ES2903132T3 - Ligando 1 de tipo Delta para el diagnóstico de infecciones graves - Google Patents

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Abstract

Uso de la proteína ligando 1 de tipo Delta o de una secuencia de nucleótidos que codifica la proteína ligando 1 de tipo Delta como biomarcador para el diagnóstico in vitro de una infección grave.

Description

DESCRIPCIÓN
Ligando 1 de tipo Delta para el diagnóstico de infecciones graves
Campo técnico de la invención
La invención se refiere al uso del ligando 1 de tipo Delta como biomarcador en el diagnóstico de infecciones graves y a un método para un diagnóstico in vitro rápido de infecciones graves tales como la septicemia mediante el control del nivel del ligando 1 de tipo Delta en una muestra biológica.
Antecedentes de la invención
Los biomarcadores son características mensurables de un organismo que reflejan un estado fisiológico particular. En medicina, los biomarcadores son a menudo compuestos aislados de tejido biológico que se pueden utilizar como un indicador de la presencia o la intensidad de una enfermedad particular o como un control de la eficacia de una intervención determinada.
Los biomarcadores son particularmente útiles en el diagnóstico y posible pronóstico de una enfermedad, así como en el control de la progresión de la enfermedad o la respuesta al tratamiento. El biomarcador ideal debe obtenerse y medirse de manera fácil y debe ser fiable porque muestra una elevada sensibilidad y especificidad para una enfermedad.
Las infecciones graves, y en particular la septicemia, son afecciones médicas particularmente evasivas para las que no existen biomarcadores altamente fiables. Las infecciones graves, incluida la septicemia, se identifican mediante, y/o pueden dar lugar a, un fallo orgánico potencialmente mortal provocado por una respuesta inmunitaria desregulada a la infección. En la septicemia, la respuesta del hospedador que se desencadena por patógenos microbianos alcanza su punto máximo en un síndrome patológico que se caracteriza por una inflamación exagerada y una supresión inmunitaria posterior. A pesar de las constantes mejoras en la medicina de cuidados intensivos y las terapias antimicrobianas, dicha infección sigue siendo una de las principales causas de muerte en las unidades de cuidados intensivos en todos los grupos de edad en todo el mundo. Para mejorar los resultados y, al mismo tiempo, evitar un tratamiento antibiótico innecesario, es fundamental disponer de una prueba rápida y fiable para diagnosticar una infección grave.
La septicemia es una infección grave y, por tanto, potencialmente mortal. Hasta el momento, los hemocultivos siguen siendo el método de referencia en el diagnóstico de septicemia, sin embargo, los hemocultivos llevan tiempo y muchos pacientes que tienen signos y síntomas de septicemia tienen hemocultivos negativos. Por lo tanto, se necesita urgentemente un enfoque complementario para diagnosticar una infección grave y, en particular, para diagnosticar la septicemia.
C. Pierrakos y J. L. Vincent (2010) Critical Care, 14:R15 describen biomarcadores conocidos en la materia por ser útiles para identificar o descartar la septicemia. Estos incluyen varios biomarcadores dirigidos a citocinas/quimiocinas, células, receptores, coagulación, daño endotelial vascular, vasodilatación, disfunción orgánica y proteínas de fase aguda. Los ligandos Notch, y en particular el ligando 1 de tipo Delta, no se mencionan.
Van Engelen et al. (2018) "Biomarkers in Sepsis", Critical Care Clinics, 34(1):129-152 describe varios biomarcadores para diagnosticar la septicemia y, en particular, apunta al campo ómico (es decir, genómica, epigenética, transcriptómica, proteómica y metabolómica) de la biología de sistemas como una herramienta prometedora para el descubrimiento de nuevos biomarcadores.
El documento WO 2016/145426 A1 describe un método para diagnosticar septicemia utilizando niveles de expresión de CEACAM1, ZDHHC19, C9orf95, GNA15, BATF, C3AR1, KIAA1370, TGFBI, MTCH1, RPGRIP1 y HLA-DPB1 como biomarcadores.
El documento US 2005/059093 A1 describe un método para detectar moduladores de señalización Notch que comprende la etapa de controlar la señalización Notch en una célula del sistema inmunitario en presencia y ausencia de un modulador candidato y determinar si el modulador candidato modula la señalización Notch.
El documento WO 2017/004159 A1 describe composiciones que se unen e inhiben la actividad biológica de biomoléculas solubles para inhibir la interacción de la diana o el patógeno con otras moléculas o células. Los ligandos Notch, que incluyen el ligando 1 de tipo Delta (DLL1, del inglés "Delta-like ligand 1") se mencionan como particularmente útiles para tratar o evitar la aterosclerosis, estenosis calcificada de la válvula aórtica, insuficiencia cardíaca, accidente cerebrovascular y cáncer. Para tratar o evitar la septicemia asociada a una infección provocada por un patógeno, el documento WO 2017/004159A1 propone la unión selectiva de TNFa, interleucina 1, interleucina 6, interleucina 8, interleucina 12, interferón y, factor inhibidor de migración de macrófagos, GM-CSF y/o un factor de coagulación sanguínea.
El documento US 2006/140943 A1 describe el uso de un modulador de la señalización Notch para la preparación de un medicamento para el tratamiento de la enfermedad de injerto contra hospedador (GVHD, del inglés "Graft Versus Host Disease") y enfermedades y afecciones provocadas por, o asociadas a, trasplantes tales como trasplantes de órganos, de tejidos y/o células (por ejemplo, trasplantes de médula ósea), en donde el modulador se utiliza para reducir la reactividad de las células del sistema inmunitario.
El documento WO 2012/092539 A2 describe un anticuerpo contra DLL4 y un método para tratar una enfermedad asociada a DLL4, tal como un trastorno de proliferación celular o una afección patológica asociada a la angiogénesis. El documento WO 2012/092539 A2 describe que la desregulación de la angiogénesis puede conducir a trastornos neoplásicos y no neoplásicos, y nombra la septicemia como uno de muchos de estos trastornos no neoplásicos.
Los documentos US 9.731.024 B2 y US 2017/0240590 A1 describen materiales y métodos para conjugar un polímero soluble en agua con una fracción de hidrato de carbono oxidado de una proteína terapéutica. Una de las muchas proteínas enumeradas como proteínas terapéuticas es la proteína 1 de tipo Delta.
Actualmente se utilizan varios biomarcadores para diagnosticar una infección grave tal como la septicemia. Las proteínas de fase aguda procalcitonina (PCT) y proteína C reactiva (CRP, del inglés "C-reactive protein"), junto con el recuento de leucocitos, han sido las más utilizadas.
No obstante, la eficacia de PCT y CRP está restringida por su falta de especificidad y sensibilidad para la septicemia. En particular, sigue siendo difícil diferenciar la septicemia de otras causas de inflamación no infecciosas. Por lo tanto, se requieren nuevos biomarcadores de septicemia con mayor fiabilidad.
Sumario de la invención
El problema subyacente a la invención es proporcionar un biomarcador que se pueda utilizar para diagnosticar una infección grave con un elevado nivel de fiabilidad.
Este problema se resuelve mediante el uso de la proteína ligando 1 de tipo Delta (DLL1) o una secuencia de nucleótidos que codifica la proteína ligando 1 de tipo Delta como biomarcador para el diagnóstico in vitro (ex vivo) de una infección grave. En consecuencia, un nivel elevado de proteína ligando 1 de tipo Delta o una secuencia de nucleótidos que codifica la proteína ligando 1 de tipo Delta en una muestra biológica de un paciente es indicativo de la presencia de una infección grave.
Adicionalmente, la invención se refiere a un método para el diagnóstico in vitro de una infección grave que comprende la determinación de la proteína ligando 1 de tipo Delta o una secuencia de nucleótidos que codifica la proteína ligando 1 de tipo Delta en una muestra biológica en donde un nivel elevado de expresión de la proteína ligando 1 de tipo Delta 0 de una secuencia de nucleótidos que codifica la proteína ligando 1 de tipo Delta es indicativo de una infección.
Sorprendentemente, se encontró que el ligando 1 de tipo Delta actúa como un biomarcador para infecciones graves, en particular, la septicemia con un elevado nivel de fiabilidad. Las ventajas asociadas a este biomarcador de diagnóstico de la invención son el diagnóstico más temprano de la infección, tratamiento oportuno y mejor resultado de la enfermedad. También reducirá los costes innecesarios asociados a la prueba de otros biomarcadores que muestran una menor sensibilidad y selectividad que el ligando 1 de tipo Delta.
Descripción detallada de la invención
Las proteínas de tipo Delta son proteínas transmembrana de un solo paso conocidas por su papel en la señalización Notch como homólogos del ligando Notch Delta descrito por primera vez en Drosophila. Los sinónimos de DLL-1 son ligando 1 de tipo Delta, proteína de tipo Delta, H-Delta, 1, homólogo 1 Delta de Drosophila, ligando 1 Notch canónico de tipo Delta, DL1, ligando Notch de tipo Delta 1. En mamíferos, hay tres genes de tipo Delta que codifican el ligando 1 de tipo Delta (DLL1 que codifica DLL1), el ligando 3 de tipo Delta (DLL3 que codifica DLL3) y el ligando 4 de tipo Delta (DLL4 que codifica DLL4), comprendiendo todos los ligandos una región rica en cisteína conservada conocida como dominio DSL (Delta, Serrate, Lag2), varias repeticiones de tipo factor de crecimiento epidérmico (EGF, del inglés "epidermal growth factor") y un dominio transmembrana. Se conocen la secuencia de aminoácidos de la proteína ligando 1 de tipo Delta y la secuencia de nucleótidos que codifica la proteína ligando 1 de tipo Delta. Por ejemplo, una secuencia de aminoácidos de DLL1 se describe en American Journal of Pathology, Vol. 154, N.° 3, marzo de 1999, 785-794 o en la base de datos del National Center for Biotechnology Information (https:// www.ncbi.nlm.nih.gov/Drotein/ NP_005609.3). La ubicación cromosómica del ortólogo humano es 6q27.
La proteína ligando 1 de tipo Delta como se utiliza en la invención puede ser una proteína que está codificada por la secuencia de nucleótidos SEQ ID NO: 1 o una secuencia de nucleótidos que es al menos un 80 %, preferentemente un 85 % o un 90 % idéntica al SEQ ID NO: 1.
Adicionalmente, la proteína ligando 1 de tipo Delta puede ser una proteína que tiene al menos un 90 % de identidad, en particular un 95 % de identidad con la secuencia de aminoácidos SEQ ID NO: 2 o SEQ ID NO: 3.
La expresión proteína ligando 1 de tipo Delta como se utiliza en el presente documento para los propósitos de la invención también incluye productos de escisión de DLL1 de origen natural. Los productos de escisión de origen natural de acuerdo con la invención comprenden productos de escisión extracelulares, transmembrana e intracelulares. En una realización preferida, el producto de escisión de origen natural es un producto de escisión extracelular. Por lo tanto, la expresión proteína ligando 1 de tipo Delta también incluye polipéptidos que consisten esencialmente en fragmentos aminoterminal o carboxiterminal de la proteína de acuerdo con el SEQ ID NO: 2 y que están elevados en una infección grave, en particular septicemia. Por lo tanto, el término proteína DLL1 comprende la proteína DLL1 con modificaciones postraduccionales, proteolítica natural y procesada. También comprende la proteína DLL1 soluble e insoluble y las isoformas de origen natural de la proteína DLL1 de SEQ ID NO: 2 o 3 (UniProtKB -000548 (DLL1_HUMAN). Dichos productos de escisión naturales adecuados de DLL1, por ejemplo, se representan por los SEQ ID NO: 4, SEQ ID NO: 5, SEQ ID NO: 6 y/o SEQ ID NO: 7 de aminoácidos. El SEQ ID NO: 4 representa la proteína DLL1 soluble. El SEQ ID NO: 5 representa el dominio transmembrana de la proteína DLL1 unido al dominio intracelular de la proteína DLL1. El SEQ ID NO: 6 representa el dominio intracelular de la proteína DLL1. El SEQ ID NO: 7 representa el dominio transmembrana de la proteína DLL1.
Además, dentro del término proteínas DLL1 se encuentran proteínas que están modificadas, por ejemplo, mediante fosforilación, metilación, acetilación y glucosilación.
En la invención se determina el nivel de proteína DLL1 y/o el nivel de una secuencia de nucleótidos de DLL1. Como se utiliza en el presente documento, la expresión secuencia de nucleótidos puede referirse a ADN, ADNc, ARN o ARNm. La secuencia de nucleótidos que codifica la proteína DLL1 o una isoforma de proteína DLL1 también puede ser una variante de corte y empalme a nivel de ARN. Dichas variantes de corte y empalme, por ejemplo, son secuencias de nucleótidos sin el extremo N o sin el extremo C de la secuencia.
De acuerdo con una realización de la invención, cuando se utiliza la secuencia de nucleótidos de DLL1 como biomarcador para el diagnóstico de una infección o en un método para el diagnóstico in vitro de una infección, un nivel de expresión elevado de DLL1 es indicativo de una infección grave. Las secuencias de nucleótidos ilustrativas de DLL1 en la determinación del nivel de expresión son SEQ ID NO: 1.
Las referencias a la secuencia de nucleótidos de DLL1 marcada como SEQ ID NO: 1 se refieren a la secuencia de ADN en Homo sapiens. Sin embargo, será evidente que la invención no se limita a Homo sapiens, sino que se extiende a todos los mamíferos.
El término "elevado", como se utiliza en el presente documento, significa un nivel aumentado en comparación con un control. El control puede ser cualquier sistema o muestra biológica no infectada. Normalmente, el control es de la misma especie que el sistema o muestra biológica infectada. Un paciente antes de una cirugía y/o antes de la aparición de la septicemia u otra infección grave puede, por ejemplo, servir como control. El experto en el campo de la medicina y la biología médica será capaz de identificar de manera fácil un control adecuado con el que se puedan comparar los niveles de expresión. Normalmente, una cantidad elevada de DLL1 puede ser una concentración de DLL1, que está significativamente más allá del valor de la desviación típica del control. De acuerdo con una realización preferida, una cantidad elevada de DLL1 es una concentración, que es dos veces o, en particular, tres veces el valor de la desviación típica de la media en la muestra de control. Tres veces el valor de la desviación típica de la media en la muestra de control da resultados particularmente buenos.
De manera alternativa, para la determinación de una cantidad elevada de DLL1 o para el diagnóstico de una infección grave, también es beneficioso definir un valor de corte y tener en cuenta dicho valor de corte para el diagnóstico de la septicemia cuando una muestra de un paciente se analiza de acuerdo con la invención. Un valor de corte permitirá diferenciar entre los grupos de pacientes que tienen una infección grave o que no tienen una infección grave. Un valor de corte razonable para el caso de que la infección grave sea septicemia es de aproximadamente 36331 pg de proteína DLL1 por ml. Un valor de corte de diagnóstico particularmente beneficioso para el caso en el que la infección grave es septicemia puede ser de aproximadamente 29.538 pg de proteína DLL1 por ml.
El nivel de expresión de DLL1 puede medirse en cualquier muestra biológica. La expresión "muestra biológica" como se utiliza en el presente documento comprende la totalidad de un organismo o cualquier parte de un organismo. Normalmente, se extrae una muestra biológica del organismo para un análisis ex vivo. Una muestra biológica puede incluir células individuales y/o cultivos de células y/o cultivos de tejidos. Las muestras biológicas también incluyen, pero sin limitación, tejidos, tales como tejido epitelial, muscular, conectivo y nervioso. La muestra biológica puede comprender, por ejemplo, sangre completa, capa leucoplaquetaria, plasma, suero, células mononucleares de sangre periférica (PBMC), neutrófilos, monocitos, linfocitos T, orina, líquido espinal, líquido linfático, secreciones externas de la piel, lágrimas y/o saliva.
En una realización de la invención, el nivel de expresión de DLL1 se mide a partir de una sola célula o de un cultivo celular. La célula o el cultivo celular puede comprender células del sistema inmunitario, en particular. Normalmente, la célula o el cultivo celular comprende una célula inmunitaria. Preferentemente, la célula es un leucocito. Más preferentemente, la célula es un monocito. Preferentemente, el cultivo celular comprende leucocitos. Más preferentemente, el cultivo celular comprende monocitos.
En otra realización, el nivel de expresión de DLL1 se mide a partir de un tejido. Preferentemente, el nivel de expresión de DLL1 se mide a partir de una muestra de sangre. El término "sangre", como se utiliza en el presente documento, incluye sangre completa, plasma sanguíneo y suero sanguíneo. Preferentemente, el nivel de expresión de DLL1 se mide a partir de una muestra de plasma sanguíneo.
En una realización preferida, el nivel de expresión de DLL1 se mide y se determina a partir de una muestra de plasma sanguíneo tomada de un paciente. El término "paciente", como se utiliza en el presente documento, incluye tanto seres humanos como mamíferos no humanos en riesgo de una infección grave o septicemia. A menudo, los pacientes son seres humanos o animales que se han sometido a cirugía.
Puede utilizarse cualquier medio adecuado para medir la expresión de proteínas. Normalmente, la expresión de proteínas se mide y se determina con un inmunoensayo. Preferentemente, la expresión de proteínas se mide y se determina con un ensayo inmunoabsorbente ligado a enzima (ELISA) dirigido a una secuencia de proteína o polipéptido especificada. Los niveles de expresión de proteínas también se pueden medir y determinar con un ensayo de inmunotransferencia, tal como un ensayo de transferencia Western, espectrometría de masas, ELISpot o citometría de flujo e inmunohistoquímica.
Puede utilizarse cualquier medio adecuado para medir la expresión de nucleótidos para medir el nivel de expresión de DLL1. Por ejemplo, la expresión se puede medir mediante la realización de análisis de micromatrices, reacción en cadena de la polimerasa (PCR), reacción en cadena de la polimerasa con transcriptasa inversa (RT-PCR), una transferencia Northern, transferencia Southern o un análisis en serie de la expresión génica (SAGE).
Las infecciones graves son afecciones médicas particularmente evasivas, que pueden dar como resultado un fallo orgánico potencialmente mortal provocado por una respuesta inmunitaria desregulada a la infección. Ejemplos de infecciones graves son septicemia, neumonía y meningitis.
Breve descripción de los dibujos
Figura 1 Transferencia Western. Se aislaron monocitos CD14+ de la sangre de donantes sanos y se infectaron in vitro con 1 * 106 bacterias/ml (Escherichia coli, Pseudomonas aeruginosa, Klebsiella pneumoniae, Enterococcus faecalis) o se estimularon con 100ng/ml de lipopolisacárido (LPS). Después de dos horas, las bacterias se destruyeron con gentamicina. Las células de control (-) se dejaron sin tratar. Al día siguiente se produjeron lisados celulares. Para los análisis de transferencia Western, se transfirieron cantidades iguales de lisados de proteínas y se probaron con anticuerpos contra DLL1 o actina (control de carga).
La figura 2 muestra los resultados de ELISA de ratones de 12 semanas de edad inyectados (i.p.) con LPS (n = 16) o NaCl (n = 15; grupo de control). Veinticuatro horas después de la inyección, se tomaron muestras de sangre y se realizó la cuantificación de las concentraciones plasmáticas mediante ELISA de DLL-1 de ratón (p <0,0001; prueba de la U de Mann-Whitney).
La figura 3 muestra el análisis ELISA de los niveles de expresión de (A) DLL-1 o (B) DLL-4 de muestras de plasma sanguíneo de pacientes con septicemia (n = 50) tomadas inmediatamente (t0), 24 horas (t24), 48 horas (t48) y 168 horas (t168) después de la primera identificación de los síntomas de septicemia, así como los resultados de ELISA de muestras de plasma sanguíneo de donantes sanos (sanos; n = 20) y pacientes control tras cirugía abdominal (48 h después de OP ("OP en t2"; n = 20). ***p <0,0001; prueba de la U de Mann-Whitney.
La figura 4 muestra el análisis ROC de (A) leucocitos para pacientes con septicemia en t0 frente a pacientes de control; (B) Niveles de CRP de pacientes con septicemia en t0 frente a pacientes de control; C) Niveles de DLL-1 de pacientes con septicemia en t0 frente a pacientes de control; D) Niveles de DLL-1 de pacientes con septicemia en t0 frente a voluntarios sanos; E) Niveles de DLL-4 de pacientes con septicemia en t0 frente a pacientes de control; F) Niveles de DLL-4 de pacientes con septicemia en t0 frente a voluntarios sanos. ABC = área bajo la curva.
La figura 5 muestra el análisis ELISA de los niveles de proteína DLL-1 de muestras de plasma sanguíneo de pacientes con septicemia ("Septicemia"; Cohorte 1: n = 30, Cohorte 2: n = 50, Cohorte 3: n = 100), pacientes de control después de una cirugía visceral extensa ("después de OP"; Cohorte 1: n = 30, Cohorte 2: n = 20) y sujetos sanos ("Sano"; Cohorte 1: n = 30, Cohorte 2: n = 20) de tres estudios clínicos independientes (Cohorte 1 (A), Cohorte 2 (B), Cohorte 3 (C); véase el ejemplo 4 para obtener más detalles sobre el estudio). ***p <0,0001; prueba de la U de Mann-Whitney.
La figura 6 muestra el análisis ELISA de los niveles de proteína DLL-1 de muestras de plasma sanguíneo de (A) una cohorte de pacientes después de un traumatismo grave (n = 38) tomadas inmediatamente ("inicial"), 24 horas ("24 h") y 48 horas ("48 h") después de la inclusión del estudio (como máximo dentro de las 24 h posteriores al inicio de los síntomas clínicos). Lo mismo se muestra para (B) una cohorte de pacientes (n = 25) sometidos a cirugía cardíaca con circulación extracorpórea. Los niveles de proteína se muestran antes de la cirugía ("previo a OP"), 4 horas después de la circulación extracorpórea ("4 h después de ECC") y 24 horas después de la circulación extracorpórea ("24 h después de ECC"). Estas cohortes de pacientes no mostraron signos de infección en ningún momento.
La figura 7 muestra un análisis ROC de los niveles de proteína DLL-1 de muestras de plasma sanguíneo (pacientes con septicemia: n = 327; controles: n = 377). ABC = área bajo la curva.
La figura 8 muestra monocitos CD14+ que se aislaron de sangre de donantes sanos y estimulados con LPS 100 ng/ml o infectados con 108 E. coli/106 monocitos. Después de dos horas, las bacterias se eliminaron con gentamicina. Las células de control (-) se dejaron sin tratar. Al día siguiente se produjeron lisados celulares. Para los análisis de transferencia Western, se transfirieron cantidades iguales de lisados de proteínas y se probaron con anticuerpos contra DLL1 o actina (control de carga).
Los siguientes ejemplos sirven para explicar mejor la invención, específicamente por referencia a determinadas realizaciones y figuras, que, sin embargo, no pretenden limitar la presente divulgación.
Ejemplos
Ejemplo 1 - El ligando 1 de tipo Delta detecta una infección bacteriana in vitro
Este ejemplo tenía como objetivo comprobar si el ligando Notch DLL1 podría regularse por incremento en pacientes con septicemia y, por lo tanto, podría utilizarse como un posible biomarcador. Se utiliza un modelo de infección in vitro con bacterias relacionadas con la septicemia. En la configuración experimental, se infectaron monocitos procedentes de sangre de donantes sanos durante dos horas con diferentes bacterias gramnegativas. (Escherichia coli, Pseudomonas aeruginosa y Klebsiella pneumoniae) y bacterias grampositivas (Enterococcus faecalis) y posteriormente se destruyeron las bacterias con antibióticos. Además, las células se estimularon con lipopolisacárido (LPS) agonista de TLR4, un componente de la pared celular gramnegativa que puede provocar un choque séptico cuando circula en el torrente sanguíneo. Después de una noche de incubación de células infectadas y estimuladas con LPS, se produjeron lisados para análisis de transferencia Western para la detección de DLL1. Los detalles experimentales se explican a continuación.
Aislamiento y cultivo celular - Se aislaron células mononucleadas procedentes de sangre periférica de sangre fresca o capa leucoplaquetaria de donantes sanos mediante centrifugación en gradiente de densidad (solución de separación Biocoll, 1,077 g/ml, Biochrom AG, Berlín, Alemania). Las células se lavaron tres veces con PBS y las células marcadas de manera magnética con CD14+ se seleccionaron positivamente mediante el separador autoMACS (autoMACS, programa: possel, Miltenyi Biotec, Bergisch Gladbach, Alemania), complementado con 100 UI/ml de penicilina, 100 |jg/ml de estreptomicina que contenía suero de ternero fetal inactivado por calor al 10% (FCS, Promocell, Heidelberg, Alemania) a 37 °C en una atmósfera humidificada en presencia de CO2 al 5 %.
Cultivos bacterianos - Se cultivaron por separado Escherichia coli, Pseudomonas aeruginosa, Klebsiella pneumoniae, y Enterococcus faecalis durante la noche a 37 °C con CO2 al 5 % en una atmósfera humidificada. Al día siguiente, un clon de cada cultivo se transfirió al medio de caldo de soja tríptico y después de 2 horas con agitación constante a 37 °C, la suspensión bacteriana se ajustó mediante la medición de la absorción a una concentración de 108/ml de RPMI.
Infección in vitro - Se sembraron en placa 1 * 106 monocitos CD14+ clasificados en un formato de placa de 24 pocillos en 1 ml de RPMI/FCS al 10 %. Las células se infectaron con 1 * 106 bacterias/ml o se estimularon con lipopolisacárido agonista del receptor 4 de tipo toll (TLR4) (LPS 100 ng/ml). Después de dos horas, se añadió gentamicina 100 ng/ml (PAA Laboratories, Inc) a los cultivos bacterianos para destruir las bacterias.
Después de la incubación durante la noche de células infectadas y estimuladas con LPS, se produjeron lisados celulares y se realizó un análisis de transferencia Western utilizando actina como control.
Ensayo de transferencia Western - Se lisaron 2 * 106 células en tampón de lisis RIPA que contenía inhibidores de proteasa (cOmpleteTM, Roche, Mannheim, Alemania) e inhibidor de la fosfatasa (PhosSTOPTM, Roche). A continuación, los lisados celulares se separaron mediante SDS-PAGE al 10 % y se electrotransfirieron a membranas de nitrocelulosa (membrana de nitrocelulosa Whatman Protran; neoLab, Heidelberg, Alemania). Después de las etapas de bloqueo (TBS/Tween-20 al 0,05 %/BSA al 5 %) y de lavado (TBS/Tween al 0,05 %), se realizó inmunotransferencia con anticuerpos contra DLL-1 y p-actina (Cell Signaling Technology). La detección se mejoró mediante quimioluminiscencia (ECL; Perkin Elmer, Groningen, Países Bajos).
La figura 1 muestra que la proteína ligando 1 de tipo Delta es altamente detectable en todos los monocitos estimulados con LPS e infectados con bacterias, pero no en las células de control. Por lo tanto, la proteína ligando 1 de tipo Delta es adecuada para detectar una infección celular de etiología tanto grampositiva como gramnegativa.
Ejemplo 2 - El ligando 1 de tipo Delta se regula por incremento en un modelo de septicemia en ratón
Como se vio que DLL1 activado es muy abundante en monocitos infectados por bacterias in vitro, se examinó el comportamiento del ligando Notch en un modelo de septicemia por endotoxina en ratón. El LPS (precisamente la parte lipídica del LPS) también se denomina endotoxina y se utiliza comúnmente en modelos animales de septicemia. En pacientes críticos, el aumento de las concentraciones de endotoxina sérica se ha asociado al desarrollo de septicemia, gravedad de la enfermedad y mortalidad. La teoría de que la endotoxina juega un papel importante en la patogenia de la septicemia humana está respaldada por la observación de que la terapia con antibióticos puede conducir a una liberación repentina de cantidades masivas de endotoxina de bacterias muertas y un empeoramiento de la afección. En el presente documento, se utilizaron ratones machos de 12 semanas de edad con fines experimentales.
A ratones macho de doce semanas de edad se les inyectó por vía intraperitoneal con la porción lipídica de LPS (n = 16) o NaCl (n = 15; como control). Después de 24 horas, se extrajo sangre. Se recogieron los sobrenadantes libres de células y se analizaron los niveles de proteína ligando 1 de tipo Delta de ratón utilizando un ensayo ELISA comercial (abcam) siguiendo el protocolo habitual.
La figura 2 muestra que la proteína ligando 1 de tipo Delta está elevada en la sangre de los ratones infectados con LPS en comparación con la de los ratones de control. DLL1 está regulado por incremento en un modelo de septicemia en ratón. Por lo tanto, la proteína ligando 1 de tipo Delta es adecuada para detectar una infección asociada a LPS en la sangre de un modelo animal de septicemia in vivo.
Ejemplo 3 - El ligando 1 de tipo Delta está regulado por incremento en pacientes con septicemia
Se incluyeron 50 pacientes en el estudio, todos los cuales mostraron signos de septicemia grave después de una cirugía abdominal. La septicemia se definió de acuerdo con los criterios de la Surviving Sepsis Campaign. Solo se incluyeron pacientes no embarazadas de al menos 18 años de edad. Otros criterios de exclusión incluyeron enfermedades autoinmunitarias. Después de la inclusión, se extrajeron muestras de sangre de pacientes con septicemia directamente después de la identificación de los primeros signos de septicemia ("t0"), después de 24 horas ("t24"), 48 horas ("t48") y 168 horas ("t168").
A 20 pacientes de control que se habían sometido a cirugía abdominal pero que no presentaban signos de septicemia ("OP en t2") se les extrajo sangre 48 horas después de la cirugía. Se reclutaron 20 voluntarios sanos ("sano") como controles no operados y se les extrajo sangre una vez.
Se analizó el plasma sanguíneo para determinar los niveles de proteína ligando 1 de tipo Delta humana y adicionalmente proteína ligando 4 de tipo Delta humana utilizando ensayos ELISA comerciales (DLL1 - RayBio®; DLL4 - biocat) siguiendo el protocolo habitual. Los niveles de proteínas se analizaron de manera estadística utilizando la prueba U de Mann-Whitney.
La figura 3A muestra que la proteína ligando 1 de tipo Delta está elevada en la sangre de los pacientes diagnosticados con septicemia en comparación con los controles sanos y los pacientes que se sometieron a cirugía abdominal, pero que no mostraron signos de septicemia.
La figura 3B muestra que la proteína ligando 4 de tipo Delta no está elevada o no está elevada de manera significativa en la sangre de los pacientes diagnosticados con septicemia en comparación con los controles sanos y los pacientes no infectados que se sometieron a cirugía abdominal.
Por lo tanto, la proteína ligando 1 de tipo Delta, pero no la proteína ligando 4 de tipo Delta estrechamente relacionada, es adecuada para detectar la presencia de septicemia en la sangre de pacientes después de una cirugía abdominal y para diferenciar a los pacientes infectados tanto de los controles sanos como de los pacientes no infectados.
Los datos recopilados para la proteína ligando 1 de tipo Delta y la proteína ligando 4 de tipo Delta se analizaron utilizando la curva de rendimiento diagnóstico (ROC). Se calculó el área bajo la curva ROC (ABC) y los datos se compararon con los marcadores clínicamente relacionados establecidos de recuento de leucocitos y c Rp . En detalle, el área bajo la curva (ABC) de la curva ROC en t0 frente a OP en t2 fue 0,511 (valor de corte 20,73/nl) (Figura 4A) para leucocitos y 0,795 (valor de corte 175,1 mg/ml) para CRP (Figura 4B). El ABC de DLL1 de septicemia en t0 frente a OP en t2 fue 0,991 (valor de corte 36331 pg/ml) y 1,0 (valor de corte 25269 pg/ml) en septicemia en t0 frente a sano. Por tanto, la predicción de la infección mediante DLL-1 es mucho más fiable que los biomarcadores CRP y el recuento de leucocitos utilizados habitualmente. El ABC del análisis ROC de DLL4 fue 0,696 (valor de corte 1084 pg/ml) en comparación con OP en t2 (Figura 4E) y 0,655 (valor de corte 639,3 pg/ml) en comparación con controles sanos (Figura 4F).
Ejemplo 4 - El ligando 1 de tipo Delta está regulado por incremento en pacientes con septicemia
Las muestras de plasma recogidas en varios estudios se analizaron de manera secundaria para determinar la concentración del ligando 1 de tipo Delta (DLL1) mediante ELISA. En general, se analizaron 180 pacientes adultos con septicemia (véase "Septicemia" en la Figura 5) de tres cohortes independientes como se describe a continuación utilizando el esquema: "[Número de referencia del registro alemán de ensayos clínicos]/[número de referencia del voto ético] (comité responsable)":
- Cohorte 1: [DRKS00012446]/[S-200/2017] (Heidelberg, Alemania), n = 30 (véase la figura 5A)
- Cohorte 2: [DRKS00005463]/[S-097/2013] (Heidelberg, Alemania), n = 50 (véase la figura 5b ).
- Cohorte 3: [DRKS00008090]/[S-247/2014] (Heidelberg, Alemania), n = 100 (véase la figura 5C).
Se tomaron muestras en el momento de la inclusión del estudio ("inicial) para las tres cohortes, así como 24 horas ("24 h") y 48 horas ("48 h") después de la inclusión del estudio para las cohortes 1 y 2. Todos los pacientes se reclutaron de acuerdo con los criterios de consenso de Sepsis-2 (2> criterios SIRS en combinación con una infección clínicamente sospechada o probada; Cohortes 1 y 2) o Sepsis-3 (cambio en la puntuación SOFA de 2> puntos e infección clínicamente sospechada o probada; Cohorte 3).
Asimismo, las cohortes 1 y 2 incluyeron pacientes después de una cirugía visceral extensa que no mostraron signos de infección en ningún momento durante el estudio (véase "después de OP" en la figura 5; Cohorte 1: n = 30, Cohorte 2: n = 20) y voluntarios sanos ("Sano"; Cohorte 1: n = 30, Cohorte 2: n = 20).
La cohorte 2 corresponde a la misma cohorte que se describe en el ejemplo 3. Por lo tanto, los valores de los datos de la figura 5B son idénticos a los valores de los datos de la figura 3A.
Los controles adicionales incluyeron una cohorte de 38 pacientes después de un traumatismo grave ([DRKS00010991]/[164/14] (Giessen, Alemania); véase la figura 6A) y una cohorte de 25 pacientes sometidos a cirugía cardíaca con circulación extracorpórea ([S-112/2018] (Heidelberg, Alemania); véase la figura 6B).
El análisis de datos se realizó con GraphPad Prism (versión 6.0, GraphPad Software Inc.). Se utilizaron gráficos de dispersión para la visualización. Para comparaciones de grupos, se utilizó la prueba U de Mann-Whitney no paramétrica y se supuso significativo un valor de p <0,05; *** marcas de valores p <0,0001.
Para la evaluación del valor diagnóstico de DLL1, todas las muestras de los pacientes con septicemia (todos los puntos temporales, n = 327 muestras de 180 pacientes) se combinaron y compararon con todas las muestras del grupo de control (todos los puntos temporales, n = 377 muestras; 327 muestras de 113 pacientes de control y 50 muestras de 50 voluntarios sanos) mediante análisis ROC. El valor de corte óptimo se calculó mediante el procedimiento del índice de Youden ((Sensibilidad Especificidad) -100)).
El número de 327 (Septicemia) muestras respecto a 377 (Control) muestras dadas anteriormente y utilizadas en el análisis ROC combinado es el resultado de la pérdida de pacientes durante el período de observación (principalmente debido a la muerte de los pacientes con septicemia y el alta hospitalaria para los pacientes después de una cirugía o un traumatismo grave). Los números de muestra están en detalle:
Cohorte 1
Septicemia: 30/30/27 (inicial/24 h/48 h)
Después de
OP: 30/29/28 (inicial/24 h/48 h)
Sano: 30
Cohorte 2
Septicemia: 50/46/44 (inicial/24 h/48 h)
Después de
OP: 20/20/20 (inicial/24 h/48 h)
Sano: 20
Cohorte 3
Septicemi 100 (in^ial)
Traumatismo grave
38/36/31 (inicial/24 h/48 h)
Cirugía cardíaca
25/25/25 (previo a OP/6 h/24 h después de ECC)
Inicialmente después del reclutamiento, las concentraciones plasmáticas medias de los pacientes con septicemia en las cohortes 1, 2 y 3 fueron 60.292 pg/ml (IC al 95%: 47.820-72.765; n = 30), 106.126 pg/ml (IC al 95%: 90.102 - 122.149; n = 50) y 56.064 pg/ml (IC al 95 %: 49.494 - 62.634; n = 100), respectivamente (véanse las figuras 5A a C). Las concentraciones plasmáticas medias de los pacientes con septicemia en las cohortes 1 y 2 en t = 24 h fueron 53.027 pg/ml (IC al 95%: 41.824-64.229; n = 30) y 104.944 pg/ml (IC al 95%: 89.786- 120.101; n = 46, respectivamente). Las concentraciones plasmáticas medias de los pacientes con septicemia en las cohortes 1 y 2 en t = 48 h fueron 49.485 pg/ml (IC al 95 %: 39.766 - 59.205; n = 27) y 88.999 pg/ml (IC al 95 %: 75.490 - 102.508; n = 44, respectivamente). Los niveles difirieron de manera significativa entre los pacientes con septicemia y los controles (es decir, los pacientes de control y los sujetos sanos) en los puntos temporales correspondientes después de la cirugía.
Las concentraciones de DLL1 de las cohortes de pacientes de control con traumatismos (véase "después de OP" en las figuras 5A y 5B y todos los datos en la figura 6a ), así como los pacientes antes y después de la cirugía cardíaca (véase la figura 6B), fueron notablemente más bajas en comparación con los pacientes con septicemia en todos los puntos temporales medidos.
Las concentraciones plasmáticas medias de los pacientes de control con cirugía ("después de OP") en la cohorte 1 en t = inicial, t = 24 h y t = 48 h fueron 14.193 pg/ml (IC al 95 %: 12.385- 16.001; n = 30), 19.550 pg/ml (IC al 95 %: 14.536 - 24.565; n = 29) y 17.721 pg/ml (IC al 95 %: 15.498 - 19.944; n = 28, respectivamente).
Las concentraciones plasmáticas medias de los pacientes de control con cirugía ("después de OP") en la cohorte 2 en t = inicial, t = 24 h y t = 48 h fueron 13.548 pg/ml (IC al 95 %: 11.275- 15.821; n = 20), 16.187 pg/ml (IC al 95 %: 13.409- 18.964; n = 20) y 19.287 pg/ml (IC al 95 %: 13.618-24.955; n = 20, respectivamente).
Las concentraciones plasmáticas medias de los pacientes de control con traumatismos graves de la figura 6A en t = inicial, t = 24 h y t = 48 h fueron 19.119 pg/ml (IC al 95 %: 16.892-21.345; n = 38), 19.224 pg/ml (IC al 95 %: 17.184-21.263; n = 36) y 20.409 pg/ml (IC al 95 %: 16.351 -24.468; n = 31, respectivamente).
Las concentraciones plasmáticas medias de los pacientes de control de cirugía cardíaca en la figura 6B en t = inicial, t = 24 h y t = 48 h fueron 13.846 pg/ml (IC al 95 %: 10.633- 17.059; n = 25), 14.603 pg/ml (IC al 95%: 11.356- 17.850; n = 25) y 22.194 pg/ml (IC al 95 %: 18.497 - 25.891; n = 25, respectivamente).
Las concentraciones de DLL1 de los controles sanos (véase "Sano" en las figuras 5A y 5B) fueron notablemente más bajas en comparación con los pacientes con septicemia en todos los puntos temporales medidos. No hubo diferencias significativas entre los controles sanos y los pacientes de control. Las concentraciones plasmáticas medias de los controles sanos medidas en las cohortes 1 y 2 fueron 11,928 pg/ml (IC al 95 %: 10.645 - 13.211; n = 30) y 16.737 pg/ml (IC al 95 %: 14.542 - 18.932; n = 20, respectivamente).
El análisis de la curva de rendimiento diagnóstico (ROC) de todas las muestras disponibles agrupadas en septicemia (n = 327) o controles (n = 377) arrojó un área bajo la curva (ABC) de 0,9555 (IC al 95 %: 0,9401 - 0,9710; véase la figura 7). Se encontró un valor de corte diagnóstico óptimo de 29.538 pg/ml, que produce una sensibilidad del 88,7 % y una especificidad del 93,4 %.
Ejemplo 5 - Los productos de escisión del ligando 1 de tipo Delta detectan una infección bacteriana in vitro
Al unirse a su receptor, se escinde la proteína transmembrana DLL1. El dominio extracelular se libera al medio ambiente. El dominio transmembrana (TM) y el dominio intracelular (IC) (TMIC-DLL1) permanecen unidos dentro de la célula. Otros acontecimientos de escisión pueden liberar IC-DLL1 que migrará al núcleo. Para investigar si TMIC-DLL1 se puede utilizar para probar infecciones, se detectó el producto de escisión, monocitos primarios infectados in vitro, mediante análisis de transferencia Western.
Los monocitos primarios aislados de sangre de donantes sanos se infectaron con bacterias gramnegativas Escherichia coli (E. coli) o se estimularon con LPS, el componente principal de las membranas externas gramnegativas que activa la señalización TLR4. Las bacterias se destruyeron con gentamicina 2 h después de la infección. Al día siguiente, se lisaron y analizaron las células infectadas/tratadas con LPS.
Aislamiento de monocitos humanos primarios - Se aislaron PBMC de sangre fresca o capa leucoplaquetaria de donantes sanos mediante centrifugación en gradiente de densidad (solución de separación Biocoll, 1,077 g/ml, Biochrom AG, Berlín, Alemania). Las células CD14+ se marcaron de manera magnética con perlas (MiltenyiBiotec) y se seleccionaron mediante el separador autoMACS (autoMACS, programa: possel, Miltenyi Biotec, Bergisch Gladbach, Alemania) dos veces. Se cultivaron los monocitos purificados (1 x 106 células/ml) en RPMI 1640 (Sigma-Aldrich, Taufkirchen, Alemania) complementado con 100UI/ml de penicilina, estreptomicina 100 pg/ml y suero de ternero fetal inactivado por calor al 10 % (Promocell, Heidelberg, Alemania) a 37 °C en una atmósfera humidificada en presencia de CO2 al 5 %.

Claims (15)

REIVINDICACIONES
1. Uso de la proteína ligando 1 de tipo Delta o de una secuencia de nucleótidos que codifica la proteína ligando 1 de tipo Delta como biomarcador para el diagnóstico in vitro de una infección grave.
2. El uso de acuerdo con la reivindicación 1, en donde la proteína ligando 1 de tipo Delta está codificada por la secuencia de nucleótidos SEQ ID NO: 1.
3. El uso de acuerdo con la reivindicación 1 o la reivindicación 2, en donde la proteína ligando 1 de tipo Delta es una proteína que tiene al menos un 90 % de identidad con la secuencia de aminoácidos de los SEQ ID NO: 2 y 3.
4. El uso de acuerdo con las reivindicaciones 1 a 3, en donde la proteína ligando 1 de tipo Delta es un producto de escisión de la proteína ligando 1 de tipo Delta, en particular, en donde el producto de escisión es una proteína que tiene una secuencia de aminoácidos de SEQ ID NO: 4, SEQ ID NO: 5, Se Q ID NO: 6 y/o SEQ ID NO: 7.
5. El uso de acuerdo con una cualquiera de las reivindicaciones anteriores, en donde un nivel elevado de expresión de la proteína ligando 1 de tipo Delta o de la secuencia de nucleótidos que codifica la proteína ligando 1 de tipo Delta es indicativo para el diagnóstico de una infección.
6. El uso de acuerdo con una cualquiera de las reivindicaciones anteriores, en donde la infección grave es septicemia.
7. El uso de acuerdo con una cualquiera de las reivindicaciones anteriores, en donde el nivel de expresión se determina en una muestra biológica.
8. El uso de acuerdo con la reivindicación 7, en donde la muestra biológica se selecciona del grupo que consiste en sangre completa, capa leucoplaquetaria, plasma, suero, células mononucleares de sangre periférica (PBMC), neutrófilos, monocitos, linfocitos T, orina, líquido espinal, líquido linfático, secreciones externas de la piel, lágrimas y/o saliva.
9. El uso de acuerdo con la reivindicación 5, en donde el nivel de expresión se determina en una muestra biológica tomada de un paciente después de una cirugía, en particular, después de una cirugía abdominal.
10. El uso de acuerdo con las reivindicaciones 1 a 9 como orientación de una terapia con antibióticos.
11. Un método para el diagnóstico in vitro de una infección grave, que comprende la determinación de la proteína ligando 1 de tipo Delta o de una secuencia de nucleótidos que codifica la proteína ligando 1 de tipo Delta en una muestra biológica, en donde un nivel elevado de expresión de la proteína ligando 1 de tipo Delta o de una secuencia de nucleótidos que codifica la proteína ligando 1 de tipo Delta es indicativo de una infección.
12. El método de acuerdo con la reivindicación 11, en donde la proteína ligando 1 de tipo Delta está codificada por la secuencia de nucleótidos SEQ ID NO: 1 o una secuencia de nucleótidos que es al menos un 80 % idéntica al s Eq ID NO: 1.
13. El método de acuerdo con la reivindicación 11, en donde la proteína ligando 1 de tipo Delta tiene una secuencia de aminoácidos que es al menos un 90 % idéntica a los SEQ ID NO: 2 o 3, y/o tiene una secuencia de aminoácidos de SEQ ID NO: 4, SEQ ID NO: 5, SEQ ID NO: 6 y/o SEQ ID NO: 7.
14. El método de acuerdo con una cualquiera de las reivindicaciones 11 a 13, en donde la muestra biológica se selecciona del grupo que consiste en sangre completa, capa leucoplaquetaria, plasma, suero, células mononucleares de sangre periférica (PBMC), neutrófilos, monocitos, linfocitos T, orina, líquido espinal, líquido linfático, secreciones externas de la piel, lágrimas y/o saliva.
15. El método de acuerdo con una cualquiera de las reivindicaciones 11 a 14, en donde el nivel de expresión se determina en una muestra biológica tomada de un paciente después de una cirugía, en particular, después de una cirugía abdominal.
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