ES2531547T3 - Uso de taurolidina o el taurultamo para la fabricación de un medicamento para el tratamiento de tumores - Google Patents

Uso de taurolidina o el taurultamo para la fabricación de un medicamento para el tratamiento de tumores Download PDF

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Abstract

Un compuesto seleccionado de la taurolidina o el taurultamo para su uso en un método seleccionado de: (i) un método para inducir la muerte apoptótica de una célula neoplásica, que comprende poner en contacto dicha célula con una cantidad inductora de la apoptosis de dicho compuesto; (ii) un método para inducir la muerte apoptótica de una célula neoplásica, que comprende poner en contacto células neoplásicas y células normales con dicho compuesto a una concentración suficiente para inducir la muerte de dichas células neoplásicas preferentemente frente a dichas células normales; (iii) un método para inhibir el crecimiento de una célula neoplásica autóloga en un mamífero, que comprende administrar a dicho mamífero una composición que comprende dicho compuesto; (iv) un método para inhibir el crecimiento de una célula neoplásica resistente a un fármaco en un mamífero, que comprende administrar a dicho mamífero una composición que comprende dicho compuesto; (v) un método para matar una célula neoplásica en un mamífero, que comprende administrar a dicho mamífero una composición que comprende dicho compuesto, y en el que dicha composición se administra para que se ponga en contacto directamente con la superficie de dicha célula neoplásica a una dosis suficiente para inducir la muerte de la célula neoplásica por apoptosis; (vi) un método para purgar una población de células de médula ósea de células neoplásicas ex vivo, que comprende poner en contacto dicha población con una composición que comprende dicho compuesto; en el que dicha células neoplásica es un tumor seleccionado del grupo que consiste en cáncer de mama, cáncer de próstata, cáncer pancreático, cáncer de pulmón y cáncer gástrico.

Description

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cancerosas pero no de células control normales de la misma manera que la taurolidina. La actividad citotóxica del taurultamo es aproximadamente 75% de la actividad observada con la taurolidina. Estos datos confirman que una clase de compuestos, definida por la capacidad de liberar un resto metilo, ejerce un efecto citotóxicos potente y específico sobre células cancerosas. Los datos también indican que el efecto citotóxico es directamente proporcional al número de moléculas de metilol liberadas por molécula de compuesto que contiene metilol.
La muerte apoptótica puede distinguirse de la muerte por otros mecanismos utilizando métodos conocidos en la técnica. Otro reflejo temprano de la inducción de la apoptosis es la ruptura de la proteína poli(ADP-ribosa) polimerasa (PARP) por las caspasas celulares. Se realizaron estudios basados en una transferencia Western para determinar si la exposición a la taurolidina produce la ruptura de PARP. Los resultados revelan que la ruptura de PARP no es evidente en células 3T3 cuando se exponen al mismo régimen de taurolidina. También se detectó apoptosis utilizando métodos conocidos, tales como la determinación de la activación de caspasas, las proporciones de bax/bcl12 y las interacción de fas y fas-I. Se emplean otros métodos para distinguir entre la apoptosis y la necrosis (por ejemplo, un método basado en la fluorescencia descrito en la patente de EEUU n.º 5.976.822) para determinar el mecanismo de la muerte o la dosis en la que un compuesto induce la apoptosis comparada con la necrosis.
También se evalúa la actividad antitumoral de un compuesto utilizando un ensayo colorimétrico MTS convencional. Los resultados obtenidos con diversos tipos de células tumorales (células primarias o líneas celulares) se comparan con los obtenidos utilizando células normales. Se calcula la viabilidad de las células en cada línea celular midiendo la conversión celular de una sal de tetrazolio después de incubar las células en una disolución que contiene un compuesto de ensayo en una placa de 96 pocillos. Los valores de CI50 obtenidos utilizando el mismo compuesto de ensayo sobre celúlas normales y células de una línea de células tumorales concreta se comparan, y su proporción (CI50 de células normales/CI50 de células cancerosas) indica la selectividad de cáncer del compuesto de ensayo. Un aumento en la proporción de CI50 de células normales/CI50 de células cancerosas refleja una mayor selectividad del compuesto de ensayo para matar a las células cancerosas.
También se evalúa la actividad antitumoral de un compuesto in vivo utilizando, por ejemplo, un ensayo de regresión de xenoinjertos tumorales. Por ejemplo, animales que portan tumores establecidos se tratan con un compuesto de ensayo durante un periodo de tres semanas. Se controla el crecimiento de los tumores y la salud general del animal durante el tratamiento de tres semanas y durante dos semanas más después del tratamiento para determinar si se produce un recrecimiento del tumor. Se determina la actividad antineoplásica de la taurolidina en ratones atímicos ("nude") que portan xenoinjertos avanzados y/o metastásicos. Se evalúan regímenes de una única dosis y de múltiples dosis de taurolidina en ratones atímicos ("nude"). Después de la identificación de los regímenes de dosis, se evalúa la actividad antineoplásica en ratones atímicos ("nude") que portan xenoinjertos de células cancerosas humanas, por ejemplo, tumores de ovario, próstata, colon, pancreáticos, de mama y glioma.
Los siguientes ejemplos demuestran la actividad anticáncer en una diversidad de líneas celulares, que incluyen células de cáncer de próstata y pulmón, según la invención.
Ejemplo 1: Evaluación citotóxica y mecanística de agentes antineoplásicos
Se descubrió que la taurolidina es activa para inhibir el crecimiento de una diversidad de líneas de células tumorales humanas in vitro. Se emplearon las línes de células de tumor de ovario humanas PA-1 y SKOV-3 y de fibroblastos murinos NIH-3T3 para determinar el mecanismo de la actividad antitumoral. Los estudios revelaron que este efecto estaba asociado con alteraciones en la estructura del ADN, los componentes de la membrana celular y la ruptura de proteínas, que son coherentes con la inducción de la apoptosis específicamente en células tumorales.
La evaluación antineoplásica de la taurolidina en ratones atímicos que portan xenoinjertos intraperitoneales de tumores de ovario humanos demuestra que este agente inhibe significativamente el desarrollo y el crecimiento de tumores in vivo.
Para estudiar la actividad neoplásica, la taurolidina se formula como una disolución al 2% en Kollidon 17PF al 5%. Los medios de cultivo de células convencionales (por ejemplo, DMEM con alto contenido en glucosa, RPMI 1640, 5A de McCoy y, F12K), la tripsina, y el suero bovino fetal (FBS) se adquirieron en GIBCO/Life Technologies (Grand Island, NY). La externalización de fosfotidilserina por las células se evaluó utilizando el kit de ensayo de anexina-V/FITC ApoAlert®, adquirido en Clontech (Palo Alto, CA).
Los reactivos para la SDS-PAGE se adquirieron en BioRad Laboratories (Richmond, CA). Un anticuerpo monoclonal murino (clon C-2-10) contra PARP humana se adquirió en Zymed Laboratories (San Francisco, CA). Los demás productos químicos se obtuvieron en Sigma (St. Louis, MO).
Los estudios para evaluar la actividad citotóxica de la taurolidina se realizaron utilizando un panel de líneas celulares de tumores sólidos, así como fibroblastos murinos NIH-3T3. En el panel de líneas celulares de tumores se incluyen células de tumor de ovario (PA-1 y SKOV-3), células de tumor de colon (HCT-9, HCT-15 y HT-29), células de tumor de pulmón (H-157, A-549 y H-596), células de tumor de próstata (DU-145), células de glioma (U-251), y melanoma (MNT-1). También se ensayó la línea celular de melanoma murino B16F10. Estas líneas celulares pueden adquirirse
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con facilidad, por ejemplo, en the American Type Culture Collection (ATCC). Las células se cultivaron en un medio de crecimiento apropiado a 37 ºC en un incubador humidificado en una atmósfera de CO2 al 5%. Bajo estas condiciones de crecimiento, el tiempo de duplicación de todas las líneas celulares era de 20-28 h.
Se realizaron estudios para evaluar la toxicidad y la eficacia terapéutico in vivo en ratones atímicos (Hsd:atímicos nude nu/nu) homocigóticos hembra de 6-12 semanas obtenidos de Harlan (Indianápolis, IN).
Para evaluar la inhibición del crecimiento celular, se recolectaron cultivos subconfluentes de las líneas celulares apropiadas mediante tripsinización y se resuspendieron en un medio a una densidad celular de 1-5 x 104 células/ml. Se añadió 1 ml de esta suspensión celular a cada pocillo de una placa de cultivo de células de 12 pocillos que contenía 3 ml del medio apropiado más suero. Vienticuatro horas después se añadió taurolidina a cada pocillo, en un volumen de 40 l, para lograr una concentración final de 0,1-200 M. Los pocillos control recibieron 40 l de Kollidon 17PF al 5% solo. Setenta y dos horas después se recolectaron todas las células mediante tripsinización y se determinó el número de células utilizando un contador de partículas Coulter modelo Z1 (Coulter Corp., Miami, FL) para evaluar la inhibición del crecimiento celular. Cada experimento se realizó por duplicado y se repitió un mínimo de tres veces.
Para los estudios de citometría de flujo se incubaron 1 x 106 células PA-1, SKOV-3 o NIH-3T3 durante 24 h en un medio apropiado que contenía suero. Vienticuatro horas después se añadió taurolidina en un volumen de 40 l para lograr una concentración final de 25, 50 o 100 M. Los cultivos control para cada línea celular se incubaron en un medio que contenía 40 l de Kollidon 17PF al 5% solo. Cuarenta y ocho horas después se recolectaron todas las células mediante tripsinización y se prepararon para el análisis citofluorométrico mediante métodos convencionales. Por ejemplo, las células recolectadas se resuspendieron en disolución salina tamponada con fosfato enfriada en hielo a una densidad de células final de 2 x 106 células/ml. Después las células se tiñeron durante 30 min a temperatura ambiente en la oscuridad con una disolución de yoduro de propidio 0,05 mg/ml, Igepal al 0,6% y citrato de sodio al 1%. Se realizó una citometría de flujo con un FACScan (Becton Dickinson, Plymouth, Reino Unido) utilizando el programa ModFit LT (Becton Dickinson). Se realizó un análisis estadístico con un ensayo ANOVA no paramétrico de Kruskal Wallis, seguido de un ensayo de múltiples comparaciones de Dunn utilizando Instat.
Se evaluó la externalización de fosfotidilserina en la membrana celular, como reflejo de la inducción potencial de la apoptosis, mediante métodos de citometría de flujo utilizando el kit de ensayo de anexina-V/FITC ApoAlert. Brevemente, se incubaron 1 x 106 células durante 24 h en medio de cultivo de tejidos que contiene suero. A esto se le añadió taurolidina para lograr una concentración final de 25, 50 o 100 M. Los cultivos control recibieron Kollidon 17PF al 5% solo. Veinticuatro horas después se recolectaron todas las células mediante tripsinización. Las células recolectadas se resuspendieron en 200 l de tampón de unión y después se incubaron durante 5-15 min en una disolución que contenía anexina-V/FITC 1 g/ml a temperatura ambiente en la oscuridad. Las células después se analizaron para cuantificar la unión de anexina-V mediante técnicas citofluorométricas que emplean un FACScan que utiliza el programa ModFit LT con un análisis estadístico tal como se describió anteriormente.
Se empleó un análisis de la transferencia Western para evaluar la ruptura de PARP. Se sembraron 2 x 106 células en distintos matraces de cultivo de tejidos de 75 cm2 que contenían 20 ml de medio de cultivo de tejidos más suero. Veinticuatro horas después se añadió taurolidina a unas concentraciones de 50 M o 100 M. Veinticuatro horas después de la adición de taurolidina se recolectaron las células, se determinó el número de células y se generaron partes alícuotas que contenían un número igual de células a partir de cada condición de exposición. Las proteínas totales de los lisados de células completas generados a partir de estas partes alícuotas se separaron mediante SDS-PAGE y se electrotransfirieron a filtros de nitrocelulosa. Después los filtros se procesaron para detectar la proteína PARP intacta y los fragmentos de la ruptura utilizando el anticuerpo anti-PARP monoclonal de ratón del clon C-2-10 (Zymed Laboratories, San Francisco, CA). Los complejos de proteína-anticuerpo resultantes se visualizaron mediante técnicas de quimioluminiscencia convencionales.
Para evaluar la toxicidad inducida por taurolidina, los ratones se dividieron en grupos de 5-8 animales. Después, todos los ratones se pesaron y se inició la terapia, que consistía en una única inyección en embolada i.p. de taurolidina en 3 días consecutivos. Las dosis de taurolidina evaluadas fueron de 5, 10, 15, 20, 25 y 30 mg/ratón/inyección y, excepto para las inyecciones de 25 (1,25 ml) y 30 mg/ratón (1,5 ml), se administraron en un volumen de 1 ml. La taurolidina para inyección se diluyó a partir de una disolución de taurolidina al 2% mediante la adición de Kollidon 17PF al 5%. Los animales control recibieron inyecciones de 1 ml de Kollidon 17PF al 5% solo. Los animales se examinaron a diario y se registró el peso corporal dos veces semanales. Una reducción en el peso corporal mayor que 10% es considerada significativa. Se consideró que la dosis máxima tolerada (MTD) era la dosis que producía aproximadamente 10% de mortalidad.
Para evaluar la eficacia terapéutica, los ratones recibieron una única inyección intraperitoneal de 5 x 106 células SKOV-3 en un volumen de 0,5 ml. Inmediatamente después, los ratones se dividieron de modo aleatorio en grupos de tratamiento de 7 animales. La terapia de taurolidina, que consistía en una única inyección en embolada i.p. de 20 mg de taurolidina en 3 días consecutivos, se inició inmediatamente después de la inoculación de las células tumorales o en intervalos de tiempo seleccionados después de la inoculación de las células tumorales (5d). Los animales control recibieron inyecciones de 1 ml de Kollidon 17PF al 5% solo. Los animales se examinaron a diario y
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pero no en células NIH-3T3. Los resultados indican que la taurolidina induce preferentemente la apoptosis (y la muerte apoptótica) en células tumorales, comparado con células no tumorales.
Para confirmar aún más la inducción de la apoptosis por la taurolidina, se evaluó la relación entre la exposición a taurolidina y la ruptura de PARP. PARP es una proteína nuclear que desempeña un papel clave en el reconocimiento y la reparación de rupturas en el ADN monocatenario y bicatenario. Además, un acontecimiento clave en el proceso apoptótico es la ruptura, mediada por las caspasa 3 y la caspasa 9, y la consecuente desactivación catalítica de esta proteína. Para determinar si la exposición a taurolidina produce la ruptura de PARP en células de tumor de ovario, se realizaron análisis de la transferencia Western sobre extractos de células completas de PA-1, SKOV-3 y NIH-3T3, seguido de una exposición durante 24 h a taurolidina 50 o 100 M. Los resultados de este análisis, presentado en la transferencia Western representativa contenida en la figura 4, revelan que, en células PA-1 y SKOV-3, la exposición a taurolidina 50 M o 100 M produce la ruptura de PARP. Por contraste, en células NIH-3T3, tras la exposición a taurolidina no hay apenas pruebas de este acontecimiento proteolítico. Estos datos confirman que la taurolidina induce la apoptosis en células tumorales, pero no en células no tumorales.
Dada la inducción preferente de la muerte apoptótica en células tumorales, comparado con células no neoplásicas normales, se administró taurolidina a animales que portan tumores para evaluar también la actividad antineoplásica. Se iniciaron estudios para evaluar la actividad antineoplásica de la taurolidina en ratones atímicos que portan xenoinjertos de tumores de ovario humanos i.p.. Se diseñaron estudios in vivo para identificar el régimen de dosis máxima tolerada (MTD) de taurolidina en ratones atímicos hembra y para evaluar la toxicidad. La toxicidad se evaluó midiendo los cambios en el peso corporal y la mortalidad después de un régimen de una inyección en embolada i.p. 3d. Las inyecciones de 1 ml diarias administraron unas dosis que varían de 5 mg/ratón/día-30 mg/ratón/día. Los resultados de estos estudios revelaron que, a unas dosis diarias menores que 15 mg/ratón (aproximadamente 650 mg/kg), la taurolidina es bien tolerada (tabla 7).
Se evaluó la toxicidad inducida por taurolidina en ratones hembra atímicos ("nude") como sigue. Grupos de 5-10 ratones fueron inyectados con taurolidina en tres días consecutivos. Las dosis de taurolidina evaluadas varían de 530 mg/ratón/inyección y se administraron por vía intraperitoneal en un volumen de 1 ml (con la excepción de las dosis de 25 y 30 mg que, debido a la limitada solubilidad, se administraron a un volumen de 1,25 y 1,5 ml, respectivamente). Durante el régimen de inyección y después diariamente durante 30d, los ratones se pesaron y se estudiaron. Los experimentos se repitieron un mínimo de tres veces y se reunieron los datos de mortalidad y de pérdida de peso.
Tabla 7
Dosis de taurolidina
n Pérdida de peso (% nadir) Mortalidad (%)
(mg/ratón/inyección)
Ninguna (control de vehículo)
24 -1,2 0
5
17 -1,2 0
10
17 -1,7 6%
15
17 -7,1 0
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46 -12,2 13%
25
17 -16,3 47%
30
10 -24,5 100%
La máxima pérdida de peso corporal como resultado de este régimen de dosificación fue del 7%, y el peso corporal volvió a los niveles anteriores a la inyección a los siete días después de la finalización del régimen de inyección. Con unos regímenes que emplean unas dosis de 20 mg/ratón o mayores se observó una toxicidad más significativa (tabla 3). De modo específico, el nadir de la pérdida de peso para los regímenes que emplean 20, 25 o 30 mg/ratón fue de -12%, -16% y -25%, respectivamente. Además, estos regímenes de dosis de taurolidina produjeron una mortalidad del 15%, 43% y 100%, respectivamente.
Basándose en los estudios de toxicidad, se eligieron 3 inyecciones diarias i.p. de 1 ml de taurolidina a una dosis de 20 mg/ratón como MTD. Después, los estudios evaluaron la actividad antineoplásica de este régimen en ratones que portan xenoinjertos de tumores de ovario humanos i.p. derivados de la línea celular SKOV-3. Los ratones se inyectaron i.p. con 5 x 106 células SKOV-3. La terapia con taurolidina, que emplea el régimen de dosis de 20 mg/ratón 3d, se inició hasta 5d después de la inyección de las células tumorales. Catorce días después de la terminación de la terapia con taurolidina, los ratones se sacrificaron y todos los tumores i.p. se retiraron y se
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