ES2969109T3 - Composición probiótica que comprende bacterias probióticas para la utilización en un método de tratamiento y/o prevención de infecciones parasitarias en teleósteos - Google Patents

Abstract

El presente documento describe métodos y medios para tratar y/o prevenir infestaciones por ectoparásitos y/o infección por parásitos branquiales en teleósteos mediante la administración de bacterias probióticas a los teleósteos. (Traducción automática con Google Translate, sin valor legal)

Description

DESCRIPCIÓN

Composición probiótica que comprende bacterias probióticas para la utilización en un método de tratamiento y/o prevención de infecciones parasitarias en teleósteos

Campo técnico

El presente documento se refiere a combatir ectoparásitos y parásitos de las branquias en teleósteos. Más particularmente, el presente documento da a conocer una composición probiótica que previene y trata las infestaciones ectoparasitarias y/o las infecciones parasitarias de las branquias en teleósteos.

Antecedentes de la invención

El cultivo piscícola implica criar peces en tanques o recintos. En la acuicultura, se crían poblaciones dulciacuícolas, marinas o anádromas, tales como peces, crustáceos y moluscos, bajo condiciones controladas. La maricultura es una rama secundaria de la acuicultura en la que se cultivan organismos marinos en mar abierto o en un recinto cerrado en el mar, o alternativamente, en estanques, tanques y similares llenos de agua marina.

Los teleósteos son la infraclase más grande de peces actinopterigios. Existen más de 26.000 especies y se separaron de otras especies de peces, tales como los esturiones y Amia calva, hace unos 300 millones de años. De esta manera, los teleósteos comparten muchos rasgos biológicos, incluyendo la piel y el moco. La investigación indica que las células mucosas están basadas en principios conservados primordialmente que podrían ser comunes a mamíferos y peces. Dentro de los teleósteos y salmónidos, de esta manera, la epidermis cutánea debería presentar propiedades similares.

El crecimiento y la salud de los peces criados mediante acuicultura intensiva depende de que pueda proporcionarse suficiente oxígeno y agua limpia con niveles óptimos de dióxido de carbono, amonio y un pH viable. Además, es crucial para conseguir un resultado comercialmente duradero que dispongan de una cantidad suficiente de alimento con un alto contenido en proteínas y un aporte equilibrado de aminoácidos. Los intentos para incrementar el crecimiento de los peces de acuicultura generalmente se han centrado en modificar el contenido del alimento utilizado.

Los peces de acuicultura con frecuencia se mantienen a densidades de población elevadas, lo que incrementa el riesgo de infecciones por, p. ej., parásitos, tales como piojos de los peces, gusanos intestinales, hongos, virus y bacterias.

Los piojos marinos pertenecen a la familia de los copépodos (microcrustáceos) dentro del ordenSiphonostomatoida,familiaCaligidae.Los dos géneros principales sonLepeophtheirusyCaligus,que infectan peces marinos. Muchas especies de piojo marino son específicos de ciertos géneros de huésped. Por ejemplo,L. salmonispresenta una elevada especificidad para los salmónidos, incluyendo el salmón atlántico de piscifactoría(Salmo salar),aunque también puede parasitar otros salmónidos, incluyendo la trucha marrón (trucha común:Salmo trutta),la trucha alpina(Salvelinus alpinus)y todas las especies de salmón del Pacífico.

Los piojos marinos se alimentan de los peces y un número elevado de piojos en el mismo individuo o solo un par de piojos en un pez juvenil podrían resultar dañinos o mortales. Los piojos marinos son ectoparásitos marinos (parásitos externos) que se alimentan del moco, tejido epidérmico y sangre del pez marino huésped y pueden provocar lesiones en las aletas, erosión de la piel, sangrado constante y heridas abiertas, creando una vía de entrada para otros patógenos. Pueden causarse más daños cuando los peces infectados saltan o se rascan en las redes en un intento de desprender los piojos, que causan irritación. Además del sufrimiento para los peces, los mayoristas y consumidores prefieren comprar peces que están libres de piojos marinos, ya que los peces infestados no presentan una apariencia agradable. Evidentemente esto constituye un gran problema en piscicultura, aunque los piojos marinos también pueden diseminarse desde las piscifactorías e infectar peces salvajes.

Los piojos hembra sexualmente maduros y fertilizados liberan varios cientos de huevas mediante desove. Los estadios de vida libre se denominan nauplios (2 estadios) y los copepoditos junto con los estadios de chalimus (2 estadios) son inmóviles/sésiles. Todos los estadios, incluyendo los estadios móviles (piojos preadultos y adultos) se alimentan de piel, moco, sangre y/o del pez y la microbiota del pez.

Los ectoparásitos son un grupo diverso de organismos que infestan la piel y los orificios externos de los animales. En los peces, además de la piel, el hábitat preferido de muchos ectoparásitos son las branquias. En el caso de los teleósteos, tales como los salmónidos, rodaballo, peces limpiadores, lubina y dorada, entre sus ectoparásitos se incluyen amebas, piojos, copépodos y otros.

El tratamiento y la prevención de los ectoparásitos, tales como la infestación por piojos marinos, generalmente implica el uso de diferentes agentes químicos, tales como organofosfatos, carbamatos, piretroides, piretrinas, agentes sinérgicos, productos químicos reguladores del crecimiento de los insectos o avermectinas. Sin embargo, dicho uso no resulta deseable, p. ej., debido a la extensión de estos agentes tóxicos al medio ambiente. El desarrollo de resistencia farmacológica en los piojos marinos ha supuesto el fin del uso del despiojado químico en varias zonas de piscicultura del salmón y en los últimos años se ha incrementado el uso del despiojado dulceacuícola y mecánico en sustitución del uso del despiojado químico. La mayor frecuencia de despiojado en particular por métodos mecánicos durante la estación cálida resulta en más estrés, más enfermedades y una mortalidad más alta del salmón de cría.

Con el fin de proteger las especies de salmónido salvaje en las zonas de cría de salmón, se ha implementado una normativa estricta desde las autoridades gubernamentales para realizar un seguimiento semanal de las infestaciones de piojos marinos para que, cuando aparezcan, se trate cualquier infestación de piojo marino inmediatamente. En Noruega, los salmónidos de cría se despiojan obligatoriamente cuando el nivel de piojos marinos pasa de 0,1 piojos marinos por individuo de salmón, un nivel de infestación que no es biológicamente importante en un salmón individual maduro. Esta normativa resulta en frecuentes tratamientos de eliminación de los piojos marinos, lo que supone estrés para el salmón de cría.

Habitualmente se proporcionan peces limpiadores en los recintos de acuicultura para alimentarse de los piojos marinos en la piel de los peces de cría principales, tales como los salmónidos. Los peces limpiadores pueden ser teleósteos, tales como especies de lábridos capturados en estado salvaje, tales como el tabernero(Ctenolabrus rupestris),la maragota(Labrus bergylta)y la porredana(Symphodus melops)o el lumpo(Cyclopterus lumpus).Recientemente, la cría del lumpo para el uso como pez limpiador ha ido sustituyendo las capturas en estado natural, y también se ha estado desarrollando la cría de la maragota. Existe un problema de bienestar animal asociado al uso de los peces limpiadores, ya que la mayoría de ellos muerte en los recintos antes de que el salmón alcance el tamaño para su extracción. No se conocen bien los motivos que explican la muerte de los peces limpiadores, pero un factor importante es el desarrollo de enfermedades infecciosas, incluyendo úlceras, putrefacción de las aletas, parásitos metazoarios y protozoarios y también ectoparásitos.

La utilización de peces limpiadores reduce eficientemente la necesidad de episodios de despiojado químico o mecánico, pero no totalmente, y si se realiza el despiojado por medios químicos, mecánicos o térmicos, los peces limpiadores podrían morir.

El impacto económico de las infestaciones por piojos marinos y la necesidad de despiojado ha duplicado los costes de producción de 1,5 a 3 euros por kilo de salmón atlántico producido en los últimos 20 años en Noruega.

De esta manera, un objetivo de la presente invención es superar o, como mínimo, mitigar, algunos de los problemas descritos anteriormente.

Sumario

El presente documento se refiere a una composición probiótica que comprende bacterias probióticas de las especiesAliivibrio njordisy/oAliivibrio balderis,y opcionalmente,Aliivibrio nannie,para la utilización en el tratamiento y/o la prevención de una infestación ectoparasitaria y/o infección parasitaria de las branquias en teleósteos.

La composición probiótica puede comprender, además, bacterias probióticas de las especiesPsychrobacter piscimesodermis,Psychrobacter piscimesenchymalis,Psychrobacter piscisubcutanea,Pseudomonas salmosubcutaneae,Pseudomonas salmosubpectoralisy/oPseudomonas salmointermuscularis.

El presente documento da a conocer, además, una composición probiótica que comprende bacterias probióticas de las especiesAliivibrio njordisy/oAliivibrio balderis,y opcionalmente,Aliivibrio nannie,para la utilización en el tratamiento y//o la prevención de una infestación ectoparasitaria y/o infección parasitaria de las branquias en teleósteos, en la que dicha composición probiótica se administra en dichos teleósteos antes, durante o después de la administración de una o más composiciones probióticas adicionales que comprenden una o más de una bacteria probiótica seleccionada del grupo que consiste en bacterias de las especiesPsychrobacter piscimesodermis, Psychrobacter piscimesenchymalis, Psychrobacter piscisubcutanea, Pseudomonas salmosubcutaneae, Pseudomonas salmosubpectoralisy/oPseudomonas salmonintermuscularis.

La composición probiótica puede comprender bacterias probióticas de dos o más cepas diferentes de la misma especie bacteriana.

El teleósteo puede ser un teleósteo marino o un teleósteo de aguas dulces.

El teleósteo puede ser de la familiaSalmonidae,tal como salmón, trucha y salvelino. El teleósteo de la familiaSalmonidaepuede ser, p. ej., salmón atlántico(Salmo salar),trucha marrón (trucha común:Salmo trutta),trucha alpina(Salvelinus alpinus)y/o cualquier especie de salmón del Pacífico, tal como salmón coho (plateado)(Oncorhynchus ksutch),salmón chinook (salmón real)(Oncorhynchus tshawytscha),salmón rosado (Humpy)(Oncorhynchus gorbuscha),salmón keta (salmón chum)(Oncorhynchus keta),salmón rojo(Oncorhynchus nerka),salmón cutthroat(Oncorhynchus clarki clarki)y salmón steelhead (salmón arcoíris)(Oncorhynchus mykiss).

El teleósteo también puede ser bacalao atlántico, un pez limpiador como el lumpo y lábridos, y peces de agua dulce como carpas y percas.

La infestación ectoparasitaria puede estar causada por un ectoparásito del géneroLepeophtheirus,tal comoL. salmonis,y/oCaligus,tal comoC. rogercresseyiy/oC. elongatus.Aunque son de géneros diferentes, se denominan habitualmente “piojos marinos”.

La infestación ectoparasitaria también puede estar causada por una ameba, tal como una ameba del géneroNeoparamoeba,tal comoNeoparamoeba perurans,un ectoparásito del géneroGyrodactylus,tal comoGyrodactylus salaris,un ectoparásito del géneroCryptocaryon,tal comoCryptocaryon irritans,un ectoparásito del géneroLernaeocera, tal comoLernaeocera branchialis, un ectoparásito del géneroPseudorhabdosynochus, y/o un ectoparásito del géneroAmyloodinium.

La composición probiótica puede administrarse en combinación con un agente químico de tratamiento de infecciones parasitarias, tal como un organofosfato, un carbamato, un piretroide, una piretrina, un agente sinérgico, un compuesto químico regulador del crecimiento de insectos y/o una avermectina.

La composición probiótica puede administrarse mediante un baño o administración por inmersión en agua salada, dulce o salobre, mediante administración oral, o inyección, tal como la administración en un baño durante un periodo de tiempo de entre 1 segundo y 5 horas, tal como de entre 1 segundo y 2 horas, tal como de entre 1 segundo y 1 hora, tal como de entre 30 segundos y 1 hora o de entre 1 minuto y 30 minutos.

La composición probiótica puede administrarse por lo menos 10 días, tal como por lo menos 15 días, 20 días, 25 días, 30 días o 40 días antes de la exposición del teleósteo al ectoparásito y/o parásito de las branquias.

Otras características y ventajas de la invención resultarán evidentes a partir de la descripción detallada, dibujos y ejemplos siguientes, y a partir de las reivindicaciones.

DEFINICIONES

Los ectoparásitos de los teleósteos que se adhieren a la piel y/o las branquias comprenden:

• FamiliaCaligidae,con muchos géneros (37) y casi 600 especies. GéneroLepeophtheirus,con 162 especies, en el queL. salmonises la especie más importante para los salmónidos. GéneroCaligus,con 268 especies, conC. elongatusen Noruega (especialmente Noruega septentrional) y Atlántico Norte, yC. rogercresseyi(costa del Pacífico, incluyendo Chile y Columbia Británica).

•Gyrodactylus salarises un parásito de aguas dulces de los salmónidos en sistemas fluviales. Para la cría de cualquier salmónido en instalaciones en aguas dulces con agua procedente de agua fluvial infectada podría resultar beneficioso utilizar probióticos en el caso de que los individuos del grupo reproductor se capturen en el mar.

•Cryptocaryon irritanses un parásito marino de la piel de los peces marinos.

•Lernaeocera branchialises un copépodo parasitario de las branquias del bacalao y otros peces marinos en el Oceáno Atlántico Norte.

•Pseudorhabdosynochusspp. Parásitos de las branquias de peces marinos en climas más cálidos; afecta principalmente a los meros de piscifactoría.

•Amyloodiniumspp. Infectan la piel de peces marinos.

Los parásitos que causan enfermedades de las branquias en teleósteos son, p. ej.,Neoparamoeba perurans,que causa la enfermedad amebiana de las branquias en salmón de cría desde 1984 en Tasmania y posteriormente en piscifactorías europeas de salmón atlántico, en Irlanda, Reino Unido, islas Feroe y, en particular, en la costa oeste de Noruega. También infecta otras especies de peces de cría, tales como el rodaballo, la lubina y la dorada.

El término “ infestación” en general se refiere a enfermedades parasitarias causadas por animales, tales como artrópodos (es decir, ácaros, garrapatas y piojos) y gusanos, mientras que las enfermedades parasitarias causadas por protozoos, hongos, bacterias y virus se denominan “infecciones”.

Los ejemplos de salmónidos en los que una infección ectoparasitaria puede tratarse y/o prevenirse con una composición probiótica del presente documento comprenden las especies (reproducido de FishBase bajo la licencia CC 3.0, de https://www.f¡shbase.se/¡dentif¡cat¡on/spec¡esl¡st.php?famcode=76):Brachymystax lenok, Brachymystax tumensis, Coregonus albellus, Coregonus albula, Coregonus alpenae, Coregonus alpinus, Coregonus anaulorum, Coregonus arenicolus, Coregunus artedi, Coregonus atterensis, Coregonus austriacus, Coregonus atuumnalis, Coregonus baerii, Coregonus baicalensis, Coregonus baunti, Coregonus bavricus, Coregonus benzola, Coregonus candidus, Coregonus chadary, Coregonus clupeaformis, Coregonus clupeoides, Coregonus confusus, Coregonus danneri, Coregonus dúplex, Coregonus fatioi, Coregonus fera, Coregonus fontanae, Coregonus gutturosus, Coregonus heglingus, Coregonus hiemalis, Coregonus hoferi, Coregonus holsata, Coregonus hoyi, Coregonus huntsmani, Coregonus johannae, Coregonus kiletz, Coregonus kiyi, Coregonus ladogae, Coregonus laurettae,Coregonus lavaretus, Coregonus lucinensis, Coregonus lutokka, Coregonus macrophthalmus, Coregonus maraena, Coregonus maraenoides, Coregonus maxillaris, Coregonus megalops, Coregonus migratorius, Coregonus muksun, Coregonus nasus, Coregonus nelsonii, Coregonus nigripinnis, Coregonus nilssoni, Coregonus nipigon, Coregonus nobilis, Coregonus oxyrinchus, Coregonus palaea, Coregonus pallasii, Coregonus peled, Coregonus pennantii, Coregonus pidschian, Coregonus pollan, Coregonus pravdinellus, Coregonus reighardi, Coregonus renke, Coregonus restrictus, Coregonus sardinella, Coregonus stigmaticus, Coregonus subautumnalis, Coregonus suidteri, Coregonus trybomi, Coregonus tugun, Coregonus ussuriensis, Coregonus vandesius, Coregonus vessicus, Coregonus wartmanni, Coregonus widegreni, Coregonus zenithicus, Coregonus zuerichensis, Coregonus zugensis, Hucho bleekeri, Hucho hucho, Hucho ishikawae, Hucho taimen, Oncorhynchus aguabonita, Oncorhynchus apache, Oncorhynchus chrysogaster, Oncorhynchus clarkii, Oncorhynchus formosanus, Oncorhynchus gilae, Oncorhynchus gorbuscha, Oncorhynchus iwame, Oncorhynchus kawamurae, Oncorhynchus keta, Oncorhynchus kisutch, Oncorhynchus masou, Oncorhynchus mykiss, Oncorhynchus nerka, Oncorhynchus rhodurus, Oncorhynchus tshawytscha, Parahucho perryi, Prosopium abyssicola, Prosopium coulterii, Prosopium cylindraceum, Prosopium gemmifer, Prosopium spilonotus, Prosopium williamsoni, Salmo abanticus, Salmo akairos, Salmo aphelios, Salmo balcanicus, Salmo carpio, Salmo caspius, Salmo cenerinus, Salmo cettii, Salmo chilo, Salmo ciscaucasicus, Salmo coruhensis, Salmo dentex, Salmo euphrataeus, Salmo ezenami, Salmo farioides, Salmo ferox, Salmo fibreni, Salmo ischchan, Salmo kottelati, Salmo labecula, Salmo labrax, Salmo letnica, Salmo lourosensis, Salmo lumi, Salmo macedonicus, Salmo macrostigma, Salmo marmoratus, Salmo montenigrinus, Salmo multipunctata, Salmo nigripinnis, Salmo obtusirostris, Salmo ohridanus, Salmo okumusi, Salmo opimus, Salmo pallaryi, Salmo pelagonicus, Salmo pellegrini, Salmo peristericus, Salmo platycephalus, Salmo rhodanensis, Salmo rizeensis, Salmo salar, Salmo schiefermuelleri, Salmo stomachicus, Salmo taleri, Salmo tigridis, Salmo trutta, Salmo viridis, Salmo visovacensis, Salmo zrmanjaensis, Salvelinus agassizii, Salvelinus albus, Salvelinus alpinus, Salvelinus anaktuvukensis, Salvelinus andriashevi, Salvelinus boganidae, Salvelinus colii, Salvelinus confluentus, Salvelinus curilus, Salvelinus czerskii, Salvelinus drjagini, Salvelinus elgyticus, Salvelinus evasus, Salvelinus faroensis, Salvelinus fimbriatus, Salvelinus fontinalis, Salvelinus gracillimus, Salvelinus grayi, Salvelinus gritzenkoi, Salvelinus inframundus, Salvelinus jacuticus, Salvelinus japonicus, Salvelinus killinensis, Salvelinus krogiusae, Salvelinus kronocius, Salvelinus kuznetzovi, Salvelinus lepechini, Salvelinus leucomaenis, Salvelinus levanidovi, Salvelinus lonsdalii, Salvelinus mallochi, Salvelinus malma, Salvelinus maxillaris, Salvelinus murta, Salvelinus namaycush, Salvelinus neiva, Salvelinus neocomensis, Salvelinus obtusus, Salvelinus perisii, Salvelinus profundus, Salvelinus salvelinoinsularis, Salvelinus schmidti, Salvelinus struanensis, Salvelinus taimyricus, Salvelinus taranetzi, Salvelinus thingvallensis, Salvelinus tolmachoffi, Salvelinus umbla, Salvelinus vasiljevae, Salvelinus willoughbii, Salvelinus youngeri, Salvethymus svetovidovi, Stenodus leucichthys, Stenodus nelma, Thymallus arcticus, Thymallus baicalensis, Thymallus brevipinnis, Thymallus brevirostris, Thymallus burejensis, Thymallus flavomaculatus, Thymallus grubii, Thymallus mertensii, Thymallus nigrescens, Thymallus pallasii, Thymallus svetovidovi, Thymallus thymallus, Thymallus tugarinaeyThymallus yaluensis.

Los ejemplos de piojos marinos, la infestación de los cuales puede tratarse y/o prevenirse mediante la administración de la composición probiótica dada a conocer en la presente memoria comprendenLepeophtheirus acutus, Lepeophtheirus aesopus, Lepeophtheirus alvaroi, Lepeophtheirus anguilli, Lepeophtheirus appendiculatus, Lepeophtheirus argentus, Lepeophtheirus atypicus, Lepeophtheirus azoricus, Lepeophtheirus bagri, Lepeophtheirus bifidus, Lepeophtheirus bifurcatus, Lepeophtheirus bonaci, Lepeophtheirus brachyurus, Lepeophtheirus breviventris, Lepeophtheirus bychowskyi, Lepeophtheirus chaenichthyis, Lepeophtheirus chantoni, Lepeophtheirus chilensis, Lepeophtheirus clarionensis, Lepeophtheirus confusum, Lepeophtheirus constrictus, Lepeophtheirus cossyphi, Lepeophtheirus crabro, Lepeophtheirus crassus, Lepeophtheirus cuneifer, Lepeophtheirus curtus, Lepeophtheirus dissimulatus, Lepeophtheirus distinctus, Lepeophtheirus edwardsi, Lepeophtheirus elegans, Lepeophtheirus eminens, Lepeophtheirus epinepheli, Lepeophtheirus erecsoni, Lepeophtheirus etelisi, Lepeophtheirus europaensis, Lepeophtheirus exilipes, Lepeophtheirus exsculptus, Lepeophtheirus formosanus, Lepeophtheirus frecuens, Lepeophtheirus furcatus, Lepeophtheirus goniistii, Lepeophtheirus grohmanni, Lepeophtheirus gusevi, Lepeophtheirus hapalogenyos, Lepeophtheirus hastatus, Lepeophtheirus heegaardi, Lepeophtheirus hexagrammi, Lepeophtheirus hidekoi, Lepeophtheirus hippoglossi, Lepeophtheirus histiopteridi, Lepeophtheirus hospitalis, Lepeophtheirus hummi, Lepeophtheirus intercurreus, Lepeophtheirus interitus, Lepeophtheirus kabatai, Lepeophtheirus krishnai, Lepeophtheirus lagocephali, Lepeophtheirus lalandei, Lepeophtheirus lateolabraxi, Lepeophtheirus latigenitalis, Lepeophtheirus lewisi, Lepeophtheirus lichiae, Lepeophtheirus litus, Lepeophtheirus longiabdominis, Lepeophtheirus longicaudus, Lepeophtheirus longipalpus, Lepeophtheirus longipes, Lepeophtheirus longispinosus, Lepeophtheirus longiventralis, Lepeophtheirus marcepes, Lepeophtheirus marginatus, Lepeophtheirus molvae, Lepeophtheirus monacanthus, Lepeophtheirus mugiloidis, Lepeophtheirus muraenae, Lepeophtheirus nanaimoensis, Lepeophtheirus natalensis, Lepeophtheirus nordmanni, Lepeophtheirus oblitus, Lepeophtheirus palliatus, Lepeophtheirus paralichthydis, Lepeophtheirus parvicruris, Lepeophtheirus parviventris, Lepeophtheirus parvulus, Lepeophtheirus parvus, Lepeophtheirus paulus, Lepeophtheirus pectoralis, Lepeophtheirus perpes, Lepeophtheirus platensis, Lepeophtheirus plectropomi, Lepeophtheirus plotosi, Lepeophtheirus pollachius, Lepeophtheirus polyprioni, Lepeophtheirus pravipes, Lepeophtheirus quadratus, Lepeophtheirus remiopsis, Lepeophtheirus renalis, Lepeophtheirus rhinobati, Lepeophtheirus robertae, Lepeophtheirus robustus, Lepeophtheirus rotundatus, Lepeophtheirus rotundipes, Lepeophtheirus rotundiventris, Lepeophtheirus schaadti, Lepeophtheirus scutiger, Lepeophtheirus sekii, Lepeophtheirus selkirki, Lepeophtheirus semicossyphi, Lepeophtheirus sheni, Lepeophtheirus shiinoi, Lepeophtheirus sigani, Lepeophtheirus simplex, Lepeophtheirus spatha, Lepeophtheirus spinifer, Lepeophtheirus sturionis, Lepeophtheirus suhmi, Lepeophtheirus tamladus, Lepeophtheirus tenuis, Lepeophtheirus thompsoni, Lepeophtheirus tuberculatus, Lepeophtheirus uluus, Lepeophtheirus unispinosus, Lepeophtheirus yanezi,Lepeophtheirus zbigniewi, Caligus abigailae, Caligus absens, Caligus acanthopagri, Caligus adanensis, Caligus aduncus, Caligus affinis, Caligus afurcatus, Caligus alaihi, Caligus alepicolus, Caligus amblygenitalis, Caligus antennatus, Caligus apodus, Caligus arii, Caligus ariicolus, Caligus asperimanus, Caligus asymmetricus, Caligus atromaculatus, Caligus balistae, Caligus belones, Caligus berychis, Caligus biaculeatus, Caligus bicycletus, Caligus bifurcus, Caligus biseriodentatus, Caligus bocki, Caligus bonito, Caligus brevicaudatus, Caligus brevicaudus, Caligus brevipedis, Caligus brevis, Caligus buechlerae, Caligus callaoensis, Caligus callyodoni, Caligus calotomi, Caligus carangis, Caligus centrodonti, Caligus chamelensis, Caligus cheilodactyli, Caligus chelifer, Caligus chiastos, Caligus chorinemi, Caligus chrysophrysi, Caligus clavatus, Caligus clemensi, Caligus confusus, Caligus constrictus, Caligus cookeoli, Caligus cordiventris, Caligus cordyla, Caligus cornutus, Caligus coryphaenae, Caligus costatus, Caligus cresseyorum, Caligus crusmae, Caligus curtus, Caligus cybii, Caligus dactylopteni, Caligus dakari, Caligus dampieri, Caligus dasyaticus, Caligus debueni, Caligus deformis, Caligus diaphanus, Caligus dicentrarchi, Caligus dieuzeidei, Caligus digitatus, Caligus dubius, Caligus elasmobranchi, Caligus eleutheronemi, Caligus elongatus, Caligus engraulidis, Caligus enormis, Caligus epidemicus, Caligus epinepheli, Caligus equulae, Caligus evelynae, Caligus eventilis, Caligus fajerae, Caligus fistulariae, Caligus flexispina, Caligus fortis, Caligus fronsuganinus, Caligus fugu, Caligus furcisetifer, Caligus glacialis, Caligus glandifer, Caligus grandiabdominalis, Caligus guerini, Caligus gurnardi, Caligus haemulonis, Caligus hamatus, Caligus hamruri, Caligus hemiconiati, Caligus hobsoni, Caligus hoplognathi, Caligus hottentotus, Caligus hyalinae, Caligus hyalinus, Caligus hyporhamphi, Caligus ignotus, Caligus ilhoikimi, Caligus inanis, Caligus infestans, Caligus inopinatus, Caligus irritans, Caligus isonyx, Caligus itacurussensis, Caligus jawahard, Caligus kabatae, Caligus kahawai, Caligus kala, Caligus kalumai, Caligus kanagurta, Caligus kapuhili, Caligus keralensis, Caligus kirti, Caligus klawei, Caligus kurochkini, Caligus kuwaitensis, Caligus labracis, Caligus lacustris, Caligus lagocephali, Caligus lalandei, Caligus laminatus, Caligus laticaudus, Caligus latigenitalis, Caligus latus, Caligus lessonius, Caligus lethrinicola, Caligus lichiae, Caligus ligatus, Caligus ligusticus, Caligus lini, Caligus littoralis, Caligus lobodes, Caligus lolligunculae, Caligus longiabdominis, Caligus longicaudatus, Caligus longicaudus, Caligus longipedis, Caligus longipes, Caligus longiramus, Caligus longirostris, Caligus longispinosus, Caligus lunatus, Caligus lutjani, Caligus macarovi, Caligus macoloricola, Caligus macrurus, Caligus malabaricus, Caligus mebachii, Caligus minimus, Caligus mordax, Caligus mortis, Caligus mugilis, Caligus mulli, Caligus musaicus, Caligus mutabilis, Caligus nanhaiensis, Caligus nataliae, Caligus nengai, Caligus neoaricolus, Caligus nibeae, Caligus nolani, Caligus novocaledonicus, Caligus nuenonnae, Caligus oculicola, Caligus ocyurus, Caligus ogawai, Caligus olsoni, Caligus omissus, Caligus orientalis, Caligus oviceps, Caligus pagelli, Caligus pagetd, Caligus pagri, Caligus pagrosomi, Caligus pampi, Caligus paranengai, Caligus parapetalopsis, Caligus parvilatus, Caligus patulus, Caligus pauliani, Caligus pectinatus, Caligus pelagicus, Caligus pelamydis, Caligus penrnthi, Caligus pharaonis, Caligus phipsoni, Caligus placidus, Caligus planktonis, Caligus platurus, Caligus platytarsis, Caligus polycanthi, Caligus pomacentrus, Caligus pomadasi, Caligus praecinctorius, Caligus praetextus, Caligus priacanthi, Caligus productus, Caligus pseudokalumai, Caligus pseudoproductus, Caligus pseudorhombi, Caligus pterois, Caligus punctatus, Caligus quadratus, Caligus quadrigenitalis, Caligus randalli, Caligus raniceps, Caligus rapax, Caligus regalis, Caligus reniformis, Caligus robustus, Caligus rogercresseyi, Caligus rotundigenitalis, Caligus rufimaculatus, Caligus saucius, Caligus savala, Caligus schistonyx, Caligus schlegeli, Caligus sciaenops, Caligus sclerotinosus, Caligus scribae, Caligus sensorius, Caligus sepetibensis, Caligus seriolae, Caligus seriolicolus, Caligus serratus, Caligus sibogae, Caligus sicarius, Caligus similis, Caligus solea, Caligus spinosus, Caligus stocki, Caligus stokesi, Caligus stromatei, Caligus subparvus, Caligus suffuscus, Caligus tanago, Caligus temnodontis, Caligus tenax, Caligus tenuicauda, Caligus tenuifurcatus, Caligus tenuis, Caligus tenuis, Caligus teres, Caligus tetrodontis, Caligus thyrsitae, Caligus torpedinis, Caligus trachynoti, Caligus triabdominalis, Caligus triangularis, Caligus tripedalis, Caligus truttae, Caligus turbidus, Caligus tylosuri, Caligus undulatus, Caligus uniartus, Caligus upenei, Caligus ventrosetosus, Caligus vexator, Caligus willungae, Caligus wilsoni, Caligus xystercus, Caligus zeiyCaligus zylanica.

Un “cultivo” incluye todas las formas de cultivo bacteriano, tanto en caldo, sobre agar y en cualquier otro medio. Un “cultivo axénico” se refiere a un cultivo que contiene únicamente una cepa bacteriana, es decir, un cultivo puro. Un “cultivo mixto” se refiere a un cultivo en el que se cultivan dos o más cepas, especies y/o géneros bacterianos conjuntamente, o en el que se cultivan dos o más cepas, especies y/o géneros bacterianos por separado y después se mezclan.

El acrónimo “UFC” significa “unidades formadoras de colonia”, que es una unidad utilizada para estimar el número de células bacterianas viables en una muestra.

El acrónimo “dpi” significa “días postinfección”, el número de días después de que el pez haya sido infectado por ectoparásitos.

El término "mililitro" en la presente memoria se abrevia como “ml” o “mL”.

“Stembiont” es una marca comercial registrada para una composición probiótica que comprende bacterias de las especiesAllivibrio njordisy/oAliivibrio balderisy/oAliivibrio nannie.

Breve descripción de los dibujos

Figura 1: tratamiento de aplicación de probiótico (“Stembiont”) seguido de reto con piojos según el Ejemplo 1.

Figura 2: resultados de peces cohabitantes expuestos a una composición probiótica (“Stembiont”) y peces de control según el Ejemplo 2.

Figura 3: resultados de no cohabitantes expuestos a una composición probiótica (“Stembiont”) y peces de control según el Ejemplo 2.

Figura 4: células caliciformes en cuatro experimentos. Los peces tratados presentan menos células con más moco.

Figura 5: recuento de piojos en estadio chalimus realizado en 13 dpi (S1).

Figura 6: recuento de piojos en estadio adulto/móvil realizado en 27 dpi (S2).

Descripción detallada

El presente documento se refiere al tratamiento y/o prevención de las infestaciones ectoparasitarias y/o las infecciones parasitarias de las branquias en teleósteos. Los presentes inventores han encontrado inesperadamente que, mediante la administración de bacterias probióticas en los teleósteos, pueden prevenirse y/o tratarse infestaciones de ectoparásitos y/o infecciones parasitarias de las branquias.

De esta manera, el presente documento se refiere a una composición probiótica que comprende bacterias probióticas de una o ambas especiesAllivibrio njordisy/oAliivibrio balderis,para la utilización en el tratamiento y/o la prevención de una infestación ectoparasitaria y/o infección parasitaria de las branquias en un teleósteo. El presente documento se refiere, además, a la utilización de bacterias probióticas de una o ambas especiesAliivibrio njordisyAliivibrio balderis,para la preparación de un medicamento en la forma de una composición probiótica tal como se da a conocer para el tratamiento y/o la prevención de una infestación ectoparasitaria y/o infección parasitaria de las branquias en un teleósteo. Asimismo, el presente documento se refiere a un método para el tratamiento y/o la prevención de una infestación ectoparasitaria y/o infección parasitaria de las branquias en un teleósteo, en el que dicho método comprende la administración de una composición probiótica que comprende bacterias probióticas de una o ambas especies,Aliivibrio njordisyAliivibrio balderis,en un teleósteo que lo necesita. La composición probiótica, su preparación y administración, se describirán adicionalmente a continuación.

Preferentemente, la composición comprende ambas especies:Aliivibrio njordisyAliivibrio balderis.Una composición probiótica del presente documento puede comprender, además, una o más de las bacterias probióticas de especiesAliivibrio nannie, Psychrobacter piscimesodermis, Psychrobacter piscimesenchymalis, Psychrobacter piscisubcutanea, Pseudomonas salmosubcutaneae, Pseudomonas salmonsubpectoralisy/oPseudomonas salmointermuscularis.También resulta posible proporcionar las bacterias probióticas en composiciones probióticas separadas que a continuación se administran, simultánea o secuencialmente, en el teleósteo. Lo mismo es cierto para las demás especies bacterianas probióticas mencionadas en la presente memoria como útiles para el propósito de tratar y/o prevenir una infestación ectoparasitaria y/o una infección parasitaria de las branquias en teleósteos, es decir, las bacterias probióticas pueden proporcionarse en la misma composición probiótica o en una o más composiciones probióticas separadas, en donde cada una comprende una o más especies y/o cepas bacterianas probióticas. De esta manera, a menos que se indique lo contrario, la expresión “composición probiótica para el uso en el tratamiento y/o la prevención de una infestación ectoparasitaria y/o infección parasitaria de las branquias”, y similares, se refiere a una única composición probiótica que comprende una o más especies y/o cepas bacterianas probióticas, o dos o más composiciones probióticas, cada una de las cuales comprende una o más especies y/o cepas bacterianas probióticas destinadas para la administración simultánea o secuencial en un teleósteo. De manera similar, la expresión “composición probiótica” tal como se utiliza en la presente memoria se refiere a una única composición probiótica que comprende una o más especies y/o cepas bacterianas probióticas de dos o más composiciones probióticas, cada una de las cuales comprende una o más especies y/o cepas bacterianas probióticas destinadas a ser administradas simultánea o secuencialmente en un teleósteo.

La bacteria probiótica de la composición del presente documento puede consistir enAliivibrio njordisy/oAliivibrio balderis,y opcionalmente una o más de las especies bacterianas seleccionadas del grupo que consiste enAliivibrio nannie, Psychrobacter piscimesodermis, Psychrobacter piscimesenchymalis, Psychrobacter piscisubcutanea, Pseudomonas salmosubcutaneae, Pseudomonas salmonsubpectoralisyPseudomonas salmointermuscularis.

El presente documento da a conocer, además, la utilización de una composición probiótica que comprende bacterias probióticas de la especieAliivibrio njordisy/oAliivibrio balderis,y opcionalmenteAliivibrio nannie,y una composición probiótica que comprende una o más bacterias probióticas seleccionadas del grupo que consiste en bacterias de las especiesPsychrobacter piscimesodermis, Psychrobacter piscimesenchymalis, Psychrobacter piscisubcutanea, Pseudomonas salmosubcutaneae, Pseudomonas salmonsubpectoralisyPseudomonas salmointermuscularispara la preparación de un medicamento en la forma de una composición probiótica para el tratamiento y/o la prevención de una infestación ectoparasitaria o infección parasitaria de las branquias en un teleósteo, en la que dicha composición probiótica conAliivibrio njordisy/oAliivibrio balderis,y opcionalmenteAliivibrio nannie,se administra antes, durante o después de la administración de una o más composiciones probióticas adicionales que comprenden una bacteria probiótica seleccionada del grupo que consiste en bacterias de las especiesPsychrobacter piscimesodermis,Psychrobacter piscimesenchymalis, Psychrobacter piscisubcutanea, Pseudomonas salmosubcutaneae, Pseudomonas salmonsubpectoralisyPseudomonas salmointermuscularis.

El presente documento da a conocer, además, un método para el tratamiento y/o la prevención de una infestación ectoparasitaria y/o infección parasitaria de las branquias en un teleósteo, en el que dicho método comprende la administración de una cantidad terapéuticamente eficaz de una composición probiótica que comprende una bacteria probiótica de la especieAliivibrio njordisy/oAliivibrio balderis,y opcionalmente,Aliivibrio nannie,antes, durante o después de la administración de una cantidad terapéuticamente eficaz de una o más composiciones probióticas adicionales que comprende una o más bacterias probióticas seleccionadas del grupo que consiste en bacterias de las especiesPsychrobacter piscimesodermis, Psychrobacter piscimesenchymalis, Psychrobacter piscisubcutanea, Pseudomonas salmosubcutaneae, Pseudomonas salmonsubpectoralisy/oPseudomonas salmointermuscularis.

También resulta posible utilizar dos o más cepas diferentes de una especie bacteriana probiótica en la composición probiótica y/o bacterias probióticas de la misma especie/cepa bacteriana, aunque cultivadas bajo diferentes condiciones de cultivo.

La composición probiótica se administra en teleósteos con el fin de tratar y/o prevenir una infestación ectoparasitaria.

El teleósteo puede ser cualquier tipo de teleósteo, tal como un teleósteo que vive en medios marinos (salinos o salobres) o un teleósteo que vive en aguas dulces. Algunos teleósteos, como los teleósteos de la familiaSalmonidae,viven tanto en agua dulce como sala, según el estadio del ciclo celular en que se encuentren. Algunos teleósteos, tales como los lábridos(Labridae)se alimentan de ectoparásitos de otros teleósteos.

Los ejemplos de teleósteos que pueden beneficiarse de un tratamiento con la composición probiótica dada a conocer en la presente memoria son teleósteos de la familiaSalmonidae,tal como el salmón, la trucha y el salvelino.

Son ejemplos de especies de la familiaSalmonidae,el salmón atlántico(Salmo salar),la trucha marrón (trucha marina:Salmo trutta),trucha alpina(Salvelinus alpinus)y/o cualquier especie de salmón del Pacífico, tal como salmón coho (salmón plateado)(Oncorhynchus kisutch),salmón chinook (salmón real)(Oncorhynchus tshawytscha),salmón rosado (salmón Humpy)(Oncorhynchus gorbuscha),salmón keta (salmón Chum)(Oncorhynchus keta),salmón rojo(Oncorhynchus nerka),salmón cutthroat(Oncorhynchus clarki clarki)y salmón steelhead (salmón arcoíris)(Oncorhynchus mykiss).

Son ejemplos adicionales de teleósteos marinos, rodaballo, lubina y dorada. Otros ejemplos son el bacalao del Atlántico, peces limpiadores como el lumpo y los lábridos, y peces de aguas dulces, tales como las carpas y las percas.

Sin respaldo teórico, un efecto de las bacterias probióticas en la composición probiótica del presente documento podría ser que modifican las células caliciformes de los teleósteos de manera que estas respondan más eficientemente, rápidamente y/o con una respuesta más grande, a una irritación por ectoparásitos que intentan engancharse a la piel o a la superficie del teleósteo, mediante el incremento del flujo de moco, el cual evita la unión de los ectoparásitos. El ectoparásito, la infección por el cual debe tratarse y/o prevenirse, de esta manera podría ser cualquier ectoparásito.

Un ejemplo de una infestación por ectoparásitos que podría tratarse y/o prevenirse mediante la administración de una composición según el presente documento es una infestación por piojo marino. El piojo marino puede ser, p. ej., del géneroLepeophtheirus,tal como de la especieL. salmonis,y/oCaligus,tal como de la especieC. rogercresseyiy/oC. elongatus.

Una enfermedad causada por un ectoparásito también podría ser causada por una infestación por un ectoparásito del géneroGyrodactylus,tal comoGyrodactylus salaris,un ectoparásito del géneroCryptocaryon,tal comoCryptocaryon irritans; un ectoparásito del géneroLernaeocera,tal comoLernaeocera branchialis;un ectoparásito del géneroPseudorhabdosynochus,y/o un ectoparásito del géneroAmyloodinium.

Las amebas son ejemplos de parásitos que causan infecciones de las branquias, tales como una ameba del géneroNeoparamoeba,tal comoNeoparamoeba perurans.

Las bacterias probióticas pueden administrarse por separado o en cualquier combinación de dos o más de las especies y/o diferentes cepas de las diferentes especies. Pueden utilizarse bacterias de las diferentes especies y/o diferentes cepas en cualquier proporción relativa. Sin embargo, habitualmente, la relación es de entre aproximadamente 1:10 y aproximadamente 10:1 entre cualesquiera dos especies/cepas en el caso de que se utilicen las bacterias en combinación. Por ejemplo, la proporción entre cualesquiera dos especies/cepas en el caso de que las bacterias se utilicen en combinación puede ser de entre 1:4 y 4:1, de entre 1:3 y 3:1, de entre 1:2 y 2:1 o 1:1. Sin embargo, también puede ser de entre aproximadamente 1:100 y 100:1.

Las bacterias probióticas de las diferentes especies dadas a conocer en la presente memoria y/o diferentes cepas dentro de la misma especie pueden mezclarse antes de la administración. Las diferentes especies de bacterias probióticas y/o diferentes cepas dentro de la misma especie también pueden cultivarse juntas en el mismo cultivo.

También resulta posible cultivar dos o más cepas de la misma especie juntas o en combinación con una o más cepas de otra especie.

Las bacterias probióticas de las diferentes especies y/o de diferentes cepas dentro de la misma especie pueden administrarse por separado, aunque simultáneamente en la misma población de teleósteos. También resulta posible exponer el teleósteo a bacterias probióticas de las diferentes especies dadas a conocer en la presente memoria y/o cepas de una o más de las especies, secuencialmente mediante la administración de una o más especies/cepas bacterianas probióticas antes de la adición de una o más especies/cepas bacterianas probióticas adicionales. En el caso de que deba utilizarse dicha administración secuencial de las bacterias probióticas, resulta posible añadir las bacterias secuencialmente, aunque sin eliminar las bacterias añadidas previamente o llevar a cabo la eliminación de las bacterias añadidas previamente antes de añadir nuevas bacterias, p. ej., mediante intercambio del volumen de agua que contiene bacterias por agua nueva antes de la adición de bacterias adicionales.

Especies y cepas bacterianas.

Las bacterias probióticas utilizadas de acuerdo con el presente documento son las especiesAliivibrio njordisy/oAliivibrio balderis.Además, pueden utilizarse bacterias de la especieAliivibrio nannie.

Además, de las especies deAliivibrioanteriormente mencionadas, pueden utilizarse bacterias probióticas de las especiesPsychrobacter piscimesodermis, Psychrobacter piscimesenchymalis, Psychrobacter piscisubcutanea, Pseudomonas salmosubcutaneae, Pseudomonas salmosubpectoralisy/oPseudomonas salmointermuscularis.

Tal como se ha indicado anteriormente, la composición probiótica dada a conocer en la presente memoria comprende bacterias probióticas de las especiesAliivibrio njordisy/oAliivibrio balderis. Aliivibrio njordispuede ser, por ejemplo,Aliivibrio njordiscepa B1-25, 18-1/2013 mandib V11, que ha sido depositada en el depósito National Collection of Industrial and Marine Bacteria y a la que se ha asignado el número de acceso NCIMB 42593.Aliivibrio balderispuede ser, por ejemplo,Aliivibrio balderisB1-24, 18-1/2013 kidn V12, que ha sido depositada en el depósito National Collection of Industrial and Marine Bacteria y a la que se ha asignado el número de acceso NCIMB 42592.

Una cepa ejemplar deAliivibrio nannieesAliivibrio nannieB8-24, 313/2013 kidn V13, que ha sido depositada en el National Collection of Industrial and Marine Bacteria y a la que se ha asignado el número de acceso NCIMB 42594.

Dichas cepas ejemplares deA. njordis, A. balderisyA. nannie,respectivamente, han sido aisladas en Noruega y depositadas de acuerdo con el Tratado de Budapest el 17 de junio de 2016 en el depósito National Collection of Industrial and Marine Bacteria (Ferguson Building, Craibstone Estate, Bucksburn, Aberdeen, AB21 9YA, Escocia, Reino Unido). Se proporciona información adicional sobre el aislamiento y cultivo de dichas cepas deAliivibrioen el documento n.° WO 2018/007632.

Psychrobacter piscimesodermispuede ser, por ejemplo,Psychrobacter piscimesodermisFisk 1, 41, 6/3-2014 Atl. Salm, que ha sido depositada en el depósito National Collection of Industrial and Marine Bacteriana y se le ha asignado el número de acceso NCIMB 42947.Psychrobacter piscimesenchymalispodría ser, por ejemplo,Psychrobacter piscimesenchymalisFisk 2, 42, 6/3-2014 Atl. Salm., que ha sido depositada en el National Collection of Industrial and Marine Bacteria y a la que se ha asignado el número de acceso NCIMB 42948.Psychrobacter piscisubcutaneapuede ser, por ejemplo,Psychrobacter piscisubcutaneaFisk 3, 43, 6/3-2014 Atl. Salm., que ha sido depositada en el National Collection of Industrial and Marine Bacteria y se le ha asignado el número de acceso NCIMB 42949.

Dichas especies ejemplares dePsychrobacterhan sido aisladas en Noruega y se han depositado de acuerdo con el Tratado de Budapest el 4 de enero de 2018 en el National Collection of Industrial and Marine Bacteria (Ferguson Building, Craibstone Estate, Bucksburn, Aberdeen, AB21 9YA, Escocia, Reino Unido). Se proporciona información adicional sobre el aislamiento y cultivo de dichas cepas dePsychrobacteren el documento n.° WO 2019/135009.

Pseudomonas salmosubcutaneaepodría ser, por ejemplo,Pseudomonas salmosubcutaneaeFisk 3, 13/5-2014, hb, Atl. Salm., que ha sido depositada en el National Collection of Industrial and Marine Bacteria y a la que se ha asignado el número de acceso 43330.Pseudomonas salmosubpectoralispodría ser, por ejemplo,Pseudomonas salmosubpectoralisFisk 3, 13/5-2014, ba, Atl. Salm., que ha sido depositada en el National Collection of Industrial and Marine Bacteria y a la que se ha asignado el número de acceso 43331.Pseudomonas salmointermuscularispodría ser, por ejemplo,Pseudomonas salmointermuscularisFisk 4, 13/5-2014, ha, Atl. Salm., que ha sido depositada en el National Collection of Industrial and Marine Bacteria y se le ha asignado el número de acceso 43332.

Dichas tres especies ejemplares dePseudomonashan sido aisladas en Noruega y depositadas de acuerdo con el Tratado el Budapest el 20 de diciembre de 2018 en el National Collection of Industrial and Marine Bacteria (Ferguson Building, Craibstone Estate, Bucksburn, Aberdeen, AB21 159YA, Escocia, Reino Unido). Se proporciona información adicional sobre el aislamiento y cultivo de dichas cepas dePseudomonasen el documento n.° WO 2019/135009.

Preparación de la composición bacteriana probiótica.

La composición probiótica que comprendeAliivibrio njordisy/oAliivibrio balderis,y opcionalmente especies bacterianas adicionales tal como se indica en otros sitios en el presente documento, puede prepararse mediante el cultivo conjunto de las diferentes especies y/o cepas bacterianas de las mismas especies bacterianas. También resulta posible cultivar las diferentes especies y/o cepas bacterianas en cultivos separados y mezclarlas antes de la administración en un teleósteo. Además, resulta posible cultivar las bacterias por separado y administrarlas en un teleósteo sin mezcla previa, tal como mediante la administración simultánea o consecutiva. Además, resulta posible cultivar conjuntamente dos o más especies y/o cepas bacterianas diferentes de la misma especie bacteriana y mezclarlas con uno o más cultivos de una o más cepas y/o cepas bacterianas, o administrar dichos cultivos por separado (simultánea o consecutivamente) en un teleósteo.

Las bacterias probióticas pueden utilizarse junto con el medio utilizado para su cultivo, es decir, la composición probiótica comprende el medio de cultivo utilizado. Una ventaja de ello es que las sustancias beneficiosas que son producidas por las bacterias probióticas estarán presentes en la composición probiótica. Alternativamente, las bacterias probióticas podrían separarse del medio de cultivo utilizado (p. ej., mediante centrifugación o filtración) y resuspenderse en otro medio, tal como medio de cultivo nuevo, un tampón (tal como solución salina tamponada con fosfato, PBS) o una solución salina (tal como una solución de sal sódica). En este caso, las bacterias probióticas pueden lavarse una o más veces con, p. ej., medio de cultivo, un tampón, tal como PBS o solución salina (tal como una solución de sal sódica).

La concentración de las bacterias probióticas en la composición probiótica puede variar, aunque normalmente se encuentra comprendida en el intervalo de entre 102 y 1014 UFC por ml, tal como de entre 108 y 1013, de entre 109 y 1013, de entre 1010 y 1012, de entre 102 y 107, o de entre 105 y 107 UFC por ml.

La proporción entre las diferentes especies bacterianas probióticas en la composición probiótica puede variar dependiendo de, p.ej., si las bacterias se cultivan juntas o por separado y se mezclan antes o en el momento de la administración. Normalmente,Aliivibrio njordisy/oAliivibrio balderisestán presentes en una proporción de entre aproximadamente 1:10 y 10:1, tal como aproximadamente una proporción de entre 3:10 y 10:3, o una proporción de aproximadamente 1:1. En el caso de que la composición probiótica comprenda, además, bacterias de la especieA. nannie,cada especie bacteriana normalmente constituye aproximadamente 33 % del número de bacterias probióticas en la composición.

Además de las bacterias probióticas, la composición probiótica puede comprender, p. ej., un excipiente y/o adyuvante farmacéuticamente aceptable.

También resulta posible añadir un agente de tratamiento químico de la infestación parasitaria, tal como un organofosfato, un carbamato, un piretroide, una piretrina, un agente sinérgico, un compuesto químico regulador del crecimiento de los insectos y/o una avermectina, en la composición probiótica que comprende bacterias probióticas descrita en la presente memoria, y/o a la composición probiótica adicional descrita en la presente memoria. De esta manera, la composición probiótica descrita en la presente memoria y/o la composición probiótica adicional descrita en la presente memoria puede comprender un agente de tratamiento químico de la infestación parasitaria tal como los mencionados anteriormente. Adicional o alternativamente, resulta posible administrar dicho agente de tratamiento químico de la infección parasitaria junto con la administración de la composición probiótica, tal como simultánea o secuencialmente con la administración de la composición probiótica.

Se apreciará que la composición probiótica descrita en la presente memoria puede proporcionarse en forma de un kit de partes. Por ejemplo, se proporciona un kit de partes que comprende:

(i) Una composición probiótica tal como se describe en la presente memoria, y

(ii) Una o más composiciones probióticas adicionales tal como se describen en la presente memoria, y/o (iii) Instrucciones de utilización.

Se apreciará que las instrucciones de utilización descritas en la presente memoria pueden describir que la composición probiótica descrita en la presente memoria debe administrarse antes, durante y/o después de la administración de una o más composiciones probióticas adicionales tal como se indica en la presente memoria. La administración puede referirse a la administración en teleósteos.

Administración de las bacterias probióticas en teleósteos.

La composición probiótica puede, p. ej., administrarse en teleósteos mediante la administración en un baño o mediante inmersión en agua salada, dulce o salobre, mediante administración oral o mediante inyección, tal como mediante administración intraperitoneal, administración intramuscular o administración subcutánea.

En el caso de que la composición probiótica se administre mediante la administración en un baño o mediante inmersión, las bacterias probióticas se cultivan de una manera adecuada y después se añaden a agua. El agua al que se añaden las bacterias puede ser el agua en la que ya están contenidos los peces, o puede ser agua en otro tanque, recinto o similar al que se transfieran los peces. El agua habitualmente es el mismo tipo de agua en el que están contenidos los peces según su estadio de crecimiento, Para, p. ej., salmón en el estadio postesmoltificación, el agua normalmente es agua marina natural. Sin embargo, también resulta posible transferir los peces a otro tipo de agua durante el tratamiento. Por ejemplo, el salmón en el estadio preesmoltificación, que vive en agua dulce, puede transferirse a agua salada, tal como agua marina natural, durante la exposición a las bacterias probióticas y después trasladarse de vuelta al agua dulce. El agua a la que habitualmente se añaden las bacterias presenta una salinidad de entre aproximadamente 0,5 % y aproximadamente 4 % en peso, tal como de entre aproximadamente 0,9 % y aproximadamente 4 % en peso, tal como de entre aproximadamente 2 % y 4 % en peso, aunque el agua también puede ser agua dulce, que presenta una salinidad mucho menor. De esta manera, resulta posible utilizar células vivas ya propagadas para bañar los peces a concentraciones salinas más bajas, hasta llegar a agua dulce, en intervalos de tiempo habitualmente más cortos sin matar las bacterias probióticas.

Se expone a los teleósteos al agua de baño que contiene las bacterias probióticas durante un tiempo suficiente para conseguir administrar suficientes bacterias en los teleósteos, a fin de obtener los efectos deseados. Este tiempo dependerá de, p. ej., la densidad de bacterias probióticas en la composición probiótica utilizada, el tipo y estado de los teleósteos que deben exponerse, etc. Normalmente, puede utilizarse un tiempo de exposición de entre unos cuantos segundos (administración por inmersión) y un par de horas, tal como de entre aproximadamente 1 segundo y aproximadamente 5 horas, tal como de entre aproximadamente 1 segundo y aproximadamente 2 horas, tal como de entre aproximadamente 1 segundo y aproximadamente 1 hora, tal como de entre aproximadamente 30 segundos y aproximadamente 1 hora, o de entre aproximadamente 1 minuto y aproximadamente 30 minutos. El incremento de la densidad de bacterias probióticas en el agua generalmente reducirá el tiempo de exposición necesario.

Los teleósteos pueden exponerse a las bacterias probióticas en una sola ocasión o la exposición puede repetirse una o más veces con diferentes intervalos de tiempo. Puede resultar beneficioso administrar la composición probiótica en los teleósteos por lo menos 10 días, tal como por lo menos 15 días, 20 días, 25 días, 30 días o 40 días antes de la exposición del teleósteo al ectoparásito.

Las bacterias probióticas pueden administrarse en los teleósteos en una cantidad terapéuticamente eficaz. Se apreciará que esta cantidad dependerá de la vía de administración utilizada.

Habitualmente, en el caso de que se utilice la administración mediante inmersión o baño, la densidad de las bacterias probióticas en el baño es de entre aproximadamente 104 y aproximadamente 1013 UFC/ml. La densidad al utilizar la administración mediante inmersión generalmente debe ser más alta que si se utiliza la administración mediante baño, debido al tiempo de exposición más corto al utilizar la administración mediante inmersión. Para la administración mediante inmersión, la densidad habitualmente es de entre aproximadamente 107 y aproximadamente 1013 UFC/ml, tal como de entre aproximadamente 107 y aproximadamente 1012 UFC/ml, tal como de entre aproximadamente 109 y aproximadamente 1012 UFC/ml. Al aplicar un baño durante un intervalo de tratamiento único corto, en el que dicho baño tenga una duración aproximada de entre 15 y 60 minutos, puede resultar adecuada una densidad de entre aproximadamente 105 y aproximadamente 107. Para la administración mediante baño, la densidad habitualmente es de entre aproximadamente 106 y aproximadamente 1011 UFC/ml. Los cultivos bacterianos preparados en fermentados pueden presentar una concentración aproximada de 1013 UFC/ml. Una dilución de dicho cultivo fermentado de entre aproximadamente 1:100 y 1:600 puede resultar adecuada para la aplicación mediante baño y una dilución aproximada de 1:20 para la aplicación mediante inmersión. La adición de bacterias probióticas a intervalos repetidos a concentraciones más bajas, bajando hasta el nivel natural en el agua marina, puede resultar beneficiosa para los teleósteos bañados. Una infusión continua de bacterias probióticas a niveles más bajos de densidad, bajando hasta una célula/ml de agua puede resultar beneficiosa para los teleósteos.

De manera similar, la incorporación de bacterias probióticas puede facilitarse mediante la inyección de las bacterias, tal como mediante la inyección de las mismas a través de la pared abdominal, exponiendo las membranas serosas de la cavidad peritoneal a las bacterias probióticas. La densidad de bacterias utilizada para dicha administración habitualmente es de entre aproximadamente 1x105 y aproximadamente 1x107 UFC/ml, tal como de aproximadamente 1x106 UFC/ml. Habitualmente se administra aproximadamente 0,1 ml por teleósteo, proporcionando una dosis de entre aproximadamente 1x104 y aproximadamente 1x106 UFC, tal como de aproximadamente 1x105 UFC.

Una manera adicional de administrar bacterias probióticas es mediante la intubación oral. Se considera que las células inmunitarias en la parte distal del intestino se encuentran en un número elevado y que son capaces de transportar bacterias a través de las paredes intestinales. La concentración de bacteria en la composición probiótica utilizada para dicha administración habitualmente es de entre aproximadamente 1x106 y aproximadamente 1x108 UFC/ml, tal como de aproximadamente 1x107 UFC/ml. Normalmente se administran entre aproximadamente 0,1 y 0,2 ml de la composición probiótica. De manera similar, se ha sometido a ensayo la intubación del teleósteo por la boca hasta el interior del estómago como modo eficaz de administrar bacterias probióticas.

La administración de bacterias probióticas en las huevas desovadas es una manera importante y eficaz de administrar bacterias probióticas. La incorporación de bacterias en las huevas y la adhesión a las cáscaras de las huevas son mecanismos que son importantes para la protección de las huevas y alevines tempranos. Los alevines con saco vitelino y los alevines de inicio de alimentación constituyen un grupo de peces que también puede protegerse muy eficazmente mediante la exposición a bacterias probióticas mediante baño o inmersión.

También resulta posible administrar las bacterias probióticas en forma liofilizada.

Administración de bacterias probióticas en instalaciones de acuicultura con recirculación de agua (RAS, por sus siglas en inglés).

La recirculación de agua en las instalaciones de piscifactoría (instalaciones RAS) se ha incrementado debido a diversas presiones. El consumo de agua de entrada en una piscifactoría puede reducirse a 5 % de una instalación de flujo continuo. Esto facilita la construcción de instalaciones más grandes y más eficaces que son independientes de las limitaciones de un gran suministro de agua. El bajo nivel de agua de entrada también reduce el riesgo de atraer enfermedades a través de las fuentes externas de agua. Por otro lado, existe un riesgo elevado de que “cepas propias” de bacterias se establezcan en la instalación RAS a través de la microflora de los filtros biológicos o a través de las películas biológica establecidas en los sistemas de tanques y tuberías.

Las instalaciones RAS permiten mantener una temperatura más alta en el agua del RAS, lo que incrementa la velocidad de crecimiento de los salmónidos.

Durante y después del proceso de esmoltificación, normalmente se utiliza agua marina en cierta medida a fin de incrementar la temperatura del agua o para incrementar el crecimiento de cara a la transferencia al mar. En el caso de que el nivel de agua marina pueda reducirse en el RAS, podría reducirse el riesgo de introducción de patógenos marinos en las instalaciones. Habitualmente, la captación de agua marina se realiza a profundidades que están por debajo de la zona de piojos marinos de los salmones en el ecosistema marino, tanto en las plantas RAS como en las plantas de flujo continuo con agua marina, en particular en el periodo postesmoltificación, a fin de reducir el tiempo de cría en los recintos de red abierta en el mar. Actualmente se están construyendo incluso sistemas RAS a escala completa para la cría de salmón del Atlántico desde el estadio de hueva hasta el sacrificio dentro de las instalaciones RAS.

Las microbiotas de las diversas instalaciones de RAS se han estudiado poco hasta ahora, pero uno de los resultados aparentemente es que las úlceras y putrefacciones de las aletas y la depresión del crecimiento pueden ser problemas sustanciales en algunas instalaciones, incluso hasta el punto de que todo el sistema debe pararse, desinfectarse y arrancarse nuevamente. La utilización directa de bacterias probióticas en los sistemas RAS puede ser un modo eficaz de garantizar e incrementar el crecimiento y reducir las enfermedades y la mortalidad. El filtro biológico es un organismo complejo con grupos dominantes de bacterias que degradan la materia orgánica de los peces procedente de heces y alimento no consumido. La unidad de sedimentación solo sedimentará las partículas más grandes. Además de la microbiota en el filtro biológico que degrada compuestos orgánicos y liga nutrientes, existe una microbiota específica relacionada con la salud y bienestar de los peces. Esta parte de la microbiota en el filtro biológico es solo una parte menor de la microbiota total en el filtro biológico y también en el agua de los tanques de peces. Algunas instalaciones RAS desinfectan el agua procedente del filtro biológico antes de que entre en los tanques de peces. Este podría ser un factor importante de control del riesgo de introducción de enfermedades infecciosas en las poblaciones de peces. Por otra parte, dicha desinfección también podría reducir el nivel de bacterias naturalmente probióticas en la planta.

Según el diseño de las diversas instalaciones RAS, con independencia de si utilizan agua dulce o agua marina, el nivel de bacterias probióticas normales en el agua de las instalaciones puede ser bajo o alto. Para poder garantizar un crecimiento establemente alto de peces sanos en los sistemas RAS, resultará óptimo añadir bacterias probióticas para agua dulce, salobre o salada. En el caso de que los peces se bañen con bacterias probióticas o se les suministren, desprenderán bacterias al agua y de esta manera inocularán el agua para la incorporación posteriormente por los peces cuando el agua vuelva a los tanques de peces. Esto significa que la utilización de bacterias probióticas directamente en los peces también tendrá un impacto sobre la unidad de filtro biológico y entonces beneficiará a los peces después del procesamiento microbiano del agua en el filtro biológico.

La aplicación de un cultivo probiótico puede llevarse a cabo en cualquier punto del ciclo de las instalaciones RAS, además de dirigirse directamente a los peces, es decir, en el agua del tanque de peces, en la unidad de filtro biológico, después de la unidad de filtro biológico y, en el caso de que se utilice una etapa de desinfección después del procesamiento del filtro biológico del agua, después de la desinfección, aunque antes de que el agua alcance los tanques de peces.

En resumen, pueden administrarse bacterias probióticas en un gran número de maneras diferentes dependiendo del diseño y gestión, incluyendo el estadio de producción de cada instalación.

En el caso de que deban utilizarse bacterias de más de una especie y/o cepa, las bacterias pueden cultivarse por separado (es decir, en cultivos axénicos) o en el mismo cultivo (es decir, en cultivos mixtos). En el caso de que se cultiven por separado, pueden mezclarse las bacterias de los diferentes cultivos antes de la adición al agua, o las bacterias de los diferentes cultivos pueden añadirse por separado. Las bacterias probióticas obtenidas de diferentes cultivos (independientemente de si son cultivos axénicos o mixtos) también pueden añadirse por separado, aunque al mismo volumen de agua, a fin de que los peces resulten expuestos a las diferentes bacterias de manera simultánea.

La administración se lleva a cabo preferentemente antes de la infección, aunque también es posible durante una infección actual.

La invención se describe en mayor detalle en los ejemplos siguientes, los cuales no son limitativos del alcance de la invención descrita en las reivindicaciones.

SECCIÓN EXPERIMENTAL

En todos los ejemplos a continuación, las bacteriasAliivibrio njordiseran de la cepaAliivibrio njordiscepa B1-25, 18-1/2013 mandib V11; las bacteriasAliivibrio balderiseran de la cepaAliivibrio balderisB1-24, 18-1/2013 kidn V12, y las bacteriasAliivibrio nannieera de la cepaAliivibrio nannieB8-24, 313/2013 kidn V13.

Ejemplo 1

Se demostró en un estudio de laboratorio la alteración de la piel y la potencial utilidad de la intervención del microbioma en la evitación de la infestación ectoparasitaria mediante la utilización de la aplicación probiótica como tratamiento de mejora de la piel.

Se expusieron dos grupos paralelos de salmón: SB1 y SB2, que consistían en 21 o 22 peces en cada grupo, a la solución probiótica mediante inmersión de los peces en una solución que comprendía bacterias probióticas (“Stembiont”) durante 60 segundos. La composición probiótica utilizada era una composición bacteriana que comprendía un cultivo mixto deAliivibrio balderisyAliivibrio njordiscultivados juntos (concentración total de aproximadamente 1,9x108 UFC por mol de los cuales aproximadamente 70 % eranA. njordisy aproximadamente 30 % eranA. balderis)cultivados en caldo de Luria-Bertani (LB, triptona Bacto al 1 %, extracto de levadura Bacto al 0,5 % y NaCl al 2,5 %). La composición probiótica se utilizó a una dilución 1/20, es decir, la densidad de bacterias en el baño probiótica era 1/20 de la densidad del cultivo madre. El cultivo se preparó mediante la mezcla de los dos cultivos de las dos especies bacterianas después de preparar cultivos axénicos en LB a partir de cultivos madre congelados, antes de la mezcla de los cultivos y previamente al escalado final de los volúmenes de cultivo. Los cultivos también pueden cultivarse por separado y mezclarse en el momento de la utilización. Los cultivos bacterianos probióticos se utilizaron directamente, sin eliminar el medio de caldo.

La inmersión en solución probiótica tuvo lugar 12 días antes del reto con copepoditos del géneroLepeophtheirus salmonis(30 copepoditos/pez durante 30 minutos con oxigenación). De manera similar, se establecieron dos grupos de control: Ctrl-1 y Ctrl-2, no expuestos a la composición probiótica, y se retaron con piojos marinos concurrentemente a los peces expuestos.

Se llevó a cabo un recuento de los piojos en los cuatro grupos 28 días después del reto con piojos marinos. Tal como puede observarse en la figura 1, los resultados muestran una reducción significativa de los piojos adheridos y una falta de alimentación por los piojos adheridos en los dos grupos de aplicación de probiótico (SB-1 y SB-2) en comparación con los dos grupos de control, no expuestos (Ctrl-1 y Ctrl-2).

Ejemplo 2

Se sumergieron salmones (peso medio: 150 g) durante 35 min en una solución que comprendía una composición probiótica que comprendíaAliivibrio balderisyAliivibrio njordiscultivados juntos (“Stembiont”, se utilizaron 1,23x1010 UFC/ml de composición a una dilución 1/20 en el baño de los peces) junto con un baño con anestésico, el 19 de febrero de 2019, 159 días (5,5 meses) antes de la introducción de piojos marinos del géneroLepeophtheirus salmoniscomo reto.A. njordisconstituía aproximadamente 70 % yA. balderis,30 %, de las bacterias en la composición probiótica.

Dos grupos de peces tratados con la composición probiótica se marcaron magnéticamente con etiquetas RFID de 12 mm, itag 162 bajo anestesia Benzoak Vet. Las marcas magnéticas estaban aprobadas según normas ISO 11784 y 11785 y probadas según la norma IEC 8-2-6/29. Las marcas magnéticas se utilizaron siguiendo las recomendaciones del proveedor (BTS-ID) y se inyectaron con una aguja N125. El tamaño de los peces era >45 g y >15 cm. En una parte del estudio, los salmones con marca magnética y sumergidos con bacterias probióticas cohabitaban en el mismo tanque con grupos de control no expuestos a la composición probiótica. El experimento se llevó a cabo en tanques por duplicado con 10 peces tratados 7 no tratados en el Tanque 1, y 9 tratados 7 no tratados en el Tanque 2 (ver la Tabla 1 y la figura 2). Esta parte del estudio comparó la eficacia del tratamiento en condiciones de cohabitación con tratamientos de ectoparásitos para la inmunidad pasiva y la vacunación.

En la segunda parte del estudio, los peces tratados y no tratados se mantuvieron en tanques individuales: dos tanques con peces tratados y tres tanques con peces no tratados (de control) (ver la Tabla 2 y la figura 3).

Se retaron los peces (peso medio: 150 g) con 30 piojos copepoditos/pez en todos los tanques durante 30 minutos con oxigenación, el 24 de julio de 2019, y se evaluaron para recuento de piojos el 27 de agosto de 2019, es decir, 34 días después de la introducción de los piojos.

La Tabla 1 muestra los recuentos de piojos por tanque de cohabitantes y por grupo, y el porcentaje relativo de protección (PRP) 5,5 meses después de la exposición a la composición probiótica.

Tabla 1

* PRP es el “porcentaje relativo de protección”, calculado como 1 menos el recuento medio de piojos, dividido por el recuento medio de piojos en el grupo de control de referencia, x100 (en porcentaje).

La Tabla 2 muestra los recuentos de piojos en grupos tratados y no tratados (no cohabitantes) y el porcentaje relativo de protección (PRP) 5,5 meses después de la exposición a la composición probiótica.

Tabla 2

Los resultados demuestran un efecto marcado del baño de los salmones en bacterias probióticas sobre la capacidad de los piojos marinos copepoditos de adherirse a la piel del salmón. La cohabitación de peces que habían sido expuestos a bacterias probióticas con peces que no habían sido expuestos conduce a la transferencia de la protección de los peces bañados a los peces no expuestos a las bacterias probióticas en un nivel próximo o superior a 50 % de la protección originalmente desarrollada en el salmón expuesto primariamente tras la exposición primaria a las bacterias probióticas. Esta transferencia de protección ocurre un tiempo suficientemente largo después de la exposición de los peces bañados en las bacterias probióticas para que la transferencia de protección no pueda explicarse por bacterias residuales sobre la superficie de los peces bañados en probiótico. La protección de los peces cohabitantes debe proceder de las bacterias probióticas o componentes de estas bacterias probióticas excretados secundariamente por los peces expuestos primariamente, o por factores del huésped excretados por los peces que habían sido expuestos primariamente. La protección mejorada frente a ectoparásitos en el Ejemplo 2 resultó ser efectiva y confirma los resultados en el Ejemplo 1.

Ejemplo 3

Se marcaron magnéticamente salmones de 34 g (ver el Ejemplo 2) y se introdujeron en tanques de 180 litros el 11 de enero de 2019. Se utilizó como potenciador preventivo una composición probiótica que comprendíaAllivibrio balderisyAliivibrio njordis(composición 1 en la Tabla 3, posteriormente) oAliivibrio balderis, Aliivibrio njordisyAliivibrio nannie(composición 2 en la Tabla 3, posteriormente), tal como posteriormente, en la Tabla 3, en tanques individuales de 180 l. Los grupos se utilizaron como parte de una población más grande (de la misma manera que en los Ejemplos 1 y 2).

Para el presente ejemplo, se cocultivaronAliivibrio balderisyAliivibrio njordis,resultando en que la composición 1 presentaba aproximadamente 30 % deA. balderisy aproximadamente 70 % deA. njordis,mientras que se cultivóAliivibrio nanniepor separado. Para producir la composición 2, se añadió el cultivo deA. nanniea la composición 1, resultando en una proporción de aproximadamente 20 % deA. balderisy 47 % deA. njordis,y aproximadamente 33 % deA. nannie.

La composición 1 presentaba un recuento bacteriano total de aproximadamente 7,2x108 UFC/ml, mientras que la composición 2 presentaba un recuento bacteriano total de aproximadamente 8,8x108 UFC/ml. Se utilizó una dilución de 1/20 veces de las composiciones 1 y 2, respectivamente, para el baño de los peces. Los peces se bañaron en la composición probiótica durante 35 min.

Con el fin de comparar el efecto de la potenciación microbiana con el de reducción microbiana mediante la utilización de un compuesto antimicrobiano, se administró Halamid (cloramina-T) en los peces en el grupo de reducción microbiana a partir del 17 de junio de 2019 cada semana durante cuatro semanas en agua dulce. Todos los grupos fueron introducidos en AS (agua salada) el 10 de julio de 2019 y en agua marina el 17 de julio de 2019.

El reto de piojos:

24 de julio de 2019: se añadieron 15 piojos de la especieLepeophtheirus salmonispor cada pez.

15 de agosto de 2019: tras 22 días se comprobó y confirmó la unión de los piojos.

27 de agosto de 2019: se contaron los piojos 34 días después del reto.

El estudio incluía cinco grupos de tratamiento diferentes por duplicado, es decir, un total de 10 tanques, tal como puede observarse en la Tabla 3, a continuación. Para el grupo de tratamiento antipiojos, se trasladaron 15 peces de cada tanque a un tanque de retención separado y se añadieron 15 piojos por pez (número calculado según tamaño).

Tabla 3: resultados el 27 de agosto de 2019.

Conclusión:

• En general, el número de piojos adheridos era muy bajo.

• Se observó una diferencia en la estructura de la piel de los peces tratados con las composiciones 1 y 2 en comparación con la estructura de la piel de los peces no tratados.

• Los piojos normalmente se unen a la aleta dorsal y zonas posteriores, pero en los grupos potenciados con probiótico se unían principalmente a la cabeza.

• Se observaron algunos piojos de color más claro y que aparentemente resultaban más fáciles de desprender en los grupos potenciados con probiótico.

El 17 de septiembre de 2019 se comprobaron los peces para cadenas de huevas de piojos

T ras examinar 52 del número total de 150 peces solo se habían encontrado dos piojos, ambos en el estadio chalamus. Lo anterior indica que los piojos no se habían desarrollado hasta el estadio de adulto maduro, en el que se producen las cadenas de huevas. Por el contrario, los piojos se habían desprendido al entrar en el estadio de adulto móvil (aunque alcanzasen el estadio de adulto).

Ejemplo 4

En el presente ejemplo, se estudió el número de células caliciformes en salmones con y sin tratamiento con una composición probiótica.

Se potenciaron estadios juveniles de salmón del Atlántico con una composición bacteriana probiótica que comprendíaA. balderisyA. njordisen relación con una acción de vacunación periódica 8 semanas antes de transferir los juveniles a agua marina (marzo de 2018). La densidad bacteriana en la composición era de 1x10 log7 UFC/ml en el cultivo probiótico mixto antes de la dilución y de 1x10 log6 UFC/ml en el agua de aplicación después de la dilución. Se cultivaron las bacterias probióticas juntas y la proporción deA. balderisaA. njordisen el cultivo resultante era de aproximadamente 70 % y 30 %, respetivamente. Se añadió la composición probiótica al baño de anestésico (30 mg de Benzoak Vet por litro) en una dilución 1:20 y los juveniles preesmoltificación permanecieron en el baño durante 30 a 40 segundos antes de ser transferidos automáticamente al robot de vacunación.

Los juveniles preesmoltificación vacunados fueron criados durante 8 semanas antes de transferirlos a agua marina. El personal experto en la planta de esmoltificación comentó que habían pasado muchos años desde la última vez que habían observado una capa de moco tan grande en los juveniles durante las operaciones de manipulación. Estas observaciones llevaron a la realización de ensayos adicionales de prevención de los piojos marinos a partir de la potenciación con probiótica.

A3 es un grupo de peces triploides tratados con la composición probiótica y A2 es un grupo de peces diploides no tratados con la composición probiótica. Los grupos A3 y A2 se capturaron en Ranfjord (Noruega). Los grupos B1 no tratados y B1 tratados eran de peces similares obtenidos de Grytágá (Noruega). Se contó el número de células caliciformes (células mucosas) en muestras de piel de la cabeza y el cuerpo de siete peces de cada lote. Para cada pez se muestrearon zonas de entre 0,2 y 0,3 mm2 de la epidermis (la capa más externa de la piel): una de la cabeza y dos de diferentes partes del cuerpo. Los especímenes se colorearon con ácido periódico de Schiff (PAS, por sus siglas en inglés) para diferenciar claramente las células caliciformes en las imágenes. Las imágenes digitales fueron analizadas por un investigador experto. Todos los datos pasaron la prueba de normalidad de D'Agostino y Pearson, la prueba de normalidad de Shapiro-Wilk, la prueba de Brown-Forsythe y la prueba de Bartlett. La prueba de comparaciones múltiples de Tukey mostró que había una diferencia significativa (P<0,0008) entre el grupo A3 y el grupo A2.

La figura 4 muestra el número de células caliciformes por mm cuadrado en el salmón, analizado en el programa GraphPad Prism v 7.03. El número medio de células caliciformes por mm2 ± SD era: A3, tratados: 914,7 ± 203,7; A2, no tratados: 1262 ± 186,8; B1, no tratados: 1004 ± 257; B1, tratados: 861,9 ± 180,5.

Los peces no tratados presentaban más células caliciformes, aunque más pequeñas. En los peces tratados, había menos células, pero eran de mayor tamaño y con más moco. Sin respaldo teórico, el efecto de lo anterior podría ser que los peces respondiesen con un flujo incrementado de moco frente a una irritación por ectoparásitos que intentasen adherirse a la piel o superficie del pez. Se observó repetidamente que, al exponer los peces, incluyendo diferentes especies de salmón del Atlántico y lumpo, al baño probiótico, se encontraban marcadamente más tranquilos/menos ansiosos que los peces en tanques paralelos de peces no expuestos. Este efecto aparentemente se prolongó durante un tiempo largo después de la potenciación probiótica y podría explicar que los peces no descargasen sus células caliciformes del contenido de moco de la manera que lo hacen cuando están estresados o en pánico. A modo de comparación interesante, se observa habitualmente que al retar artificialmente poblaciones de salmón del Atlántico con bacterias patogénicas comoMoritella viscosa,entran en pánico y, en segundos, intentan escapar de la adición del cultivo bacteriano después de cargar el agua con el cultivo bacteriano. Esta observación es completamente contraria al comportamiento de los peces al exponerlos a estas bacterias probióticas.

Dichas observaciones podrían indicar y apoyar la teoría de que los niveles reducidos de estrés son principalmente un motivo importante para que una reserva más grande de moco reaccione localmente sobre la piel contra los piojos marinos atacantes, resultando en niveles reducidos de piojos marinos en los peces expuestos a dichas bacterias probióticas.

Ejemplo 5

Se diseñó un estudio para evaluar la eficaciain vivode sustancias de prueba microbianas contra piojos marinos(Caligus rogercresseyi) en estadios chalimus y estadios adultos/móviles sobre los juveniles post-esmoltificación de salmón del Atlántico en agua marina del Pacífico. Se estimó la eficacia contra un grupo de control manipulado simuladamente (grupo de control negativo). El estudio comprendía dos grupos de tratamiento y un grupo de control.

En el estudio se estudiaron salmones del Atlántico(Salmo salar),estadios post-esmoltificación de la cepa “Stofnfiskur” originados en Islandia. Todos los peces participantes en el estudio eran no vacunados y el estado infeccioso de los peces y/o el origen de las huevas se documentó que era negativo para los patógenos siguientes:P. salmonis, Renibacterium salmoninarum, Flavobacterium psychrophilum, Piscine orthoreovirus(PRV), virus de la anemia infecciosa de salmónidos (ISAv, por sus siglas en inglés) y virus de la necrosis pancreática infecciosa (IPNv, por sus siglas en inglés) en el laboratorio del Cargill Innovation Center (CIC), Colaco, Chile, antes de entrar en el estudio.

Ninguno de los peces en el estudio había sido tratado con antibióticos y se consideró que estaban clínicamente sanos, es decir, no presentaban ninguna afección que causasen un impedimento a su movilidad o alimentación, es decir, los peces tenían las aletas en buen estado y un buen estado corporal. Cualquier pez sexualmente maduro lesionado o deformado y aquellos peces aparentemente no totalmente esmoltificados fueron excluidos del estudio en el momento de la llegada o durante la distribución en tanques de estudio.

Los peces fueron transportados del criadero del Cargill Innovation Center (CIC) a la Sala de retos de VESO Chile y fueron aclimatados durante como mínimo 5 días en agua marina de acuerdo con C-2023. Se cuidaron y siguieron los peces y tanques diariamente de acuerdo con C-2002 y C-2004. Los peces fueron alimentados mediante alimentadores automáticos (1-2 % de biomasa cada día) utilizando el alimento proporcionado por el CIC. La salinidad era de 29 a 35 %<o>(agua marina). Los peces incluidos en el ensayo se evaluaron para los valores de ATPasa Na+/K+ de las branquias en un laboratorio externo para confirmar el estado de esmoltificación. Se consideró que los peces habían esmoltificado de acuerdo con los valores de ATPasa registrados en el lote de peces ST1903. Se registraron automáticamente parámetros ambientales tales como la temperatura y la saturación de oxígeno dentro de cada tanque, la salinidad y el pH en el tanque colector. Se atendió inmediatamente a cualquier comportamiento anormal o inesperado, pérdida de apetito o cualquier incremento inesperado de la mortalidad.

Se dividieron 240 peces con un peso de 112,1 ± 10,1 g en tres tanques con 80 peces en cada tanque. Se criaron los peces y se trataron bajo las condiciones mostradas en la Tabla 4.

Tabla 4: asignación de peces durante la aclimatación y periodo de inoculación/inmunización, y parámetros ambientales.

Los tanques presentaban una saturación de oxígeno disuelto >84 % dentro de los tanques, con una 1,0-1,2 renovaciones/h de agua del tanque durante la aclimatación y reto con piojos marinos. Los tanques se limpiaron una vez al día y se enjuagaron solo en caso necesario. El fotoperiodo era de 24 h de luz diurna y 0 h de oscuridad.

Baño de tratamiento.

Las sustancias de ensayo y de control (Stembiont 1, Stembiont 2) se administraron en una forma lista para utilizar. Se permite el almacenamiento y transporte bajo condiciones refrigeradas durante un máximo de 4 semanas para el uso comercial del Stembiont, y se utilizaron los lotes siguientes dentro de ese límite de tiempo. La composición bacteriana Stembiont 1 comprendía un cultivo mixto deAliivibrio balderisyAliivibrio njordiscultivados juntos en LB con 2,5 % de sal (densidad total de aproximadamente 4x109 UFC por ml, de los que aproximadamente 60 % eranA. njordisy aproximadamente 40 % eraA. balderis).Stembiont 2 era una composición bacteriana que comprendía un cultivo mixto deAliivibrio balderisyAliivibrio njordiscultivados juntos igual que Stembiont 1, anteriormente, aunque mezclados conAliivibrio nannie,que se cultivó por separado bajo las mismas condiciones queA. njordisyA. balderis.La composición Stembiont 2 final presentaba una densidad final de aproximadamente 5,2x109 UFC por ml, de los cuales aproximadamente 40 % eranA. njordis,aproximadamente 27 % eranA. balderisy aproximadamente 33 % eranA. nannie. Las sustancias de ensayo se mantuvieron refrigeradas antes del uso y se sacaron de la refrigeración y aclimataron a la temperatura del agua de cría (12 °C) antes del uso.

Antes del baño de potenciación, los peces se sometieron a ayuno durante 24 horas y se pescaron con red y transfirieron al baño de tratamiento con una dosis baja de anestésico benzocaína de acuerdo con C-1012. Durante el tratamiento, los peces se sumergieron en un cubo que contenía agua marina limpia y los compuestos de ensayo añadidos (Grupo 1: Stembiont 1; Grupo 2: Stembiont 2) en lotes de 20 peces por red. La proporción de producto de ensayo en el cubo era de 1 parte de Stembiont por cada 19 partes de agua marina en el agua marina de cría. El baño duró 90 segundos, seguido de la distribución de los peces en sus tanques de estudio correspondientes. El grupo de control/tratamiento simulado se manipuló de manera similar con agua marina limpia. El día de baños con Stembiont se define como el día de estudio 0.

Reto de piojos.

Los peces de estudio se retaron en una ocasión con piojos marinos copepoditos 35 días después del baño de Stembiont y tratamientos de baño simulado.

Los peces fueron sometidos a ayuno durante 24 horas antes del reto. Los peces se retaron de acuerdo con el procedimiento estándar VESO (C-1056) en el tanque o tanques de reto a temperatura controlada (11,7 °C) en agua marina (32 %<o>) con copepoditos deC. rogercresseyiadministrados por Sea Lice Lab en el Cargill Innovation Center (CIC). El día del reto, se detuvo el flujo de agua y se bajó el nivel del agua hasta alcanzar una densidad de peces de entre 60 y 80 kg/m3; se apagaron las luces del tanque y se cubrió la ventana del tanque. Los peces fueron retados mediante la adición en la superficie de copepoditos deC. rogercresseyial tanque en una proporción de 35 copepoditos por pez. Para el reto de piojos marinos, se registró la carga de piojos marinos 13 días después de la infección (dpi) y 27 dpi, particularmente los estadios chalimus y adultos/móviles, respectivamente. El reto de piojos marinos tuvo éxito, ya que el número medio de piojos por pez, considerando todos los peces del estudio en 13 dpi, fue de 23,1 ± 6,7 piojos/pez y el éxito de la infestación fue de 66 %.

Se mantuvo la densidad de peces/nivel del agua de acuerdo con C-1056. Durante este periodo, se mantuvieron apagadas las luces en los tanques, en los que el sistema de oxigenación mantuvo unos niveles objetivo de saturación de por lo menos 70 % durante todo el reto. Tras 2 horas, se elevó el nivel de lagua a aproximadamente 0,3 m3 y seguidamente de 0,5 m3. Tras 5 horas, se reestableció la renovación del agua y se mantuvo en 0,8 tanques/h durante 18 h.

Recuento de piojos en estadios chalimus y adultos/móviles.

Los peces fueron anestesiados con Isoeugenol al 50 % para el recuento de piojos de acuerdo con C-1012; en los muestreos, los peces fueron eutanizados con benzocaína de acuerdo con C-1059. Se contaron los piojos sueltos en el cubo de muestreo y se asignaron/distribuyeron a los peces y grupo de peces muestreados. Para el recuento de estadios sésiles, es decir, de los estadios chalimus, se muestrearon 20 peces, se registraron los piojos y se eliminaron; de esta manera, quedaron 60 peces para el recuento final en el estadio adulto en cada tanque de estudio. Se realizó un recuento del número de piojos en estadio chalimus y adulto/móvil los días 13 y 27, respectivamente, después del reto. Ningún pez durante la aclimatación, inoculación y reto sufrió daños graves que resultasen de la manipulación o el reto de piojos. Ningún pez murió ni sufrió lesiones graves, ni daño en ojos y/o piel resultante de la infestación por piojos durante el reto.

Resultados.

Se llevó a cabo el recuento de piojos en 13 dpi (S1) y en los piojos en estadio adulto/móvil se llevó a cabo en 27 dpi (S2). Los resultados se muestran en las figuras 5 y 6, Tablas 5 y 6.

Tabla 5: registros de piojos en 13 dpi (S1)

Tabla 6: registro de piojos en 27 dpi (S2)*

*los piojos sueltos en el cubo con anestésico se asignaron a los peces muestreados (p. ej., a 5 peces).

La eficacia relativa y absoluta de los tratamientos de baño con Stembiont en los estadios chalimus (S1, 13 dpi) y adulto (S2, 27 dpi) se muestran en la Tabla 7.

Tabla 7: eficacia relativa y absoluta del tratamiento de Stembiont en 13 dpi (S1) y 27 dpi (S2).

3) Se estimó la eficacia relativa como (1-(n.° medio de piojos en el grupo tratado en cada punto de muestreo / n.° medio de piojos en el grupo de control en cada punto de muestreo)) x 100.

4) Se estimó la eficacia absoluta como (1-(n.° medio de piojos en el grupo tratado en S2 / n.° medio de piojos en el grupo tratado en S1)) x 100.

El Ejemplo 5 muestra que el tratamiento probiótico resulta eficaz para otro ectoparásito, en diferente agua marina que el reto y el ambiente en los otros cuatro ejemplos.

Ejemplo 6

Se llevó a cabo un estudio para realizar un seguimiento del efecto de las bacterias probióticas directamente sobre los piojos mediante la exposición de los piojos marinos copepoditos(Lepeoptheirus salmonis)y seguimiento del comportamiento y mortalidad de los piojos marinos.

Las tres bacterias probióticasA. njordis, A. balderisyA. nanniese añadieron a recipientes de vidrio con 10 copepoditos a una temperatura de 12 °C. Se expusieron los copepoditos a las bacterias durante 24 horas antes de la lectura de los resultados. Los experimentos se establecieron con tres recipientes de vidrio sin un suministro adicional de aire en el agua y con un suministro de aire en el agua. Ningún piojo murió tras la exposición a las bacterias probióticas.

Como controles del experimento, se expusieron copepoditos de piojos marinos a bacterias patogénicas conocidas de los peces de la misma manera. Las bacterias utilizadas fueronAliivibrio salmonicida, Aliivibrio wodanis, Moritella viscosa, Aliivibrio friggiaeyAliivibrio heliae. A. friggiaeyA. heliaeeliminaron todos los copepoditos, mientrasque A. salmonicidayM. viscosaeliminaron 50 % de los copepoditos.A. wodanisno eliminó ninguno de los copepoditos.

Debe entenderse que, aunque la invención se ha descrito junto con la descripción detallada de la misma, la descripción anteriormente proporcionada está destinada a ilustrar y no a limitar el alcance de la invención, que está definido por el alcance según las reivindicaciones adjuntas. Otros aspectos, ventajas y modificaciones se encuentran comprendidas dentro del alcance según las reivindicaciones siguientes.

A menos que se indique expresamente lo contrario, cada una de las características preferentes descritas en la presente memoria puede utilizarse en combinación con todas y cada una de las demás características preferentes indicadas en la presente memoria.

REFERENCIAS WO 2019/135009.

Claims (14)

1. REIVINDICACIONES

   i.Composición probiótica que comprende bacterias probióticas de la especieAliivibrio njordisy/oAliivibrio balderis,y opcionalmenteAliivibrio nannie,para la utilización en el tratamiento y/o la prevención de una infestación ectoparasitaria y/o infección parasitaria de las branquias en un teleósteo.
2. 2. Composición probiótica para la utilización según la reivindicación 1, en la que dicha composición probiótica comprende, además, bacterias probióticas de la especiePsychrobacter piscimesodermis, Psychrobacter piscimesenchymalis, Psychrobacter piscisubcutanea, Pseudomonas salmosubcutaneae, Pseudomonas salmosubpectoralisy/oPseudomonas salmointermuscularis.
3. 3. Composición probiótica para la utilización según la reivindicación 1 o 2, en la que dicha composición probiótica se administra en dicho teleósteo antes, durante o después de la administración de una o más composiciones probióticas adicionales que comprenden una o más bacterias probióticas según se definen en la reivindicación 2.
4. 4. Composición probiótica para la utilización según cualquiera de las reivindicaciones 1 a 3, en la que dicha composición probiótica comprende bacterias probióticas de dos o más cepas diferentes de la misma especie bacteriana.
5. 5. Composición probiótica para la utilización según cualquiera de las reivindicaciones anteriores, en la que dicho teleósteo es un teleósteo marino.
6. 6. Composición probiótica para la utilización según cualquiera de las reivindicaciones 1 a 4, en la que dicho teleósteo es un teleósteo de aguas dulces.
7. 7. Composición probiótica para la utilización según cualquiera de las reivindicaciones anteriores, en la que dicho teleósteo es de la familiaSalmonidae,tal como el salmón, la trucha y el salvelino.
8. 8. Composición probiótica para la utilización según la reivindicación 7, en la que dicho teleósteo de la familiaSalmonidaees salmón del Atlántico(Salmo salar),trucha marrón (trucha común:Salmo trutta),trucha alpina(Salvelinus alpinus)y/o cualquier especie de salmón del Pacífico, tal como salmón coho (salmón plateado)(Oncorhynchus kisutch),salmón chinook (salmón real)(Oncorhynchus tshawytscha),salmón rosado (salmón Humpy)(Oncorhynchus gorbuscha),salmón keta (salmón Chum)(Oncorhynchus keta),salmón rojo(Oncorhynchus nerka),salmón cutthroat(Oncorhynchus clarki clarki)y salmón steelhead (salmón arcoíris)(Oncorhynchus mykiss).
9. 9. Composición probiótica para la utilización según cualquiera de las reivindicaciones 1 a 6, en la que dicho teleósteo es bacalao del Atlántico, peces limpiadores, tales como lumpo y lábridos, o peces de aguas dulces, tales como carpas y percas.
10. 10. Composición probiótica para la utilización según cualquiera de las reivindicaciones anteriores, en la que la infestación ectoparasitaria está causada por un piojo marino, tal como piojos marinos del géneroLepeophtheirus,tal comoL. salmonis,y/oCaligus,tal comoC. rogercresseyiy/oC. elongatus.
11. 11. Composición probiótica para la utilización según cualquiera de las reivindicaciones 1 a 9, en la que dicha infestación ectoparasitaria está causada por una ameba, tal como una ameba del géneroNeoparamaoeba,tal comoNeoparamoeba perurans,un ectoparásito del géneroGyrodactylus,tal comoGyrodactylus salaris,un ectoparásito del géneroCryptocaryon,tal comoCryptocaryon irritans,un ectoparásito del géneroLernaeocera,tal comoLernaeocera branchialis,un ectoparásito del géneroPseudorhabdosynochus,y/o un ectoparásito del géneroAmyloodinium.
12. 12. Composición probiótica para la utilización según cualquiera de las reivindicaciones anteriores, en la que dicha composición probiótica se administra en combinación con un agente de tratamiento químico de las infecciones parasitarias, tal como un organofosfato, un carbamato, un piretroide, una piretrina, un agente sinérgico, un compuesto químico regulador del crecimiento de insectos y/o una avermectina.
13. 13. Composición probiótica para la utilización según cualquiera de las reivindicaciones anteriores, en la que dicha composición probiótica se administra mediante la administración en un baño o inmersión en agua salada, dulce o salobre, mediante administración oral, o inyección, tal como la administración en baño durante un periodo de tiempo de entre 1 segundo y 5 horas, tal como de entre 1 segundo y 2 horas, tal como de entre 1 segundo y 1 hora, tal como de entre 30 segundos y 1 hora, o de entre 1 minuto y 30 minutos.
14. 14.Composición probiótica para la utilización según cualquiera de las reivindicaciones anteriores, en la que dicha composición probiótica se administra por lo menos 10 días, tal como por lo menos 15 días, 20 días, 25 días, 30 días o 40 días antes de la exposición del teleósteo al ectoparásito y/o parásito de las branquias.