmico, pH 3.0. Los péptidos fueron eluidos de la columna por un gradiente lineal entre 1.5 L de 50 mM de ácido fórmico, pH 3.0 y 1.5 L de ácido fórmico, pH 3.0 conteniendo 0.5 M de NaCl. Las fracciones (10 mL) fueron recogidas a un nivel de flujo de 80 mUh y la absorbancia fue medida a 280 nm. Se evaluó el contenido de rITF de las fracciones. Las fracciones correspondientes a rITF fueron agrupadas. El ITF de rata fue purificado adicionalmente por HPLC preparatoria. Las fracciones agrupadas (900 mL) fueron bombeadas sobre una columna de HPLC preparatoria Vydac 214TP1022 C4 (2.2 X 25 cM) equilibrada al 0.1% (v/v) de TFA. Los péptidos fueron eluidos a 25ºC y a un nivel de flujo de 5 mL/min. con un gradiente lineal (540 ml) formado a partir de MeCN/H_{2}O/TFA (10:89.9:0.1, v/v/v) y MeCN/H_{2}O/TFA (65:34.9:0.1, v/v/v). La absorción de UV fue controlada a 280 nm y las fracciones correspondientes a 10 ml fueron recogidas y analizadas por su contenido en rITF. Las fracciones que contenía rITF fueron agrupadas y el volumen fue reducido al 30% por centrifugado al vacío. De la agrupación resultante, rITF fue aislado por liofilización. El rendimiento total de rITF de 8.7 L de medio de fermentación fue 236 mg correspondiente a un rendimiento de purificación global de 24%.
Purificación de hITF recombinante
La concentración de hITF en el caldo de fermentación de levadura y fracción, obtenida durante la purificación, fue medida en un sistema de HPLC idéntico a aquél descrito para rITF. En este sistema, se encontraron dos valores máximos de la elución a 21.2 min. y 27.1 min. por espectrometría de masas y análisis de las secuencias para representar una forma dimérica y monomérica de hITF. El nivel de expresión para ITF recombinante humano en este sistema de levadura presente fue 90 mg/l.
De un fermentador de 10 L, 8.0 L de caldo de fermentación fueron aislados por centrifugado. La muestra fue dializada 3 veces (cada 24 h) contra 40 L de 10 mM de ácido fórmico, pH 2.5. La muestra fue bombeada (0.25 L/H) sobre una columna SP-Sepharose Fast Flow (Pharmacia) (5 X 40 cM). La columna fue lavada con 5 L de 20 mM de ácido fórmico, pH 2.5, y eluido con un gradiente lineal formado por 5 L de 20 mM de ácido fórmico, pH 2.5 y 5 L de ácido fórmico, pH 2.5 conteniendo 1 M de NaCl. Las fracciones de 100 ml fueron recogidas y analizadas por su contenido en hITF (Fig. 3). Dos formas de hITF fueron eluidas de la columna: una representando una forma monómerica de hITF (elución a 0.5 M de NaCl) y una representando una forma dimérica de hITF (elución a 0.78 M de NaCl). La fracción correspondiente a las dos formas fueron agrupadas por separado.
Cada fracción fue dividida en tres partes iguales (volumen: aprox. 700 mL) y bombeada sobre una columna Vydac 214TP1022 C4 (2.2 x 25 cM) equilibrada en 0.1% (v/v) de TFA. Los péptidos fueron eluidos a un nivel de flujo de 4 mL/min. con un gradiente lineal (540 ml) entre MeCN/H_{2}O/TFA (10:89.9:0.1, v/v/v) y MeCN/H_{2}O/TFA (65:34.9:0.1, v/v/v). La absorción de UV fue controlada a 280 nm y las fracciones correspondientes a 10 mL fueron recogidas y analizadas por su contenido en hITF.
La fracción de la fase precedente que contenía hITF (monómero) y hITF (dímero) fueron agrupadas por separado y el pH fue ajustado a 3.0. Las muestras fueron aplicadas por separado sobre una columna SP-Sepharose HiLoad 16/10 (Pharmacia) (1.6 x 10 cM) equilibrada en 20 mM de ácido fórmico, pH 3.0 conteniendo 40% (v/v) de etanol. La columna fue lavada con 80 mL de tampón de equilibrado y eluida a un nivel de flujo de 4 mL/min. con un gradiente lineal entre 200 mL de 20 mM de ácido fórmico, pH 3.0; 40% (v/v) de etanol y 200 mL de 20 mM de ácido fórmico, pH 3.0;40% (v/v) conteniendo 1 M de NaCl. Las fracciones (5 ml) fueron recogidas y analizadas por su contenido en hITF.
Las facciones que contenían hITF (monómero) y hITF (dímero), respectivamente, fueron agrupadas y el contenido peptídico precipitado para ajustar la concentración del etanol al 90% (v/v) y se enfrió la mezcla durante 72 h a -25ºC. El producto precipitado fue recogido por centrifugado y liofilizado. El rendimiento total de 8L de caldo de fermentación fue 256 mg de hITF (monómero) y 133 mg de hITF (dímero) correspondiente a un rendimiento de la purificación global del 50% y del 65%, respectivamente, para las formas monoméricas y diméricas.
Caracterización de rITF y hITF recombinante
Después de la hidrólisis en 6 M de HCl a 110ºC en tubos sellados al vacío durante 24, 48 y 96 h, las muestras (50 \mug) fueron analizadas en un analizador de aminoácidos automático Beckman (Modelo 121 MB). Media-cistina fue determinada como el derivado de S-\beta-(4-piridiletil), después de la reducción de los enlaces disulfuro por tributilfosfina (Rüegg & Rudinger, 1974), seguidos del acoplamiento con 4-vinilpiridina (Friedman et al., 1970). La hidrólisis de muestras tratadas con 4-vinilpiridina fueron realizadas por 4 M de ácido metanosulfónico o 3 M de ácido mercaptoetanosulfónico a 110ºC durante 24 h según el modo descrito anteriormente. El análisis de la secuencia de aminoácidos fue determinado por degradación de Edman automatizada usando un secuenciador de fase gaseosa de Applied Biosystems Modelo 470A (Thim et al., 1987).
El análisis de espectrometría de masas fue realizado usando un sistema API III LC/MS/MS (Sciex, Thornhill, Ont., Canadá). El instrumento cuadrúpolo triple tiene una gama masa-por-carga (m/Z) de 2400 y se ajusta con una interfaz de electrospray asistida neumáticamente (también denominada ion-spray) (Bruins et al.; 1987; Covey et al., 1988). La introducción de la muestra fue realizada por una bomba de infusión con jeringa (Sage Instruments, Cambridge, MA) a través de un capilar fundido (75 \muM i.d.) con un índice de flujo líquido establecido en 0.5- 1 \muL/min. La escala m/z del instrumento fue calibrada con los iones del aducto de amonio cargados individualmente de polipropilenglicoles (PPGs) bajo resolución de la unidad. La exactitud de las mediciones de las masas es generalmente mejor que el 0.02%.
La Fig. 4 muestra los cromatogramas de la HPLC analítica obtenidos en el rITF purificado (Fig. 4A) y hITF (Fig. 4B y 4C). El rITF recombinante contiene una mezcla de 3 péptidos muy relacionados, y no se intentó separar estas formas. Cuando se analizó por espectrometría de masas mediante electrospray, tres pesos moleculares dominantes fueron encontrados correspondientes a: 13112.2, 13096.6 y 13078.8 (Fig. 5A). El peso molecular calculado de ITF de rata en una forma monomérica donde Cys-57 contiene un grupo -SH libre es de 6558.3. El peso molecular calculado de ITF de rata en una forma dimérica (p. ej. un puente S-S está establecido entre dos Cys-57) es de 13114.6. De los pesos moleculares encontrados para el ITF de rata recombinante está claro que los tres péptidos representan formas diméricas de rITF. En otros péptidos trébol donde el residuo aminoácido N-terminal es GIn, p. ej. PSP (Thim et al., 1985 y Tomasetto et al., 1990) se sabe que este residuo tiene una tendencia a ciclizarse para formar un ácido carboxílico de pirrolidona (pyrGlu). En el caso del ITF de rata que tiene una secuencia N-terminal predicha de Gln-Glu-Phe-Val-Gly, parece razonable constatar que el GIn N-terminal podría también ciclizarse para formar pyrGlu. Tal derivatización supondrá una reducción en el peso molecular del ITF de rata (dímero) en 17 (un pyrGlu) o 34 (dos pyrGlu) unidades de masa, respectivamente. Los pesos moleculares observados en 13096.6 y 13078.8 (Fig. 5A) corresponden a la forma dimérica de ITF de rata donde uno, respectivamente dos, residuos Gln N-terminales se ha ciclizado. El peso molecular calculado de estas formas son 13097.6 y 13080.6 estando bien de acuerdo con los valores determinados experimentalmente. Así a partir de la HPLC (Fig. 4A) y del análisis de masas (Fig. 5A) se concluye que el ITF de rata recombinante consiste en 3 formas diméricas diferentes: una que contiene 2 Gln N-terminales, una que contiene 1 Gln N- terminal y 1 pyrGlu N-terminal y una que contiene 2 pyrGlu N-terminales. La tabla 1 muestra la composición de aminoácidos de ITF de rata estando bien de acuerdo con los valores previstos.
Las Figs. 5A y 5B muestran la pureza de hITF (monómero) y hITF (dímero), respectivamente según se ha analizado por HPLC analítica. La forma dimérica (Fig. 5C) parece relativamente pura mientras que la forma monomérica (Fig. 5B) parece estar contaminada por el material que se eluye delante del péptido. No obstante, con la recromatografía del material que se eluye del valor máximo principal, se obtuvo un cromatograma similar (resultados no mostrados). Este parece indicar un comportamiento atípico del hITF (monómero) en columnas de fase inversa mejor que impurezas. Hemos observado previamente un comportamiento similar de PSP porcina altamente purificada así como hSP recombinante altamente purificado (Thim et al., 1993).
El análisis de espectrometría de masas del hITF (monómero) muestra un peso molecular del valor máximo dominante correspondiente a 6694.0 (Fig. 5B). El peso molecular, según se ha calculado a partir de la secuencia de aminoácidos (Fig. 1), es 6574.4 asumiendo que Cys-57 existe en forma -SH. El análisis de la secuencia de aminoácidos (tabla II) muestra la secuencia N-terminal prevista de Glu-Glu-Tyr-Val-Gly-. El análisis de la composición de aminoácidos (tabla 1) muestra los valores previstos salvo la presencia de 7.3 (8) cisteínas. Una cisteína adicional enlazada a Cys-57 del monómero hITF aumentará el peso molecular a 6694.7 estando muy cerca del valor determinado por espectrometría de masas (6694.0). En consecuencia, se constata que en el hITF (monómero), Cys-57 está enlazado con disulfuro a una cisteína adicional. El valor máximo del peso molecular inferior en el espectro de masas (Fig. 5B) puede representar otro derivado de Cys-57 o puede ser una impureza en la preparación.
El peso molecular calculado de hITF (dímero), donde dos monómeros están enlazados por un enlace disulfuro entre dos residuos Cys-57, es 13146.8. Este está bien de acuerdo con el valor determinado por espectrometría de masas (13147, Fig. 5C). El otro valor máximo en el espectro de masas (13169) probablemente representa el aducto de Na^{+} de hITF (dímero). El análisis de secuencias (tabla 1) al igual que el análisis de la composición de aminoácidos (tabla II) están también bien de acuerdo con los valores previstos.
TABLA 1 Composición de aminoácidos del ITF de rata (dímero), ITF humano (monómero) e ITF humano (dímero)
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TABLA II Degradación de Edman automatizada de ITF de rata (dímero), ITF humano (monómero) e ITF humano (dímero)
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Claims (19)

1. Dímero de péptido trébol caracterizado por el hecho de que es una forma dimérica de un monómero del péptido trébol, dicho monómero conteniendo un único dominio en trébol.
2. Dímero de péptido trébol según la reivindicación 1 con un peso molecular aproximado de 13000.
3. Dímero de péptido trébol según la reivindicación 1 que es un dímero del factor trébol intestinal (ITF).
4. Dímero de péptido trébol según la reivindicación 1 o 3 que es un dímero de ITF humano.
5. Dímero de péptido trébol según la reivindicación 3 o 4, donde el dímero de ITF está compuesto por dos monómeros de ITF enlazados por un enlace disulfuro entre dos residuos de cisteína en la posición 57 de cada monómero.
6. Dímero de péptido trébol según la reivindicación 1 que es un dímero del péptido asociado al cáncer de mama (pS2).
7. Dímero de péptido trébol según la reivindicación 1 o 6 que es un dímero de pS2 humano.
8. Dímero de péptido trébol según la reivindicación 6 o 7, donde el dímero de pS2 está compuesto por dos monómeros de pS2 enlazados por un enlace disulfuro entre dos residuos de cisteína en la posición 58 de cada monómero.
9. Método para preparar un dímero de péptido trébol caracterizado por el hecho de que está en una forma dimérica de un monómero del péptido trébol, dicho monómero conteniendo un único dominio en trébol, el método comprendiendo:
- el cultivo de una célula huésped adecuada transformada con una secuencia de ADN que codifica un monómero del péptido trébol conteniendo un dominio en trébol bajo condiciones que permiten la producción del péptido;
- la separación del monómero del péptido trébol resultante y del dímero del péptido trébol del cultivo por un procedimiento cromatográfico; y
- la recuperación del dímero del péptido trébol.
10. Composición farmacéutica que comprende un dímero del péptido trébol caracterizado por ser una forma dimérica de un monómero del péptido trébol, dicho monómero conteniendo un único dominio en trébol, junto con un diluyente o vehículo farmacéuticamente aceptable.
11. Composición farmacéutica según la reivindicación 10, que comprende un dímero del péptido trébol según cualquiera de las reivindicaciones 2-8.
12. Dímero del péptido trébol caracterizado por ser una forma dimérica de un monómero del péptido trébol, dicho monómero conteniendo un único dominio en trébol, para el uso como un medicamento.
13. Dímero del péptido trébol según cualquiera de las reivindicaciones 2-8 para el uso como medicamento.
14. Dímero del péptido trébol caracterizado por ser una forma dimérica de un monómero del péptido trébol, dicho monómero conteniendo un único dominio en trébol, para el uso en la profilaxis o tratamiento de trastornos gastrointestinales.
15. Dímero del péptido trébol según cualquiera de las reivindicaciones 2-8 para el uso en la profilaxis o tratamiento de trastornos gastrointestinales.
16. Dímero del péptido trébol según la reivindicación 14 o 15, donde dicho trastorno gastrointestinal está seleccionado de:
- úlceras gástricas y pépticas;
- enfermedad del intestino inflamatorio;
- enfermedad de Crohn; y
- lesiones en el tracto intestinal provocadas por una terapia de radiación, infección bacteriana u otras infecciones.
17. Uso de un dímero del péptido trébol caracterizado por ser una forma dimérica de un monómero del péptido trébol, dicho monómero conteniendo un único dominio en trébol, para la preparación de un medicamento para la profilaxis o tratamiento de trastornos gastrointestinales.
18. Uso según la reivindicación 17, donde dicho dímero del péptido trébol es un dímero del péptido trébol según cualquiera de las reivindicaciones 2-8.
19. Uso según la reivindicación 17 o 18, donde dicho trastorno gastrointestinal está seleccionado de:
- úlceras gástricas y pépticas;
- enfermedad del intestino inflamatorio;
- enfermedad de Crohn; y
- lesiones en el tracto intestinal provocadas por una terapia de radiación, infección bacteriana u otras infecciones.
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