WO1998038317A1 - Faktor x-analoge mit modifizierter proteasespaltstelle - Google Patents

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WO1998038317A1
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Uwe Schlokat
Friedrich Dorner
Andreas Fisch
Johann Eibl
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Baxter AG
Immuno AG
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Definitions

  • the invention relates to factor X analogs with a modification in the area of the activation peptide, a preparation containing the factor X analogs according to the invention and a method for producing single-chain and two-chain factor X analogs.
  • the coagulation cascade After initiating the blood coagulation process, the coagulation cascade proceeds through the sequential activation of various proenzymes (zymogens) in the blood into their active forms, the serine proteases. These include Factor Xll / XIIa, factor Xl / XIa, factor IX / IXa, factor X / Xa, factor VH / VIIa and prothrombin / thrombin. Most of these enzymes are only active in the physiological state if they are associated in a complex on a membrane surface. Ca ions are involved in many of these processes.
  • proenzymes enzymes
  • Blood clotting follows either the intrinsic route, in which all protein components are present in the blood, or the extrinsic route, in which the cell membrane tissue factor plays a critical role.
  • the wound is finally closed by the cleavage of fibrinogen to fibrin by thrombin.
  • the prothrombinase complex is responsible for the activation of prothrombin to thrombin.
  • Thrombin is an important enzyme that can act as both a procoagulant and an anticoagulant.
  • the prothrombinase complex on which Factor Va (as a cofactor) and factor Xa (as a serine protease) are involved, assembled in a Ca-dependent association on the surface of phospholipids. It is discussed that the catalytic component of the prothrombinase complex is factor Xa.
  • Factor X (Stuart / Prower factor) is a vitamin K-dependent coagulation glycoprotein that can be activated by the intrinsic and extrinsic blood coagulation cascade.
  • the primary translation product of factor X (pre-pro-FX) has 488 amino acids and is first synthesized by the liver or human hepatoma cells as a single-chain 75 kD precursor protein.
  • Factor X is largely present in plasma as a two-chain molecule
  • the single-chain factor X molecule is processed and the tripeptide Argl80-Lysl81-Arg- 182 split into the two-chain form, consisting of the approximately 22 kD light chain and the approximately 50 kD heavy chain, which are connected to one another via a disulfide bridge (FIG. 1).
  • Factor X therefore circulates in plasma as a two-chain molecule.
  • factor X is converted from inactive zymogen to active protease factor Xa by limited proteolysis, whereby factor X to factor Xa can be activated in one of two membrane-bound complexes: the extrinsic factor VIIa / tissue factor complex or the intrin - sische factor VIIIa-factor IXa-phospholipid-Ca complex or "tenase complex" (Mertens et al., 1980, Biochem. J. 185: 647-658).
  • the catalytic center of factor Xa is located on the heavy chain.
  • factor VIIa-TF (extrinsic) complex leads to the formation of factor Xa ⁇ (35 kD) and factor Xass (31 kD), a polypeptide of 42 (kD) also occurring at low concentrations of factor VIIa in the complex.
  • Factor Xa ⁇ is formed by cleavage at Arg234 / Ile 235 of the heavy chain and represents the activation of factor X to factor Xa.
  • the appearance of factor Xass presumably results from an autocatalytic cleavage at Arg469 / Gly470 in the C-terminus of the heavy chain of factor Xa ⁇ and the cleavage of a 4.5 kD peptide.
  • Factor Xass like factor Xa ⁇ , has catalytic activity. However, it has been shown that the cleavage of factor Xa ⁇ to factor Xass results in a plasminogen binding site and factor Xass possibly fibrinolytic activ tat or is involved in fibrinolysis as a cofactor. However, the conversion of factor Xa ⁇ to factor Xass is slower than the formation of thrombin, which prevents initiation of fibrinolysis before the formation of a blood clot (Pryzdial et al., 1996, J. Biol. Chem. 271: 16614-16620; Pryzdial et al., 1996, J. Biol. Chem. 271: 16621-16626).
  • the 42 kD polypeptide results from processing in the C-terminus of the heavy chain between Arg469 / Gly470 without prior processing between Arg234 / Ile 235.
  • This intermediate like a factor Xa ⁇ fragment that is produced by proteolysis in Lys370, has no catalytic activity (Mertens et al., 1980, Biochem. J. 185: 647-658; Pryzdial et al., 1996, J. Biol. Chem. 271: 16614-16620).
  • factor X The activation of factor X in the intrinsic way is catalyzed by the factor IXa-factor VIIIa complex.
  • factor Xass product is obtained to a greater extent than other factor X processing products (Jesty et al., 1974, J. Biol. Chem. 249: 5614).
  • factor X can be determined, for example, by Russell's Viper Venom (RW) or trypsin (Bajaj et al., 1973, J.Biol. Chem. 248: 7729-7741) or purified physiological activators such as FVIIa / TF complex or factor IXa / factor VIIIa complex can be activated (Mertens et al., 1980, Biochem. J. 185: 647-658).
  • RW Russell's Viper Venom
  • trypsin Bojaj et al., 1973, J.Biol. Chem. 248: 7729-7741
  • purified physiological activators such as FVIIa / TF complex or factor IXa / factor VIIIa complex can be activated (Mertens et al., 1980, Biochem. J. 185: 647-658).
  • factor X products from plasma usually contain a mixture of factor Xa ⁇ and factor Xass, since after activation of factor X to factor Xa primarily factor Xa ⁇ arises, which in turn is split into factor Xass in an autocatalytic process.
  • factor Xa ⁇ primarily factor Xa ⁇ arises, which in turn is split into factor Xass in an autocatalytic process.
  • Both the by-products, for example factor Xa ⁇ , and the protease were then removed by several chromatographic steps.
  • the cDNA for factor X was isolated and characterized (Leytus et al., 1984, Proc. Natl. Acad. Sei., USA, 82: 3699-3702; Fung et al., 1985, Proc. Natl. Acad. Sei., USA, 82: 3591-3595).
  • Human factor X was expressed in vitro in various cell types, such as human embryonic kidney cells or CHO cells (Rudolph et al., 1997, Prot.Expr.Purif. 10: 373-378; Wolf et al., 1991, J. Biol. Chem. 266: 13726-13730).
  • Recombinant factor X was activated by RW in vitro to rFactor Xa (rFXa) or rFXa was directly expressed, the activation peptide from amino acid 183 to amino acid 234 being deleted and replaced by a tripeptide for immediate processing into a two-chain rFXa form to enable.
  • rFX Purified rFX was processed approximately 70% in light and heavy chain, while the remaining 30% were single chain rFX with 75 kD. Direct expression of rFXa led to the formation of active factor Xa, but also to inactive intermediates. Wolf et al. (1991, J. Biol. Chem. 266: 13726-13730) furthermore found a reduced activity of recombinant factor X, which they attributed to the poorer activatability of the rFX by RW and to the inactive population of proteins and polypeptides of the single-chain precursor molecule. In particular, they found high instability of rFXa when expressed by recombinant cells, which they attributed to the high rate of autoproteolysis.
  • Factor Xa is an important component of the prothrombinase complex and could therefore be used to treat patients with blood clotting disorders, for example in the case of hemophilia become .
  • FEIBA for example, contains comparable units of factor II, factor VII, factor IX, factor X and FEIBA, small amounts of factor VIII and factor V, as well as traces of activated coagulation factors, such as thrombin and factor Xa, or a factor with factor X-like activity (Elsinger, 1982, Activated Prothrombin Complex Concentrates. Ed. Mariani, Russo, Mandelli, p.77-87). Elsinger particularly points out the importance of a "factor Xa-like" activity in FEIBA. Factor VIII bypass activity was described by Giles et al. (1988, British J. Haematology 9: 491-497) for a combination of purified factor Xa and phospholipids in the animal model.
  • factor Xa The half-life of factor Xa is greatly reduced compared to the zymogen both in vivo and in vitro.
  • factor X can be kept stable in glycerol for 18 months, while factor Xa is only stable for 5 months under the same conditions (Bajaj et al., 1973, J. Biol. Chem. 248: 7729-2241) or in glycerin at 4 ° C after 8 months shows a reduction in activity by more than 60% (Teng et al., 1981, Thrombosis Res. 22: 213-220).
  • the half-life of factor Xa is only 30 seconds in the serum. Due to the instability of factor Xa, it has been proposed to administer factor X preparations (US 4,501,731).
  • factor X In the case of life-threatening bleeding, especially in hemophilia patients, the administration of factor X is ineffective, since the lack of the functional "tenase complex" in the intrinsic blood coagulation pathway means that there is insufficient activation of factor X to factor Xa and activation via the extrinsic one Path is often too slow to achieve a quick effect. In addition, there is sufficient factor X in hemophilia patients, which, however, has a 100-fold lower prothrombinase activity than factor Xa. In such cases, it is necessary to activate activated factor Xa directly, optionally together with phospholipids, as in Giles et al. (1988. British J. Haematology 9: 491-497) or with other coagulation factors such as factor VIII by-pass activity.
  • factor Xa In the production of factor Xa from factor X, activation has hitherto mostly been carried out using nonphysiological activators of animal origin, such as RW or trypsin, although it had to be ensured that the end product is completely free from these proteases.
  • nonphysiological activators of animal origin such as RW or trypsin
  • RW nonphysiological activators of animal origin
  • trypsin trypsin
  • a large number of partially inactive intermediates are formed when activating factor X to factor Xa (Bajaj et al., 1973, J.Bio. Chem. 248: 7729-7741, Mertens et al., 1980, Biochem J. 185: 647-658).
  • the presence of such intermediates leads to a decrease in the specific activity of the product and, if appropriate, also to those intermediates which can act as antagonists of the active serine protease.
  • complex methods for activation and for chromatographic purification are therefore required in conventional methods.
  • the object of the present invention is therefore to provide a preparation which contains a polypeptide with factor X / Xa activity, which has a high stability and which does not use one of the usual proteases, in particular animal origin, such as RW or trypsin to factor Xa can be activated.
  • Another goal is to provide a pharmaceutical preparation with factor VIII bypass activity.
  • a factor X analog which has a modification in the region of the naturally occurring factor Xa activation cleavage site.
  • the modification in the region of the activation cleavage site is a new recognition or processing site for a protease which does not naturally occur at this position in the polypeptide and which does not normally cleave the polypeptide at this site.
  • the factor X analogue according to the invention has a modification in particular in the activation peptide which is split off when factor X is activated to factor Xa.
  • the modification relates to at least one amino acid within the amino acid sequence of the activation peptide of factor X.
  • the modification is particularly in the C-terminal region of the activation peptide and represents at least one exchange of at least one amino acid between position Gly228 and Arg234 of the factor X amino acid sequence.
  • the position of the amino acids is based on the numbering according to the sequence shown in FIG. 1 starting with Metl and ending with Lys488.
  • the modification in the factor X analogue according to the invention is preferably an exchange of a factor VIII or factor IXa processing site occurring at this point for an alternative cleavage site of another protease.
  • the modification can be a substitution of at least one amino acid or an insertion of a peptide sequence that represents a protease recognition or cleavage site.
  • the modification in the factor X analogue according to the invention is preferably such that it is for a protease from the group of endoproteases, such as Kexin / Kex2, Furin / PACE, PC1 / PC3, PC2, PC4, PACE 4, LPC / PC7 (as in Barr et al., 1991, Cell 66: 1-3 or US Pat. No. 5,460,950), the serine proteases, such as factor Xlla, factor XIa, factor Ha, factor Xa or from Kallikrein, or a derivative of these proteases, a recognition or gap sequence poses.
  • the modification is preferably selected so that processing by one of these proteases leads to a polypeptide corresponding to the native factor Xa, which is essentially the same as the naturally occurring factor Xa sequence and also has factor Xa activity.
  • the NH2-terminal amino acid isoleucine of the heavy chain should preferably be retained after activation, since this amino acid has an essential function in the formation of the substrate binding pocket (Watzke et al., 1995, Molecular Basis of Thrombosis and Hemostasis ed. Katherine High & Harold Roberts ).
  • the factor X analogs according to the invention show a structural difference, in particular at the amino acid level compared to the native factor X sequence, but have a comparable activatability as naturally occurring factor X or after activation factor Xa activity.
  • the invention provides, by way of example, a number of factor X analogs which have a modification in the activation peptide with respect to the naturally occurring factor X sequence and a modified protease specificity.
  • Modifications can be at one or more positions in the range between amino acid Gly228 and Arg234, and optionally Ile235, based on the factor X sequence with the numbering with Metl to Lys 488 according to FIG. 1.
  • Amino acid substitutions can be at position Ile235 (Rl), Arg234, Thr233 (R2), Leu232 (R3), Asn231 (R4), Asn230 (R5) and Asp229 (R6), but preferably Arg234 remains unchanged.
  • Rl Ile
  • R2 Lys
  • R3 Leu
  • R4 Arg (see all Fig. 2 G), wherein those mentioned under f) are processed by a bibasic endoprotease such as furin, PACE, Kexin / Kex2, furin / PACE, PC1 / PC3, PC2, PC4, PACE 4, LPC / PC7 or a derivative of one of these proteases.
  • a bibasic endoprotease such as furin, PACE, Kexin / Kex2, furin / PACE, PC1 / PC3, PC2, PC4, PACE 4, LPC / PC7 or a derivative of one of these proteases.
  • FIG. 2A-I A possible selection of modifications and amino acid exchanges which lead to an altered protease specificity are given in FIG. 2A-I.
  • modifications can be carried out, for example, by directed in vitro mutagenesis or PCR or other genetic engineering methods known from the prior art which are suitable for specifically changing a DNA sequence in order to carry out targeted amino acid exchanges.
  • the activation of the factor X analogue according to the invention to a native factor Xa or a factor Xa analogue is preferably carried out according to the present invention by a protease selected from the group of endoproteases, such as Kexin / Kex2, Furin / PACE, PC1 / PC3 , PC2, PC4, PACE 4, LPC / PC7, the group of serine proteases, such as factor Xlla, factor XIa, factor Xa, factor Ha or from Kallikrein, or a derivative of these proteases.
  • a protease selected from the group of endoproteases, such as Kexin / Kex2, Furin / PACE, PC1 / PC3 , PC2, PC4, PACE 4, LPC / PC7, the group of serine proteases, such as factor Xlla, factor XIa, factor Xa, factor Ha or from Kallikrein, or a derivative of these proteases.
  • active factor Xa One of the difficulties in the production of active factor Xa is its instability, since autocatalysis, in addition to factor Xa ⁇ and factor Xass, also creates other inactive intermediates. For the production of essentially intact, active factor X / Xa or factor X / Xa-like molecules, it would therefore be desirable to obtain only those proteins which lead to stable end products.
  • a preferred cleavage site for the processing of factor Xa ⁇ (Fxa ⁇ ) to factor Xass (Fxass) is between Arg469 / Gly470.
  • a further shorter peptide is found, which is formed by autocatalysis of factor Xa ⁇ .
  • the factor X analogs according to the invention may have further modifications.
  • the factor X analogue according to the invention therefore has a further modification in the C-terminal region of the factor X amino acid sequence.
  • a factor X analog of the type described above has an intact ⁇ -peptide (Fx ⁇ ).
  • the factor X analogue according to the invention in particular has a modification in the region of the C-terminal ⁇ -peptide cleavage site which prevents the ⁇ -peptide from being split off from factor X after activation of factor X to factor Xa. This gives a factor Xa molecule that can be isolated up to 100% as an intact factor Xa ⁇ molecule.
  • the modification can be a mutation, deletion or insertion in the region of the factor X amino acid sequence between amino acid positions Arg46 and Ser476 and optionally of Lys 370.
  • an amino acid substitution is preferred in which the amino acid exchange cannot fold the polypeptide, which affects the structure and thus possibly the function and activity of the protein.
  • the factor X analogs according to the invention have an exchange of one of the amino acids at position Arg469 and / or Gly470, where Arg469 is preferably exchanged for Lys, His or Ile and Gly470 preferably for Ser, Ala, Val or Thr.
  • the factor X analogs according to the invention can have a further mutation at position Lys370 and / or Lys475 and / or Ser476.
  • the factor X analogue according to the invention has a deletion of the carboxy-terminal ⁇ -peptide (FXß).
  • FXß carboxy-terminal ⁇ -peptide
  • Such a factor X analogue can be produced by expressing a cDNA coding for a factor X analogue in a recombinant expression system, cloning only the sequences which code for the amino acids Met1 to Arg469.
  • the factor X analogue according to the invention has a translation stop signal in the C-terminal region of the factor X sequence.
  • the translation stop signal is preferably at a position that follows a C-terminal amino acid that arises after natural processing.
  • the translation stop signal is therefore preferably at the position of amino acid 470 of the factor X sequence, so that the terminal Arg469 of factor Xass is retained.
  • the codon GGC coding for the amino acid Gly470 is substituted for TAA, TAG or TGA.
  • Another aspect of the present invention relates to factor X analogs which are activated by treatment with a corresponding protease in vitro to give native factor Xa or a factor Xa analog.
  • a substantially identical polypeptide corresponding to the native factor Xa is obtained, or a polypeptide that has factor Xa activity, but modifications with respect to the native factor Xa sequence which, however, do not impair biological activity.
  • activating factor X analogs which have the modification in the region of the activation peptide in the sequence of the activation peptide only polypeptides corresponding to the native factor Xa molecule are obtained.
  • Factor Xass homologous molecules obtained.
  • a factor X analogue which has modification (s) within the ⁇ -peptide sequence which leads to the fact that the ⁇ -peptide is not cleaved off, a factor Xa ⁇ analogue with an amino acid exchange in the Obtained C-terminus of the molecule.
  • factor X analogs according to the invention only have modifications which change the specificity for the activatability and do not influence the activity. In any case, biologically and functionally active factor Xa molecules or factor Xa analogs are obtained.
  • Activation in vitro can be selected by a protease from the group of endoproteases, such as Kexin / Kex2, furin / PACE, PC1 / PC3, PC2, PC4, PACE 4, LPC / PC7, the group of serine proteins, such as factor Xlla, factor XIa, factor Xa, or from Kallikrein, or a derivative of these proteases.
  • endoproteases such as Kexin / Kex2, furin / PACE, PC1 / PC3, PC2, PC4, PACE 4, LPC / PC7
  • the group of serine proteins such as factor Xlla, factor XIa, factor Xa, or from Kallikrein, or a derivative of these proteases.
  • any protease except RW, trypsin, factor IXa or factor VIIa, provided that it is suitable for processing the factor X analogue of the invention to factor Xa.
  • the factor X analogue contains a modification which enables the factor X analogue to factor Xa, preferably native factor Xa, to be activated in vivo.
  • "Native" factor Xa in this context means that the activated factor Xa, derived from the factor X analogue according to the invention, has the homologous amino acid sequence corresponding to the native factor Xa and has factor Xa activity.
  • the modification is chosen such that processing from factor X to factor Xa takes place by means of a protease occurring in vivo, that is to say in the body, preferably a protease occurring in the blood coagulation cascade.
  • the protease can be a protease selected from the group of serine proteases, such as factor Ha, factor Xlla, factor XIa, factor Xa or kallikrein.
  • Factor X analogs which, in addition to the modification in the activation peptide, have a modification in the C-terminal region of the factor X molecule, are, as described above, also in vivo in the corresponding factor Xa analogs activated.
  • one of the proteases necessary for the maturation process of factor X is a bibasic endoprotease, in particular endogenously occurring furin.
  • the endoprotease primarily mediates the cleavage of the single-chain factor X molecule into the mature form consisting of a heavy and light chain.
  • it additionally mediates the cleavage of the factor X propeptide sequence (example 2).
  • Factor X analogs according to the invention which have a protease cleavage site for a protease which does not naturally occur in a cell are cleaved by a selective processing reaction only at the sites which are also cleaved in the native factor X. This results in a recombinant factor X molecule which consists only of the 22 kD light chain and the approximately 50 kD heavy chain and does not have inactive factor X molecules which occur as a result of unspecific processing. These modified factor X molecules, like the native factor X molecules, are not activated to factor Xa by the intracellular protease. Only then are they activated to factor Xa by the corresponding proteases (preferably serine proteases or subtilisin-related proteases).
  • a two-chain factor X analog is therefore provided.
  • factor X analogs are provided, which are preferably present in purified form as single-chain molecules.
  • pro factor X is obtained as a single-chain molecule.
  • the single-chain factor X molecule is characterized by its high stability and molecular integrity. Until now, a single-chain factor X molecule could not be isolated in a purified form, since it is processed into the two-chain form very quickly (Fair et al., 1984, Blood 64: 194-204).
  • the recombinant single-chain factor X analogs can be processed into the two-chain factor X form by specific processing and then activated to become factor Xa or factor Xa analog. This can be done by bringing a single-chain recombinant factor X molecule isolated from a protease-deficient cell into contact with a bibasic protease, such as furin / PACE or Kex2, and processing it into a two-chain factor X analogue.
  • a bibasic protease such as furin / PACE or Kex2
  • Two-chain factor X analogue can be activated to factor Xa or factor Xa analogue. This can be done, for example, by isolating a factor X analogue, which has a furin-specific cleavage site as a result of a modification in the region of the activation peptide, from a furin-deficient cell as a single-chain molecule and then bringing it into contact with an endoprotease is processed into an activated factor Xa molecule.
  • an isolated, single-chain factor X analogue which has a modification in the activation peptide which enables an alternative processing by a protease from the group of the serine proteases or kallikrein, can only be converted into a two-chain factor X by treating a bibasic endoprotease, such as furin -Molecule cleaved and brought into contact with a serine protease in such a way that activation to factor Xa or factor Xa analog takes place.
  • a bibasic endoprotease such as furin -Molecule cleaved and brought into contact with a serine protease in such a way that activation to factor Xa or factor Xa analog takes place.
  • a factor X analog isolated as a two-chain molecule from a cell culture can be used directly with the fish protease are treated.
  • a factor Xa or factor Xa analog obtained in this way has a high stability and structural integrity due to the selective and directed processing reaction and is in particular free of inactive factor X / Xa analog intermediates and autoproteolytic degradation products.
  • Another aspect of the present invention relates to the recombinant DNA coding for the factor X analogs according to the invention.
  • the recombinant DNA after expression, results in a factor X analogue having an amino acid sequence corresponding to human factor X, except that it has a modification that affects processing specificity and processing products, whereas the biological coagulant activity remains essentially unaffected.
  • transformed cells containing the recombinant DNA are also made available.
  • Another aspect of the invention relates to a preparation containing a purified factor X analogue or a precursor protein thereof, which has a modification in the region of the naturally occurring factor Xa activation site.
  • the modification in the region of the activation cleavage site is a new recognition or cleavage site for a protease which does not naturally occur at this position in the polypeptide and which does not normally process the polypeptide at this location.
  • the preparation can be a purified preparation of single-chain or two-chain factor X analogue, the polypeptides being obtained from a cell culture system either after isolation from the cell culture supernatant or from an extract from a cell culture.
  • a recombinant factor X analog which has been prepurified from a cell culture system can be further purified using methods known from the prior art. Chromatographic methods such as gel filtration, ion exchange or affinity chromatography are particularly suitable for this.
  • the preparation according to the invention contains ration the factor X analogue preferably as a single-chain molecule in isolated form.
  • a preparation is produced in that a factor X analog obtained by recombinant production as a single-chain molecule from a cell system, preferably a cell culture of cells which lack the endoprotease which cleaves the single chain into a heavy and light chain.
  • the preparation contains single-chain factor X analogue with a modification which activates factor Xa by one of the proteases selected from the group of bibasic endoproteases, such as Kexin / Kex2, Furin / PACE, PC1 / PC3, PC2 , PC4, PACE 4, LPC / PC7 allowed in vitro.
  • the activation takes place by bringing the factor X analogue into contact with the protease, a cleavage into the mature factor X form due to the naturally occurring processing and the activation peptide being split off by the modification, and factor Xa or Factor Xa analogue arises.
  • the factor X analogue can be present as a single-chain molecule either as factor X ⁇ (FX ⁇ ) or with a deletion of the ⁇ -peptide.
  • the preparation contains, in particular, factor X analogue in enzymatically inactive form with a purity of at least 80%, preferably 90%, particularly preferably 95%, and contains no inactive, proteolytic intermediates of factor X / Xa analogue.
  • the preparation according to the invention preferably contains the factor X analog as a two-chain molecule in isolated form.
  • a factor X analog obtained from a cell system by recombinant production as a single-chain molecule is cleaved in vitro, ie outside the cell, by a protease, preferably a bi-basic protease, into the two-chain form.
  • the cell culture supernatant, containing the factor X analogue or the purified factor X analogue, can likewise be brought into contact with an immobilized protease, processing into the two-chain form taking place.
  • the protease is preferably bound to a matrix and the cell culture supernatant or a purified preparation containing the factor X analogue is passed over this matrix.
  • immobilization of the factor X analogue is also conceivable while the protease is in the mobile phase.
  • the reactants (factor X analogue and protease) can also be mixed and incubated for a certain period of time. The protease is then removed from the mixture, for example by affinity chromatography.
  • the two-chain form of the factor X analogue can also be obtained by co-expression of the protease and the factor X analogue directly in a given cell and, if necessary, purified.
  • the preparation contains a single-chain or two-chain factor X analogue with a modification which permits activation to factor Xa or factor Xa analogue in vitro.
  • the factor X analogue to factor Xa or factor Xa analogue can be activated by bringing the factor X analogue into contact with a protease selected from the group of bibasic endoproteases, such as Kexin / Kex2, Furin / PACE, PC1 / PC3, PC2, PC4, PACE 4, LPC / PC7, the group of serine proteases, such as factor Xlla, factor XIa, factor Ha, factor Xa, or from Kallikrein, or a derivative of these proteases.
  • the protease can be immobilized on a carrier.
  • the preparation according to the invention can serve as a starting material for the production and extraction of factor Xa.
  • the preparation containing single-chain or two-chain factor X analogue for example, in a large-scale approach brought into contact with an optionally immobilized protease under conditions which permit optimal activation of factor X analogue to factor Xa and obtained factor Xa or factor Xa analogue.
  • the factor Xa / analog obtained in this way can then be formulated into a pharmaceutical composition using generally known methods.
  • the preparation containing the purified, single-chain or two-chain factor X analogue contains a physiologically acceptable carrier and is optionally formulated as a pharmaceutical preparation.
  • the formulation can be carried out in a conventional manner and mixed with a buffer containing salts, such as NaCl, CaCl 2 , and amino acids, such as glycine and / or lysine, at a pH in the range from 6 to 8 and formulated as a pharmaceutical preparation .
  • the purified preparation containing factor X analogue can be provided as a ready-to-use solution, lyophilisate or frozen until it is used as a storable product.
  • the preparation is preferably stored in lyophilized form and is dissolved in an optically clear solution with an appropriate reconstitution solution.
  • the preparation according to the present invention can also be made available as a liquid preparation or in liquid deep-frozen form.
  • the preparation according to the invention is particularly stable, i.e. it can also be left in solution for a long time before application. It has been shown that the preparation according to the invention shows no loss of activity for several hours to days.
  • the preparation according to the invention can be used in a suitable device, preferably an application device, in combination with a protease selected from the group of endoproteases, such as Kexin / Kex2, Furin / PACE, PC1 / PC3, PC2, PC4, PACE 4, LPC / PC7, the group of serine proteases, such as factor Ha, factor Xlla, factor XIa, factor Xa, or from kallikrein, or a derivative of these proteases.
  • a protease selected from the group of endoproteases, such as Kexin / Kex2, Furin / PACE, PC1 / PC3, PC2, PC4, PACE 4, LPC / PC7, the group of serine proteases, such as factor Ha, factor Xlla, factor XIa, factor Xa, or from kallikrein, or a derivative of these proteases.
  • F- F- d ff ⁇ ⁇ M 0 ti dd F- rt 0 x- y d ri ⁇ F, ⁇
  • ⁇ 0 ⁇ ⁇ CD ⁇ r XN Qx 3 X rt J x- y Mi TJ • d ⁇ CQ tr ö d 0 ri ⁇ s CQ F- SU X
  • the preparation according to the invention contains at least one further component with factor VIII bypass activity.
  • the preparation according to the invention can be made available as a pharmaceutical preparation with factor Xa activity as a one-component preparation or in combination with other factors as a multi-component preparation.
  • the purified protein Before being processed into a pharmaceutical preparation, the purified protein is subjected to the usual quality controls and brought into a form that can be administered therapeutically. ⁇ Particularly in the recombinant production of the purified preparation preferably according to a method as described in EP 0714987 is tested for the absence of cellular and expression vector derived from the nucleic acids.
  • the preparation is treated for the production of a safe preparation, if necessary for the inactivation or depletion of viruses.
  • a preparation containing factor Xa analogue with high stability and structural integrity which is in particular free of inactive factor X / Xa analogue intermediates and autoproteolytic degradation products and is therefore obtainable that a factor X analogue of the type described above is activated and prepared for a corresponding preparation.
  • a medicament containing a factor X analogue or factor Xa analogue according to the invention is particularly suitable for the treatment of patients with blood clotting disorders, such as hemophilia patients or patients who have inhibiting antibodies to those usually used for treatment ⁇ F- C ⁇ ⁇ rt XNQ * SU F- SU Ml ⁇ N ⁇ ⁇ TJ X Dd TJ to F- N ⁇ IQ N CD rt S Dd F- ⁇
  • the factor X analogs according to the invention can also be prepared by chemical synthesis.
  • the factor X analogs are preferably produced by recombinant expression. Genetic engineering can be carried out using all common expression systems, such as, for example, permanent cell lines or viral expression systems.
  • the permanent cell lines are produced by stable integration of the foreign DNA into the host cell chromosome of, for example, Vero, MRC5, CHO, BHK, 293, Sk-Hepl, in particular liver and kidney cells, or by an episomal vector derived from, for example, papilloma virus.
  • Viral expression systems such as vaccinia virus, baculovirus or retroviral systems can also be used.
  • Vero, MRC5, CHO, BHK, 293, Sk-Hepl, glandular, liver and kidney cells are generally used as cell lines.
  • Yeasts Yeasts, endogenous glands (eg glands of transgenic animals) and other cell types can also be used as eukaryotic expression systems.
  • transgenic animals can also be used to express the polypeptides or derivatives thereof according to the invention.
  • the expression of the recombinant proteins has proven itself in the special CHO-DHFR " cells (Urlaub et al., 1980, Proc. Natl. Acad. Sei., USA, 77: 4216-4220).
  • Prokaryotic expression systems can also be used for the recombinant production of the factor X analogs according to the invention.
  • Systems that allow expression in E. coli or B. subtilis are particularly suitable for this.
  • the factor X analogs are expressed in the corresponding expression systems under the control of a suitable promoter.
  • a suitable promoter In the case of expression in eukaryotes, this is suitable ⁇ TJ
  • protease is removed, for example via an affinity matrix.
  • the two-chain factor X analog obtained in this way can then be isolated, purified and stored in a stable manner until further use, as described above, until further use.
  • a two-chain, optionally purified factor X analogue with a protease is selected from the group of endoproteases, such as Kexin / Kex2, Furin / PACE, PC1 / PC3, PC2, PC4, PACE 4, LPC / PC7, of the group the serine proteases, such as factor Xlla, factor XIa, factor Xa, factor Ha, or from Kallikrein, or a derivative of these proteases, is contacted in vitro under conditions under which the factor X analogue to native factor Xa or a factor Xa analogue is activated.
  • endoproteases such as Kexin / Kex2, Furin / PACE, PC1 / PC3, PC2, PC4, PACE 4, LPC / PC7
  • the serine proteases such as factor Xlla, factor XIa, factor Xa, factor Ha, or from Kallikrein, or a derivative of these proteases
  • the activation is carried out by a chromatographic step in which the protease is immobilized on a support.
  • Purified two-chain factor X analog is passed through a matrix to which the protease is bound and isolated from the eluate purified factor Xa.
  • the components are mixed and the protease is selectively removed from the mixture.
  • Single-chain factor X analogue or a precursor thereof is brought into direct contact with a bibasic protease, preferably furin or a derivative thereof, which allows processing in heavy and light chain and activation to factor Xa.
  • a bibasic protease preferably furin or a derivative thereof, which allows processing in heavy and light chain and activation to factor Xa.
  • Factor X analogue which has no cleavage site for furin or a derivative thereof in the activation peptide, is optionally brought into contact with a further protease, which is different from the first, but which enables activation.
  • the proteases can be
  • X analogue is then contacted with a protease selected from the group of endoproteases such as Kexin / Kex2, Furin / PACE, PC1 / PC3, PC2, PC4, PACE 4, LPC / PC7, under conditions under which single chain Factor X analog is split into the two-chain factor X form.
  • a protease selected from the group of endoproteases such as Kexin / Kex2, Furin / PACE, PC1 / PC3, PC2, PC4, PACE 4, LPC / PC7
  • Factor X analogs according to the invention which have a modification in the region of the activation peptide which enables cleavage by one of these endoproteases can, if appropriate, be brought into direct contact with the endoprotease from single-chain factor X analogue to factor Xa or Factor Xa analogue can be activated.
  • Factor X analogs according to the invention which have a modification in the region of the activation peptide which enables cleavage by a serine protease or kallikrein, are brought into contact with a further protease different from the first after the preparation to give two-chain factor X analogue and activated for factor Xa analogue.
  • a preparation containing active factor Xa or an active factor Xa analogue is obtained by the method in that a factor X analogue prepared as described above is subjected to an activation step and the activated polypeptide to a purified preparation , which is optionally formulated as a pharmaceutical composition, is further processed.
  • factor X analogs according to the invention which are activated to factor Xa by a process described above, purified factor Xa or factor Xa analog is obtained with high stability and structural integrity and in particular free of inactive factor X / Xa intermediates.
  • Example 1 describes the construction and expression of an rFactor X
  • Example 2 describes the processing of rFactor X in heavy and light chain by furin
  • Example 3 describes the processing of pro-factor X using an immobilized protease
  • Example 4 describes the activity of the rFactor X processed in vitro
  • Example 5 describes the expression of rFactor X in furin-deficient cells
  • Example 6 describes the construction and expression of rFactor X analogs
  • Example 7 describes the determination of the N-termini of the factor X processing products.
  • Example 8 describes the expression and characterization of the FX analog with the furin cleavage site Arg-Arg-Lys-Arg / Ile (rFX ⁇ 1 ⁇ / 1 ';
  • Example 9 describes the in vitro activation of the FX 1 ⁇ 1 ⁇ / 1 -Proteins by rFurin derivatives;
  • Example 10 describes the functionality of the in vitro activated recombinant FX analog rFX ⁇ 1 ® ' 1 ;
  • Example 11 describes the in vitro activation of the rFX analog with the FXIa cleavage site Asp-Phe-Thr- Arg / Val for FXIa.
  • Figure 1 Nucleotide and amino acid sequence of factor X.
  • Figure 2 Schematic representation of the factor X analogs with modified protease interfaces in the area of
  • FIG. 3 Schematic representation of the expression vector phAct-rFX
  • Figure 4 Western blot analysis of rFactor X expressed in
  • FIG. 6 Western blot analysis of rFactor X molecules expressed in furin-containing and furin-deficient cells
  • Figure 7 Schematic representation of the rFX / rFXa analogue constructs with modified C-termini of the heavy chain
  • Figure 8 Schematic representation of the N-termini of the rFactor
  • the expression vectors were produced using standard cloning techniques (Maniatis et al., "Molecular Cloning” - A Laboratory Manual, Cold Spring Harbor Laboratory, Cold Spring Harbor, New York, USA, 1983). DNA fragments were prepared by means of polymerase chain reaction (PCR) using general methods (Clackson et al., 1991m, PCR A practical approach. ED. McPherson, Quirke, Taylor, pp. 187-214).
  • the phAct expression vector comprises the human beta-actin promoter, 78bp 5'UTR and the intron, a multiple cloning interface and the SV40 polyadenylation site.
  • the CHO-rFX / CHO-rFurin has an almost complete processing after only two hours of incubation at 37 ° C. (FIG. 5 A lane 7; FIG. 5 B lane 8).
  • Single-chain rFX is largely implemented in the light and heavy chain shape. In the light chain area, only the processed propeptide-free forms of 22kD (carboxylated form) and 20kD (subcarboxylated form) were found in a ratio of approx. 50:50. By optimizing the cell culture conditions, this ratio can be improved in favor of the carboxylated form.
  • pro-factor X was processed by rFurin derivative bound by tentacle gel:
  • the Fractogel EMD ® tentacle gel was loaded with Ni 2+ ions according to the manufacturer's instructions and equilibrated with fresh serum-free cell culture medium.
  • the column was then loaded with serum-free CHO-rFurin derivative supernatant. Washing steps were carried out using serum-free cell culture medium containing increasing concentrations of imidazole up to 40mM.
  • Pro-Factor X was then passed over the column as a serum-free CHO supernatant.
  • the processing of pro-factor X to two-chain factor X in the flow through the column was detected by means of Western blot analysis with specific factor X antiserum.
  • Recombinant factor X precursor was incubated with and without rFurin at 4 ° C. Samples were taken at different times ⁇ ⁇ O tu ⁇ tr CD tr M rt ⁇ tr F q td N tsi TJ X SU N CD ⁇ -.
  • the factor X precursor protein mediates both propeptide cleavage and single chain to light / heavy chain cleavage in vitro by furin. This suggests that these steps are also carried out endogenously in the cell by the ubiquitously occurring furin, depending on the amount of rFactor X expressed in each case with different efficiency. This in turn leads to the production of a mixture of heterogeneous rFactor X forms.
  • rFactor X molecules One way to generate the most homogeneous and stable form of rFactor X molecules is to prevent the cleavage of rFaktor X by endogenous proteases, especially furin, and thus functionally inactive rFaktor X precursors (which is caused by subsequent downstream processing, ideally directly before use, can be converted into its functionally active form).
  • This method will be particularly useful in generating FX analogs that contain a furin cleavage site instead of the original activation site.
  • the activation of such a recombinant rFX mutant can take place in vivo by the endogenous furin and lead to the secretion of activated, more unstable forms of rFX.
  • This goal can e.g. by supplementing the cell culture medium with agents that can reduce or switch off the intracellular furin activity.
  • furin-deficient cells Another option is to use furin-deficient cells a priori (Mschreibing et al., 1983, Infect. Immun. 41: 998-1009; Ohnishi et al., 1994, J. Virol. 68: 4075-4079; Gordon et al., 1995, Infect. Immun. 63: 82-87).
  • a furin-deficient CHO cell clone FD11 (Gordon et al., 1995, Infect. Immun. 63: 82-87) with 20 ⁇ g phAct-FX and 1 ⁇ g pUCSV-neo (containing the neomycin resistance gene in the pUC vector was used under the control of the SV40 promoter).
  • the medium was supplemented with 0.8 ⁇ g G418 / ml.
  • the Asn-Leu-Thr-Arg / Ile cleavage site (amino acids 231 to 235), which serves to activate factor X in factor Xa, was cleaved specifically for another protease, such as furin, FXIa , FXa, FXIIa, Flla, or Kallikrein replaced.
  • the expression plasmids for these factor X analogs are all derived from the plasmid phAct-FX (described in Example 1).
  • the Hindlll-Nael DNA fragment from the phAct-FX expression plasmid which encompasses the factor X coding region from position +1 to +1116, was inserted into the Hindlll / Smal Restriction sites of plasmid pUC19 inserted.
  • the resulting plasmid was named pUC / FX.
  • the factor X sequence of nucleotide at position 508 to 705 could be easily removed from the pUC / FX plasmid and replaced by differently mutated factor X DNA fragments.
  • These DNA fragments are identical to the deleted wild-type factor X sequence, except for positions 691 to 705 (amino acids 231 to 235), which code for new cleavage sites.
  • the wild-type factor X sequence was removed from the pUC / FX plasmid via Bspl20I and BstXI restriction sections.
  • the 3 'overhang of the BstXI site was additionally removed with mung bean nuclease (Biolab).
  • the mutant factor X DNA fragments were generated by PCR.
  • the 5 'primer is identical for all clonings and contains the factor X sequence from position 496 to 516.
  • the 3' primers contain a factor X complementing sequence (Positions 676 to 690) and a non-complementing 5 'overhang which carries the sequences for a new cleavage site and a restriction site.
  • the amplified PCR product was then cut with the appropriate restriction enzyme (s) and into the prepared pUC / FX vector
  • the mutant factor X DNA fragments were then cloned from the pUC / FX plasmids into the phAct-FX vector via HindIII agel.
  • the final constructs are shown schematically in Figures 2.1 and 2.2.
  • Factor X wild type is given as a reference construct.
  • the amino acids are specified in the one-letter code, the mutated positions are additionally shaded.
  • oligonucleotide # 1001 (5'-CCC ACA GGG CCC TAC CCC TGT-3 ') (SEQ. ID. No. 3) and oligonucleotide # 1002 (5'-ACCA GTT AAC CCT GGT GAA GTC GTT GTC GCC CCT CTC-3 ') (SEQ. ID. No. 4) is used as the 3' primer.
  • the amino acids Asn, Leu and Ile were therefore replaced at positions 231, 232 and 235 of the factor X sequence in Asp, Phe and Val.
  • the PCR fragment was cut with Bstl20I and Hpal (FIG. 2A).
  • oligonucleotide # 1001 (5 '-CRC ACA GGG CCC TAC CCC TGT-3') (SEQ. ID. No. 3) and the 3 '-primer were used as the 5' primer Oligonucleotide # 1003 (5'-ACCA TCG CGA CCT GGT CAG GTT GTT GTC-3 ') (SEQ. ID No. 5) was used.
  • the amino acid Ile was therefore mutated at positions 235 in Ser.
  • the PCR fragment was cut out via Bspl20I and Nrul (FIG. 2 B).
  • oligonucleotide # 1001 (5 '-CCC ACA GGG CCC TAC CCC TGT-3') (SEQ. ID. No. 3) and oligonucleotide # 1004 (5 '-ACC AGA ATC GAT TCT GGG TTT GAT GTT GTC GCC CCT CTC-3') (SEQ. ID. No. 6) is used as the 3 'primer.
  • the amino acids Asn, Leu and Thr were therefore mutated at positions 231, 232 and 233 of the FX sequence in Ile, Lys and Pro.
  • the PCR fragment was partially cut with Bstl20I and XmnI (FIG. 2C).
  • oligonucleotide # 1001 (5 '-CCC ACA GGG CCC TAC CCC TGT-3') (SEQ. ID. No. 3) and oligonucleotide # 1005 ( 5 '-ACC AGA ATC GAT TCT GGT CAT GCT GTT GTC GCC CCT CTC-3') (SEQ. ID. No. 7) is used as the 3 'primer.
  • the amino acids Asn, Leu were therefore mutated at positions 231, 232 of the factor X sequence in Ser, Met.
  • the PCR fragment was partially cut with Bstl20I and XmnI (FIG. 2 D).
  • oligonucleotide # 1001 (5 '-CCC ACA GGG CCC TAC CCC TGT-3') (SEQ. ID. No. 3) and oligonucleotide # 1016 (5 '-ACC AGA ATC GAT TCT TCC TTG GGG GTT GTC GCC CCT CTC-3') (SEQ. ID. No. 8) is used as the 3 'primer.
  • the amino acids Asn, Leu and Thr at positions 231, 232 and 233 of the FX protein were therefore mutated into Pro, Gin and Gly.
  • the PCR fragment was partially cut with Bstl20I and XmnI (FIG. 2H).
  • oligonucleotide # 1001 (5 '-CCC ACA GGG CCC TAC CCC TGT-3') (SEQ. ID. No. 3) and oligonucleotide # 1014 (5 '-ACC AGA ATC GAT TCT CGT TTT CAT GTT GTC GCC CCT CTC-3') (SEQ. ID. No. 9) is used as the 3 'primer. Therefore, the amino acids Asn, Leu at positions 231, 232 of the FX protein in Met, Lys were mutated. The PCR fragment was partially cut with Bstl20I and XmnI (FIG. 2E).
  • oligonucleotide # 1001 (5 '-CCC ACA GGG CCC TAC CCC TGT-3') (SEQ. ID. No. 3) and the oligonucleotide # 1015 (5 '-ACC AGA ATC GAT TCT TCC CTC GAT GTT GTC GCC CCT CTC-3') (SEQ. ID. No. 10) is used as the 3 'primer. Therefore, the amino acids Asn, Leu, Thr at positions 231 to 233 of the FX protein in Ile, Glu, Gly were mutated. The PCR fragment was partially cut with Bstl20I and XmnI (FIG. 2 F).
  • oligonucleotide # 1001 (5 '-CCC ACA GGG CCC TAC CCC TGT-3') (SEQ. ID. No. 3) and as a 3 'primer the oligonucleotide leotide # 1006 (5 '-ACC AGA ATC GAT TCT TTT CCT CCT GTT GTC GCC CCT CTC-3') (SEQ. ID. No. 11).
  • the amino acids Asn, Leu and Thr at positions 231 to 233 were therefore mutated in Arg, Arg and Lys.
  • the PCR fragment was cut with Bspl20I and XmnI (Fig. 2 G).
  • the oligonucleotide # 1001 (5 '-CCC ACA GGG CCC TAC CCC TGT-3') (SEQ. ID. No. 3) and the oligonucleotide # 1007 (5'-ACC AGA ATC GAT TCT CCT CAC CCT GTT GTC GCC CCT CTC-3 ') (SEQ. ID. No. 12) is used as the 3' primer.
  • the amino acids Asn, Leu and Thr at positions 231 to 233 were therefore mutated in Arg, Val and Arg.
  • the PCR fragment was partially cut with Bspl20I and XmnI (FIG. 2G).
  • oligonucleotide # 1001 (5 '-CCC ACA GGG CCC TAC CCC TGT-3') (SEQ. ID. No. 3) and oligonucleotide # 1008 (5 '-ACC AGA ATC GAT TCT CCT CCT CCT GTT GTC GCC CCT CTC-3') (SEQ. ID. No. 13) is used as the 3 'primer.
  • the amino acids Asn, Leu and Thr at positions 231 to 233 were therefore mutated into Arg, Arg and Arg.
  • the PCR fragment was partially cut with Bspl20I and XmnI (FIG. 2G).
  • oligonucleotide # 1001 (5 '-CCC ACA GGG CCC TAC CCC TGT-3') (SEQ. ID. No. 3) and oligonucleotide # 1009 (5 '-ACC AGA ATC GAT TCT TTT GGG CCT GTT GTC GCC CCT CTC-3') (SEQ. ID. No. 14) is used as the 3 'primer.
  • the amino acids Asn, Leu and Thr at positions 231 to 233 were therefore mutated in Arg, Pro and Lys.
  • the PCR fragment was partially cut with Bspl20I and XmnI (FIG. 2G).
  • oligonucleotide # 1001 (5 '-CCC ACA GGG CCC TAC CCC TGT-3') (SEQ. ID. No. 3) and oligonucleotide # 1010 (5 '-ACC AGA ATC GAT TCT TTT CCT GAT GTT GTC GCC CCT CTC-3') (SEQ. ID. No. 15) is used as the 3 'primer. Therefore, the amino acids Asn, Leu and Thr at positions 231 to 233 in Ile, Arg and Lys mutates.
  • the PCR fragment was partially cut with Bspl20I and XmnI (FIG. 2G).
  • the oligonucleotide # 1001 (5 '-CCC ACA GGG CCC TAC CCC TGT-3') (SEQ. ID. No. 3) and used as 3 ⁇ primer
  • the oligonucleotide # 1011 (5 '-ACC AGA ATC GAT TCT TTT GCT CCT GTT GTC GCC CCT CTC-3') (SEQ. ID. No. 16).
  • the amino acids Asn, Leu and Thr at positions 231 to 233 were therefore mutated in Arg, Ser and Lys.
  • the PCR fragment was partially cut with Bspl20I and XmnI (FIG. 2G).
  • oligonucleotide # 1001 (5 '-CCC ACA GGG CCC TAC CCC TGT-3') (SEQ. ID. No. 3) and oligonucleotide # 1012 (5 '-ACC AGA ATC GAT TCT GGT CAC CCT GTT GTC GCC CCT CTC-3') (SEQ. ID. No. 17) is used as the 3 'primer.
  • the amino acids Asn, Leu at positions 231, 232 in Arg, Val were therefore mutated.
  • the PCR fragment was partially cut with Bspl20I and XmnI (FIG. 2G).
  • oligonucleotide # 1001 (5 '-CCC ACA GGG CCC TAC CCC TGT-3') (SEQ. ID. No. 3) and oligonucleotide # 1013 (5 '-ACC AGA ATC GAT TCT TTT GAG CCT GTT GTC GCC CCT CTC-3') (SEQ. ID. No. 18) is used as the 3 'primer.
  • the amino acids Asn and Thr at positions 231 and 233 were therefore mutated in Arg and Lys.
  • the PCR fragment was partially cut with Bspl20I and XmnI (FIG. 2G).
  • oligonucleotide # 1001 (5 '-CCC ACA GGG CCC TAC CCC TGT-3') (SEQ. ID. No. 3) and oligonucleotide # 1017 (5 '-ACC AGA ATC GAT TCT CGT GCT CGT GTT GTC GCC CCT CTC-3') (SEQ. ID. No. 19) is used as the 3 'primer. Therefore, the amino acids Asn, Leu at positions 231, 232 of the FX protein in Ile, Lys were mutated. The PCR fragment was partially cut with Bstl20I and XmnI (Fig. 2 I). 6.2. Construction of expression plasmids for the production of FXß analogs.
  • constructs were derived from the factor X analogue constructs described above by incorporating a TGA stop codon at position 470.
  • the amino acids from position 457 at the cDNA level to the stop codon were removed by Spei and partial BstEII digestion and with the oligonucleotide pair # 0003 (5 '-GTC ACC GCC TTC CTC AAG TGG ATC GAC AGG TCC ATG AAA ACC AGG TGA A- 3 *) (SEQ. ID No. 20) and # 0004 (5'-CTA GTT CAC CTG GTT TTC ATG GAC CTG TCG ATC CAC TTG AGG AAG GCG-3 ') (SEQ. ID. No. 21).
  • FIG. 7 A schematic representation of the factor X ⁇ analogue constructs is shown in FIG. 7. To simplify the illustration, all factor X ⁇ analogs were presented as a general construct, in which the variable amino acids in the cleavage region are indicated as shaded "X".
  • the factor Xa ⁇ form arises. This form is then converted into the FXass form by auto-proteolytic activity and cleavage of the C-terminus of the heavy chain between Arg 469 and Gly 470.
  • the amino acid Arg469 was mutated in Lys to produce factor X expression plasmids, which lead to the production of factor X, which after activation are only present as FXa ⁇ form with intact ⁇ -peptide, so that no processing in the C-terminal region of the heavy chain more can take place.
  • the C-terminal amino acid sequence of factor X was removed from position 1363 up to the stop signal by partial BstEII-Spel digestion and replaced by two oligonucleotide pairs ligated together.
  • Oligonucleotide # 0005 (5 '-GTC ACC GCC TTC CTC AAG TGG ATC GAC AGG TCC ATG AAA ACC AAG GGC TTG CCC AAG-3') (SEQ. ID No. 22) and oligonucleotide # 0006 (5 '-TTG GCC TTG GGC AAG CCC TTG GTT TTC ATG GAC CTG TCG ATC CAC TTG AGG AAG GCG-3 ') (SEQ. ID. No.
  • oligonucleotide # 0007 (5 '-GCC AAG AGC CAT GCC CCG GAG GTC ATA ACG TCC TCT CCA TTA AAG TGA GAT CCC A-3')
  • oligonucleotide # 0008 5'-CTA GTG GGA TCT CAC TTT AAT GGA GAG GAC GTT ATG ACC TCC GGG GCA TGG CTC-3 ')
  • the mutation of the amino acid Arg469 is introduced by the pair of oligonucleotides # 0005- # 0006.
  • a schematic representation of the FX analogs is shown in FIG. 7.
  • recombinant factor X was expressed in CHO cells with endogenous furin or, as described in Example 5, in furin-deficient cells.
  • rFactor X was obtained both from a) non-pretreated, b) further incubated at 37 ° C for 12 hours and c) 12 hours at 37 ° C pretreated with CHO-rFurin supernatant of highly expressing CHO-rFX clones, as well as from d) pretreated and e) 12 hours at 37 ° C with CHO-rFurin supernatant pretreated cell culture supernatant from CHO-FDll-rFX clones isolated.
  • the N-terminal amino acids of factor X and processing products of the individual reaction batches a) to e) were determined via Edman analysis.
  • Figure 8 shows a schematic representation of the results.
  • the rFactor X from highly expressing CHO cells occurs in the form of the mature heavy and light chains, as well as single-chain, some of which still contain propeptide. After incubation of these cell culture supernatants for 12 hours at 37 ° C (b), as described by Wolf et al. (1991, J. Bio. Chem. 266: 13726-13730) described faulty N-termini of the rFX light chain with 3 additional amino acids Val38-Thr39-Arg40. These cryptic ends are also found when sequencing rFX material from untreated CHO-FD11 cells (d).
  • propeptide-containing rFX molecules also takes place in furin-deficient CHO cells and therefore furin does not play an essential role in this processing step in vivo.
  • furin does not play an essential role in this processing step in vivo.
  • heterologous protease interfaces can be built into FX, the latter can be recognized and cleaved by the associated protease, and that high-quality rFXa ( or rFXa analogs with FXa activity, if applicable) can be produced recombinantly in a functional form.
  • FX analog construct was made by mutagenesis of the FX activation sequence into an FXIa cleavage site. Stable CHO cell clones were then created that express these molecules. CHO cell culture supernatant with r FX DFTR ' v were mixed with purified plasma FXIa (100 ⁇ g / ml) in the presence of 10mM Tris, pH 7.3, 150mM NaCl, 8mM CaCl 2 , PCPS and 0.1% BSA and to 37 ° C incubated for different times. As a negative control, the cell culture supernatant was only incubated with the BSA-containing buffer.
  • the rFX DFT ' v protein and the resulting activation products were characterized by Western blot analysis (FIG. 11).
  • the recombinant protein (FIG. 11, lane 5) is secreted almost identically to the plasmatic FX (lane 2) in the double-chain form with the difference that the heavy chain (HC), as already observed for the rFX RRKR from Example 8, has a slightly smaller molecular weight than 50kD.
  • HC heavy chain
  • MOLECULE TYPE Genome DNA
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  • xi SEQUENCE DESCRIPTION: SEQ ID NO: 3: CCCACAGGGC CCTACCCCTG T 21
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Abstract

Beschrieben werden Faktor X-Analoge, welche eine Modifikation im Bereich der natürlicherweise vorkommenden Faktor Xa-Aktivierungspaltstelle aufweisen, wobei die Modifikation eine Prozessierungsstelle einer nicht-natürlicherweise in diesem Bereich der Faktor X-Sequenz spaltenden Protease darstellt, Präparationen enthaltend die erfindungsgemässen Faktor X-Analoge sowie Verfahren zu deren Herstellung.

Description

Faktor X-Analoge mit modifizierter Proteasespaltstelle
Die Erfindung betrifft Faktor X-Analoge mit einer Modifikation im Bereich des Aktivierungspeptids, eine Präparation enthaltend die erfindungsgemäßen Faktor X-Analoge sowie ein Verfahren zur Herstellung von einzelkettigen und zweikettigen Faktor X-Ana- logen.
Nach Initiierung des Blutgerinnungsprozesses verläuft die Gerinnungskaskade durch die sequentielle Aktivierung von verschiedenen Proenzymen (Zymogenen) im Blut in ihre aktive Formen, den Serinproteasen. Dazu gehören u.a. Faktor Xll/XIIa, Faktor Xl/XIa, Faktor IX/IXa, Faktor X/Xa, Faktor VH/VIIa und Pro- thrombin/Thrombin. Die meisten dieser Enzyme sind im physiologischen Zustand nur aktiv, wenn sie in einem Komplex an einer Membranoberfläche assoziiert sind. Ca-Ionen sind in viele dieser Prozesse involviert . Die Blutgerinnung folgt entweder dem in- trinsischen Weg, bei dem alle Proteinkomponenten im Blut vorhanden sind, oder dem extrinsischen Weg, bei dem der Zellmembran- Gewebefaktor eine kritische Rolle spielt. Der Wundverschluß erfolgt schließlich durch die Spaltung von Fibrinogen zu Fibrin durch Thrombin.
Der Prothrombinase-Komplex ist verantwortlich für die Aktivierung von Prothrombin zu Thrombin. Thrombin ist ein wichtiges Enzym, das sowohl als Prokoagulant als auch als Antikoagulant wirken kann. Der Prothrombinase-Komplex, an dem u.a. Faktor Va (als Cofaktor) und Faktor Xa (als Serinprotease) beteiligt sind, assembliert in einer Ca-abhängigen Assoziation an der Oberfläche von Phospholipiden. Es wird diskutiert, daß dabei die katalyti- sche Komponente des Prothrombinase-Komplexes Faktor Xa ist.
Faktor X (Stuart/Prower-Faktor) ist ein Vitamin K-abhängiges Koagulationsglykoprotein, das durch die intrinsische und extrin- sische Blutgerinnungskaskade aktiviert werden kann. Das primäre Translationsprodukt von Faktor X (pre-pro-FX) besitzt 488 Aminosäuren und wird von der Leber oder humanen Hepatoma-Zellen zunächst als einzelkettiges 75 kD Vorläuferprotein synthetisiert. Im Plasma liegt Faktor X weitgehend als zweikettiges Molekül vor
(Fair et al, 1984, Blood 64:194-204).
Während der Biosynthese wird nach Abspaltung der pre-Sequenz durch eine Signalpeptidase (zwischen Ser23/Leu24) und des Pro- peptides (zwischen Arg40/Ala41) das einzelkettige Faktor X-Mole- kül durch Prozessierung und Entfernung des Tripeptides Argl80- Lysl81-Arg-182 in die zweikettige Form, bestehend aus der ca. 22 kD leichten Kette und der ca. 50 kD schweren Kette, die miteinander über eine Disulfid-Brücke verbunden sind, gespalten (Figur 1) . Faktor X zirkuliert im Plasma daher als zweikettiges Molekül.
Während des Blutgerinnungsprozesses wird Faktor X vom inaktiven Zymogen zur aktiven Protease Faktor Xa durch limitierte Proteo- lyse konvertiert, wobei die Aktivierung von Faktor X zu Faktor Xa in einem von 2 membrangebundenen Komplexen erfolgen kann: dem extrinsischen Faktor VIIa/Gewebefaktor-Komplex oder dem intrin- sischen Faktor VIIIa-Faktor IXa-Phospholipid-Ca-Komplex oder "Tenase-Komplex" (Mertens et al . , 1980, Biochem. J. 185:647- 658) . Eine proteolytische Spaltung zwischen Aminosäuren Arg 234/Ile 235 führt zur Freisetzung eines 52 Aminosäuren langen Aktivierungspeptids vom N-Terminus der schweren Kette und damit zur Bildung des aktiven Enzyms, Faktor Xa. Das katalytische Zentrum des Faktor Xa ist auf der schweren Kette lokalisiert.
Die Aktivierung über den Faktor VIIa-TF (extrinsischen) -Komplex führt zur Bildung von Faktor Xaα (35 kD) und Faktor Xaß (31 kD) , wobei bei geringen Konzentrationen von Faktor Vlla im Komplex auch ein Polypeptid von 42 (kD) auftritt. Die Bildung von Faktor Xaα erfolgt über eine Spaltung bei Arg234/Ile 235 der schweren Kette und repräsentiert die Aktivierung von Faktor X zu Faktor Xa. Das Auftreten von Faktor Xaß resultiert vermutlich aus einer autokatalytischen Spaltung bei Arg469/Gly470 im C-Terminus der schweren Kette von Faktor Xaα und der Abspaltung eines 4.5 kD- Peptides. Faktor Xaß besitzt ebenfalls wie Faktor Xaα katalytische Aktivität. Es wurde jedoch gezeigt, daß durch die Spaltung von Faktor Xaα zu Faktor Xaß eine Plasminogen-Bindungsstelle entsteht und Faktor Xaß gegebenenfalls fibrinolytische Aktivi- tat aufweist bzw. an Fibrinolyse als Cofaktor beteiligt ist. Die Umwandlung von Faktor Xaα zu Faktor Xaß ist jedoch langsamer als die Bildung von Thrombin, wodurch eine Initiierung der Fibrinolyse vor Ausbildung eines Blutklots verhindert wird (Pryzdial et al., 1996, J. Biol. Chem. 271:16614-16620; Pryzdial et al., 1996, J. Biol. Chem. 271:16621-16626) .
Das 42 kD-Polypeptid resultiert aus einer Prozessierung im C- Terminus der schweren Kette zwischen Arg469/Gly470 ohne vorherige Prozessierung zwischen Arg234/Ile 235. Dieses Intermediat besitzt ebenso wie ein Faktor Xaγ-Fragment , das durch Proteolyse bei Lys370 entsteht, keine katalytische Aktivität (Mertens et al., 1980, Biochem. J. 185:647-658; Pryzdial et al., 1996, J. Biol. Chem. 271:16614-16620).
Die Aktivierung von Faktor X im intrinsischen Weg wird katalysiert durch den Faktor IXa-Faktor VIIIa-Komplex. Während der Aktivierung werden die gleichen Prozessierungsprodukte erhalten, jedoch wird das Faktor Xaß-Produkt in einem höheren Ausmaß erhalten als andere Faktor X-Prozessierungsprodukte (Jesty et al . , 1974, J. Biol. Chem. 249:5614).
In vitro kann Faktor X beispielsweise durch Russell ' s Viper Venom (RW) oder Trypsin (Bajaj et al . , 1973, J.Biol. Chem. 248:7729-7741) oder gereinigte physiologische Aktivatoren, wie FVIIa/TF-Komplex oder Faktor IXa/Faktor VIIIa-Komplex aktiviert werden (Mertens et al . , 1980, Biochem. J. 185:647-658).
Kommerziell erhältliche Faktor X-Produkte aus Plasma enthalten zumeist eine Mischung aus Faktor Xaα und Faktor Xaß, da nach Aktivierung von Faktor X zu Faktor Xa in erster Linie Faktor Xaα entsteht, der in einem autokatalytischen Prozeß wiederum zu Faktor Xaß gespalten wird. Um ein einheitliches Faktor Xa-Pro- dukt mit hoher molekularer Integrität herzustellen, wurde in der EP 0 651 054 vorgeschlagen, Faktor X mit RW über einen längeren Zeitraum zu aktivieren, sodaß das resultierende Endprodukt im wesentlichen Faktor Xaß enthielt. Sowohl die Nebenprodukte, beispielsweise Faktor Xaα, als auch die Protease wurden anschließend durch mehrere chromatographische Schritte entfernt. Die cDNA für Faktor X wurde isoliert und charakterisiert (Leytus et al., 1984, Proc . Natl. Acad. Sei., USA, 82:3699-3702; Fung et al., 1985, Proc. Natl. Acad. Sei., USA, 82:3591-3595). Humaner Faktor X wurde in vitro in verschiedenen Zelltypen, wie humanen embryonalen Nierenzellen oder CHO-Zellen exprimiert (Rudolph et al., 1997, Prot.Expr.Purif .10: 373-378; Wolf et al . , 1991, J. Biol. Chem. 266:13726-13730). Es wurde jedoch festgestellt, daß bei der rekombinanten Expression von humanem Faktor X die Prozessierung an Position Arg40/Ala41 im Gegensatz zur in vivo- Situation ineffizient erfolgt und unterschiedliche N-Termini an der leichten Kette von Faktor X entstehen (Wolf et al . , 1991, J. Biol. Chem. 266:13726-13730). Rekombinanter Faktor X (rFX) wurde durch RW in vitro zu rFaktor Xa (rFXa) aktiviert oder rFXa direkt exprimiert, wobei das Aktivierungspeptid von Aminosäure 183 bis Aminosäure 234 deletiert und durch ein Tripeptid ersetzt wurde, um eine Prozessierung unmittelbar in eine zweikettige rFXa-Form zu ermöglichen. Gereinigter rFX wurde zu etwa 70% in leichte und schwere Kette prozessiert, während die verbleibenden 30% einzelkettigen rFX mit 75 kD darstellten. Direkte Expression von rFXa führte zwar zur Bildung von aktivem Faktor Xa, jedoch auch zu inaktiven Intermediaten. Wolf et al . (1991, J. Biol. Chem. 266:13726-13730) stellten weiterhin eine verringerte Aktivität von rekombinantem Faktor X fest, die sie auf die schlechtere Aktivierbarkeit des rFX durch RW sowie auf die inaktive Population an Proteinen und Polypeptiden des einzelkettigen Vorläufermoleküls zurückführten. Insbesondere fanden sie eine hohe Instabilität von rFXa bei Expression durch rekombinante Zellen, was sie auf die hohe Autoproteolyserate zurückführten.
Um die Funktion des C-terminalen Peptides von Faktor Xaα zu untersuchen, führten Eby et al . (1992, Blood 80 (Suppl. 1) : 1214 A) ein Stopcodon an Position Gly430 der Faktor X-Sequenz ein. Sie fanden jedoch keinen Unterschied zwischen der Aktivierungs- rate von Faktor Xa (FXaα) mit b-Peptid oder einer Deletionsmu- tante ohne ß-Peptid (FXaß) .
Faktor Xa ist ein wichtiger Bestandteil des Prothrombinase-Komplexes und könnte daher zur Behandlung von Patienten mit Störungen der Blutgerinnung, beispielsweise bei Hämophilie, verwendet werden .
Insbesondere die Behandlung von Hämophilie-Patienten mit Faktor VIII- oder Faktor IX-Defizienz mit Faktoren-Konzentraten, hergestellt aus Plasma, wird bei längeren Therapiezeiten oft dadurch kompliziert, daß inhibitorische Antikörper gegen diese Faktoren gebildet werden. Es wurde daher eine Reihe von Alternativen entwickelt, um Hämophilie-Patienten mit Faktoren mit einer By-pass- Aktivität zu behandeln. So wurde die Verwendung von Prothrombin- Komplex-Konzentrat , partiell aktiviertem Prothrombinase-Komplex (APPC) , Faktor Vlla oder FEIBA vorgeschlagen. Kommerzielle Präparate mit Faktor VIII-Bypass-Aktivität (FEIBA) sind beispielsweise FEIBA® oder Autoplex® . FEIBA etwa enthält vergleichbare Einheiten an Faktor II, Faktor VII, Faktor IX, Faktor X und FEIBA, geringe Mengen an Faktor VIII und Faktor V, sowie Spuren von aktivierten Koagulationsfaktoren, wie Thrombin und Faktor Xa bzw. einen Faktor mit Faktor X-ähnlicher Aktivität (Elsinger, 1982, Activated Prothrombin Complex Concentrates . Ed. Mariani, Russo, Mandelli, p.77-87). Elsinger weist insbesondere auf die Bedeutung einer "Faktor Xa-like" -Aktivität in FEIBA hin. Faktor VIII-Bypass-Aktivität wurde von Giles et al . (1988, British J. Haematology 9:491-497) für eine Kombination von gereinigtem Faktor Xa und Phospholipiden im Tiermodell gezeigt.
Es besteht daher ein großer Bedarf und eine Reihe von verschiedenen Anwendungsgebieten für Faktor X/Xa oder Faktor X/Xa-ähn- lichen Proteinen, entweder allein oder als Bestandteil eines Koagulationskomplexes in der Blutstillungstherapie.
Die Halbwertszeit von Faktor Xa ist gegenüber dem Zymogen sowohl in vivo als auch in vitro stark herabgesetzt. So kann etwa Faktor X in Glycerin 18 Monate stabil aufbewahrt werden, während Faktor Xa unter gleichen Bedingungen nur 5 Monate stabil ist (Bajaj et al . , 1973, J. Biol. Chem. 248:7729-2241) bzw. in Glycerin bei 4°C nach 8 Monaten eine Reduktion der Aktivität um mehr als 60 % zeigt (Teng et al . , 1981, Thrombosis Res. 22: 213- 220) . Die Halbwertszeit von Faktor Xa beträgt lediglich 30 Sekunden im Serum. Aufgrund der Instabilität von Faktor Xa wurde vorgeschlagen, Faktor X-Präparate zu verabreichen (US 4,501,731). Bei lebensbedrohenden Blutungen, insbesondere bei Hämophilie-Patienten, ist jedoch ein Verabreichung von Faktor X wirkungslos, da durch das Fehlen des funktioneilen "Tenase-Komplexes" im intrinsischen Blutgerinnungsweg keine ausreichende Aktivierung von Faktor X zu Faktor Xa erfolgen kann und die Aktivierung über den extrinsischen Weg oftmals zu langsam erfolgt, um eine rasche Wirkung zu erzielen. Zudem ist bei Hämophilie-Patienten ausreichend Faktor X vorhanden, der jedoch im Vergleich zu Faktor Xa eine lOOOfach geringere Prothrombinase-Aktivität besitzt. In solchen Fällen ist es erforderlich, aktivierten Faktor Xa direkt, gegebenenfalls zusammen mit Phospholipiden, wie bei Giles et al . (1988. British J. Haematology 9:491-497) beschrieben oder mit anderen Koagulationsfaktoren etwa mit Faktor VIII By-pass-Aktivität , zu verabreichen.
Bei der Herstellung von Faktor Xa aus Faktor X erfolgte die Aktivierung bisher zumeist über unphysiologische Aktivatoren tierischen Ursprungs, wie RW oder Trypsin, wobei jedoch absolut sicher gestellt sein mußte, daß das Endprodukt vollständig frei von diesen Proteasen ist. Wie oben schon erwähnt, werden bei der Aktivierung von Faktor X zu Faktor Xa eine Vielzahl teilweise auch inaktiver Intermediate gebildet (Bajaj et al . , 1973, J.Bio. Chem. 248:7729-7741, Mertens et al . , 1980, Biochem. J. 185: 647- 658) . Die Anwesenheit solcher Intermediate führt zu einer Erniedrigung der spezifischen Aktivität des Produktes und gegebenenfalls auch zu solchen Intermediaten, die als Antagonisten der aktiven Serinprotease fungieren können. Zur Herstellung eines einheitlichen, reinen Produktes mit hoher spezifischer Aktivität sind daher bei konventionellen Methoden aufwendige Verfahren zur Aktivierung sowie zur chromatographischen Reinigung erforderlich.
Aufgabe der vorliegenden Erfindung ist es daher eine Präparation zur Verfügung zu stellen, die ein Polypeptid mit Faktor X/Xa-Ak- tivität enthält, das eine hohe Stabilität aufweist und das ohne die Verwendung einer der üblichen Proteasen, insbesondere tierischen Ursprungs, wie beispielsweise RW oder Trypsin zu Faktor Xa aktiviert werden kann. Ein weiteres Ziel ist es eine pharmazeutische Präparation mit Faktor VIII-Bypass-Aktivität bereitzustellen.
Die Aufgabe wird erfindungsgemäß dadurch gelöst, daß ein Faktor X-Analogon zur Verfügung gestellt wird, das eine Modifikation im Bereich der natürlicherweise vorkommenden Faktor Xa-Aktivie- rungsspaltstelle aufweist. Die Modifikation im Bereich der Aktivierungsspaltstelle ist eine neue, nicht-natürlicherweise an dieser Position im Polypeptid vorkommende Erkennungs- bzw. Prozessierungsstelle für eine Protease, die das Polypeptid normalerweise nicht an dieser Stelle spaltet.
Das erfindungsgemäße Faktor X-Analogon weist dabei insbesondere im Aktivierungspeptid, das bei der Aktivierung von Faktor X zu Faktor Xa abgespalten wird, eine Modifikation auf. Die Modifikation betrifft dabei mindestens eine Aminosäure innerhalb der Aminosäuresequenz des Aktivierungspeptids des Faktor X. Die Modifikation ist dabei besonders im C-terminalen Bereich des Aktivierungspeptids und stellt mindestens einen Austausch mindestens einer Aminosäure zwischen Position Gly228 und Arg234 der Faktor X-Aminosäuresequenz dar. Die Position der Aminosäuren ist dabei bezogen auf die Numerierung gemäß der in Fig. 1 dargestellten Sequenz beginnend mit Metl und endend mit Lys488.
Die Modifikation im erfindungsgemäßen Faktor X-Analogon ist vorzugsweise ein Austausch einer an dieser Stelle vorkommenden Faktor Vlla- bzw. Faktor IXa-Prozessierungsstelle gegen eine alternative Spaltstelle einer anderen Protease. Die Modifikation kann dabei eine Substitution mindestens einer Aminosäure oder eine Insertion einer Peptidsequenz, die eine Proteaseerkennungs- bzw. Spaltstelle darstellt, sein. Die Modifikation im erfindungsgemäßen Faktor X-Analogon ist dabei vorzugsweise derart, daß sie für eine Protease aus der Gruppe der Endoproteasen, wie etwa Kexin/Kex2, Furin/PACE, PC1/PC3, PC2 , PC4 , PACE 4, LPC/PC7 (wie in Barr et al . , 1991, Cell 66:1-3 oder der US 5,460,950 beschrieben) , der Serinproteasen, wie etwa Faktor Xlla, Faktor XIa, Faktor Ha, Faktor Xa oder von Kallikrein, oder einem Derivat dieser Proteasen, eine Erkennungs- bzw. Spaltsequenz dar- stellt .
Die Modifikation ist vorzugsweise so ausgewählt, daß die Prozessierung durch eine dieser Proteasen zu einem dem nativen Faktor Xa entsprechenden Polypeptid führt, das im wesentlichen der natürlich vorkommenden Faktor Xa-Sequenz gleicht und ebenfalls Faktor Xa-Aktivität aufweist.
Um eine optimale Prozessierung zu erreichen, kann es in einzelnen Fällen notwendig sein, zusätzlich die Aminosäure Ile235 auszutauschen. Vorzugsweise sollte die NH2-terminale Aminosäure Isoleucin der schweren Kette jedoch nach Aktivierung erhalten bleiben, da dieser Aminosäure bei der Bildung der Substratbindungstasche eine wesentliche Funktion zukommt (Watzke et al . , 1995, Molecular Basis of Thrombosis and Hemostasis ed. Katherine High & Harold Roberts) . Die erfindungsgemäßen Faktor X-Analoge zeigen einen strukturellen Unterschied, insbesondere auf Aminosäure-Ebene im Vergleich zur nativen Faktor X-Sequenz, besitzen jedoch eine vergleichbare Aktivierbarkeit, wie natürlich vorkommender Faktor X bzw. nach Aktivierung Faktor Xa-Aktivität.
Die Erfindung stellt dabei beispielhaft eine Anzahl von Faktor X-Analogen zur Verfügung, die eine Modifikation im Aktivierungs- peptid in bezug auf die natürlich vorkommende Faktor X-Sequenz und eine veränderte Proteasespezifität aufweisen.
Modifikationen können an einer oder mehreren Positionen im Bereich zwischen Aminosäure Gly228 und Arg234, und gegebenenfalls Ile235, bezogen auf die Faktor X-Sequenz mit der Numerierung mit Metl bis Lys 488 gemäß Fig. 1, sein. Aminosäuresubstitutionen können dabei sein an Position Ile235 (Rl) , Arg234, Thr233 (R2) , Leu232 (R3) , Asn231 (R4) , Asn230 (R5) und Asp229 (R6) , wobei jedoch vorzugsweise Arg234 unverändert bleibt.
Die erfindungsgemäßen Faktor X-Analogon enthalten vorzugsweise eine Faktor X-Sequenz mit Gly 228-R6-R5-R4-R3-R2-Arg234 mit Rl= Ile, Val, Ala, Ser oder Thr; R2= Thr, Pro, Gly, Lys oder Arg; R3= Leu, Phe, Lys, Glu, Met, Gin, Ser, Val, Arg oder Pro; R4= Asn, Asp, Ile, Ser, Met, Pro, Thr, Lys oder Arg; R5= Asn, Lys, Ser, Glu, Ala, Gin, His oder Arg und R6= Asp, Phe, Thr, Arg, Leu oder Ser, darstellt.
Bevorzugte Ausführungsformen der erfindungsgemäßen Faktor X- Analoge sind dabei Faktor X-Analoge, die eine Modifikation aufweisen mit
a) Rl=Val, R2=Thr, R3=Phe, R4=Asp, R5=Asn und gegebenenfalls R6=Phe (Figur 2 A) und durch Faktor XIa prozessiert wird; b) Rl=Ser, R2=Arg, R3=Thr, R4=Leu (Fig. 2 B) und durch Flla prozessiert wird; c) Rl=Ile, R2=Pro, R3=Lys, R4=Ile und gegebenenfalls R5=Lys und/oder R6=Thr (Fig. 2 C) oder lR=Ile, R2=Thr, R3=Ser, R4=Thr und gegebenenfalls R5=Lys und/oder R6=Thr (Fig. 2 I) und durch Faktor Xlla prozessiert werden; d) Rl=Ile, R2=Thr, R3=Met, R4=Ser und gegebenenfalls R5=Ser und/oder R6=Leu (Fig. 2 D) und durch Kallikrein prozessiert wird; e) Rl=Ile, R2=Gly, R3=Gln, R4=Pro und gegebenenfalls R5=Lys und/oder R6=Ser (Fig. 2 H) oder
Rl=Ile, R2=Thr, R3=Lys und R4=Met (Fig. 2 E) oder Rl=Ile, R2=Gly, R3=Glu und R4=Ile (Fig. 2 F) und durch Faktor Xa prozessiert werden; f) Rl=Ile, R2=Lys, R3=Arg, R4=Arg und gegebenenfalls R5=Glu und/oder R6=Leu oder
Rl=Ile, R2=Thr, R3=Val, R4=Arg und gegebenenfalls R5=Ala und/oder R6=Leu oder
Rl=Ile, R2=Arg, R3=Val, R4=Arg und gegebenenfalls R5=Gln und/oder R6=Leu oder
Rl=Ile, R2=Arg, R3=Arg, R4=Arg und gegebenenfalls R5=His und/oder R6=Leu oder
Rl=Ile, R2=Lys, R3=Pro, R4=Arg und gegebenenfalls R5=Asn und/oder R6=Leu oder
Rl=Ile, R2=Lys, R3=Arg, R4=Ile und gegebenenfalls R5=Arg und/oder R6=Leu oder
Rl=Ile, R2=Lys, R3=Ser und R4=Arg oder
Rl=Ile, R2=Thr, R3=Val und R4=Arg oder
Rl=Ile, R2=Lys, R3=Leu und R4=Arg (siehe alle Fig. 2 G) , wobei die unter f) genannten durch eine bibasische Endoprotease, wie Furin, PACE, Kexin/Kex2 , Furin/PACE, PC1/PC3 , PC2 , PC4 , PACE 4, LPC/PC7 oder einem Derivat einer dieser Proteasen prozessiert werden.
Eine mögliche Auswahl von Modifikationen und Aminosäureaustauschen, die zu einer veränderten Proteasespezifität führen, sind in Figur 2 A-I angeführt.
Die Modifikationen können dabei beispielsweise durch gerichtete in vitro Mutagenese oder PCR oder andere aus dem Stand der Technik bekannte gentechnische Methoden durchgeführt werden, die dazu geeignet sind, spezifisch eine DNA-Sequenz zu verändern, um gezielt Aminosäurenaustausche auszuführen.
Die Aktivierung des erfindungsgemäßen Faktor X-Analogons zu einem nativen Faktor Xa bzw. einem Faktor Xa-Analogon erfolgt gemäß der vorliegenden Erfindung vorzugsweise durch eine Protease, ausgewählt aus der Gruppe der Endoproteasen, wie etwa Kexin/Kex2, Furin/PACE, PC1/PC3, PC2, PC4 , PACE 4, LPC/PC7, der Gruppe der Serinproteasen, wie etwa Faktor Xlla, Faktor XIa, Faktor Xa, Faktor Ha oder von Kallikrein, oder einem Derivat dieser Proteasen.
Eine der Schwierigkeiten bei der Herstellung von aktivem Faktor Xa ist seine Instabilität, da durch Autokatalyse neben Faktor Xaα und Faktor Xaß auch andere, inaktive Intermediate entstehen. Zur Herstellung von im wesentlichen intakten, aktiven Faktor X/Xa- bzw. Faktor X/Xa-ähnlichen Molekülen wäre es daher wünschenswert, nur solche Proteine zu erhalten, die zu stabilen Endprodukten führen.
Es ist bekannt, daß eine bevorzugte Spaltstelle für die Prozessierung von Faktor Xaα (Fxaα) zu Faktor Xaß (Fxaß) zwischen Arg469/Gly470 liegt. Aufgrund von Untersuchungen von Eby et al . (1992, Blood. Vol. 80, Suppl . 1, 1214) wird neben einem prominenten carboxyterminalen Peptid (Aminosäurereste 476-487) von Faktor X ein weiteres kürzeres Peptid (Aminosäurereste 474 bis 477) gefunden, das durch Autokatalyse von Faktor Xaα entsteht. Um eine gezielte Prozessierung von intaktem Faktor X zu im wesentlichen aktivem Faktor Xa zu focussieren, ohne dabei inaktive Prozessierungs- Intermediate zu erhalten, weisen die erfindungsgemäßen Faktor X-Analoge gegebenenfalls weitere Modifikationen auf .
Das erfindungsgemäße Faktor X-Analogon weist daher gemäß einer besonderen Ausführungsform eine weitere Modifikation im C-termi- nalen Bereich der Faktor X-Aminosäuresequenz auf.
Gemäß einer Ausführungsform weist ein Faktor X-Analogon der oben beschriebenen Art ein intaktes ß-Peptid (Fxα) auf. Das erfindungsgemäße Faktor X-Analogon besitzt dabei insbesondere eine Modifikation im Bereich der C-terminalen ß-Peptidspaltstelle, die verhindert, daß nach Aktivierung von Faktor X zu Faktor Xa eine Abspaltung des ß-Peptids von Faktor X erfolgt. Dadurch wird ein Faktor Xa-Molekül erhalten, das bis zu 100% als intaktes Faktor Xaα-Molekül isoliert werden kann.
Die Modifikation kann eine Mutation, Deletion oder Insertion im Bereich der Faktor X-Aminosäuresequenz zwischen Aminosäureposition Arg46 und Ser476 und gegebenenfalls von Lys 370 sein. Bevorzugt ist jedoch eine Aminosäuresubstitution, bei der durch den Aminosäureaustausch eine die Struktur und damit gegebenenfalls die Funktion und Aktivität des Proteins beeinflussende Faltung des Polypeptides nicht erfolgen kann.
Gemäß einer Ausführungsform weisen die erfindungsgemäßen Faktor X-Analoge einen Austausch einer der Aminosäuren an Position Arg469 und/oder Gly470, wobei Arg469 vorzugsweise gegen Lys, His oder Ile und Gly470 vorzugsweise gegen Ser, Ala, Val oder Thr ausgetauscht ist .
Die erfindungsgemäßen Faktor X-Analoge können neben einer Mutation an Position Arg469 und/oder Gly470 eine weitere Mutation an Position Lys370 und/oder Lys475 und/oder Ser476 aufweisen.
Durch eine Aminosäuresubstitution an einer dieser Positionen wird eine Prozessierung von Faktor Xaα zu Faktor Xaß bzw. Faktor Xaγ vermieden, da die natürlicherweise vorkommende (n) Prozessie- rungssequenz (en) derart modifiziert ist (sind), daß eine gegebenenfalls autokatalytische Abspaltung des Carboxy-terminalen Pep- tids nicht mehr erfolgen kann.
Gemäß einer anderen Ausführungsform weist das erfindungsgemäße Faktor X-Analogon eine Deletion des carboxyterminalen ß-Peptids (FXß) auf. Ein solches Faktor X-Analogon kann hergestellt werden, indem eine cDNA kodierend für ein Faktor X-Analogon in einem rekombinanten Expressionssystem exprimiert wird, wobei nur die Sequenzen kloniert werden, die für die Aminosäuren Metl bis Arg469 kodieren.
Gemäß einer weiteren Ausführungsform weist das erfindungsgemäße Faktor X-Analogon ein Translationsstopsignal im C-terminalen Bereich der Faktor X-Sequenz auf. Das Translationsstopsignal ist dabei vorzugsweise an einer Position, die einer nach natürlicher Prozessierung entstehenden C-terminalen Aminosäure folgt. Das Translationsstopsignal ist daher vorzugsweise an Position der Aminosäure 470 der Faktor X-Sequenz, damit das endständige Arg469 des Faktor Xaß erhalten bleibt. Dazu wird das für die Aminosäure Gly470 kodierende Kodon GGC gegen TAA, TAG oder TGA substituiert .
Ein weiterer Aspekt der vorliegenden Erfindung betrifft Faktor X-Analoge, die durch Behandlung mit einer entsprechenden Protease in vitro zu nativem Faktor Xa bzw. einem Faktor Xa-Analogon aktiviert werden. Abhängig vom Faktor X-Analogon, das eingesetzt und aktiviert wird, wird ein dem nativen Faktor Xa entprechendes und im wesentlichen identes Polypeptid erhalten bzw. ein Polypeptid, das zwar Faktor Xa-Aktivität aufweist, jedoch in bezug auf die native Faktor Xa-Sequenz Modifikationen aufweist, die jedoch nicht die biologische Aktivität beeinträchtigen. Bei Aktivierung von Faktor X-Analogen, die die Modifikation im Bereich des Aktivierungspeptids in der Sequenz des Aktivierungs- peptids aufweisen, werden ausschließlich dem nativen Faktor Xa- Molekül entsprechende Polypeptide erhalten. Weist ein solches Faktor X-Analogon gegebenenfalls zusätzlich ein Translationsstopsignal im C-terminalen Bereich des ß-Peptids auf, so werden Faktor Xaß-homologe Moleküle gewonnen. Wird jedoch ein Faktor X- Analogon eingesetzt, das Modifikation (en) innerhalb der ß-Pep- tidsequenz aufweist, die dazu führt (en) , daß das ß-Peptid nicht abgespalten wird, so wird ein Faktor Xaα-Analogon mit einem Aminosäureaustausch im C-Terminus des Moleküls erhalten.
Die erfindungsgemäßen Faktor X-Analoge weisen ausschließlich Modifikationen auf, die die Spezifität für die Aktivierbarkeit ändern und nicht die Aktivität beeinflussen. Es werden daher in jedem Fall biologisch und funktionell aktive Faktor Xa-Moleküle bzw. Faktor Xa-Analoge gewonnen.
Die Aktivierung in vitro kann durch eine Protease ausgewählt aus der Gruppe der Endoproteasen, wie etwa Kexin/Kex2, Furin/PACE, PC1/PC3, PC2, PC4, PACE 4, LPC/PC7, der Gruppe der Serinprote- asen, wie etwa Faktor Xlla, Faktor XIa, Faktor Xa, oder von Kallikrein, oder einem Derivat dieser Proteasen erfolgen. Es liegt jedoch im Rahmen der vorliegenden Erfindung, jede beliebige Protease, außer RW, Trypsin, Faktor IXa oder Faktor VIIa einzusetzen, sofern sie geeignet ist, das erfindungsgemäße Faktor X-Analogon zu Faktor Xa zu prozessieren.
Gemäß einer weiteren Ausführungsform der Erfindung enthält das Faktor X-Analogon eine Modifikation, die eine Aktivierung des Faktor X-Analogon zu Faktor Xa, vorzugsweise nativem Faktor Xa, in vivo erlaubt. "Nativer" Faktor Xa bedeutet in diesem Zusammenhang, daß der aktivierte Faktor Xa, abgeleitet vom erfindungsgemäßen Faktor X-Analogon, die dem nativem Faktor Xa entsprechende und homologe Aminosäuresequenz aufweist und Faktor Xa-Aktivität besitzt. Die Modifikation ist dabei so gewählt, daß eine Prozessierung von Faktor X zu Faktor Xa durch eine in vivo, also im Körper vorkommende Protease, vorzugsweise eine in der Blutgerinnungskaskade vorkommende Protease erfolgt . Die Protease kann dabei eine Protease ausgewählt aus der Gruppe der Serinpro- teasen, wie etwa Faktor Ha, Faktor Xlla, Faktor XIa, Faktor Xa oder Kallikrein sein. Faktor X-Analoge, die neben der Modifikation im Aktivierungspeptid eine Modifikation im C-terminalen Bereich des Faktor X-Moleküls aufweisen, werden, wie oben beschrieben, auch in vivo in die entsprechenden Faktor Xa-Analoge aktiviert .
Obwohl beispielsweise von Wolf et al . (1991, J. Biol. Chem. 266: 13726-137309) vermutet wurde, daß eine Endopeptidase wie Kex2 , Furin oder PACE an der Prozessierung der von dieser Gruppe beschriebenen Faktor Xa-Deletionsmutante beteiligt ist, geben sie keinerlei Hinweise über den Einfluß einer dieser Proteasen bei der Prozessierung von Faktor X. Ebenso wird in der US 5,660,950 die rekombinante Herstellung von PACE und die Verwendung der Protease zur Verbesserung der Prozessierung von Vitamin-K abhängigen Proteinen beschrieben. In einer Reihe von Aufzählungen mit anderen Blutfaktoren wird auch Faktor X genannt, wobei jedoch diese Aussage verifizierende Daten fehlen.
Im Rahmen der vorliegenden Erfindung wurde zum erstenmal eindeutig gezeigt, daß eine der für den Reifungsprozeß von Faktor X notwendige Protease eine bibasische Endoprotease, insbesondere endogen vorkommendes Furin, ist. In vivo vermittelt die Endoprotease in erster Linie die Spaltung des einzelkettigen Faktor X-Moleküls in die reife Form bestehend aus schwerer und leichter Kette. In vitro vermittelt sie zusätzlich die Abspaltung der Faktor X Propeptid-Sequenz (Beispiel 2) .
Erfindungsgemäße Faktor X-Analoge, die eine Proteasespaltstelle für eine nicht-natürlicherweise in einer Zelle vorkommende Protease aufweisen, werden durch selektive Prozessierungsreaktion nur an den Stellen gespalten, die auch im nativen Faktor X gespalten werden. Dadurch wird rekombinantes Faktor X-Molekül erhalten, das lediglich aus der 22 kD leichten Kette und der ca. 50 kD schweren Kette besteht und nicht durch unspezifische Prozessierung auftretende inaktive Faktor X-Moleküle aufweist. Diese modifizierten Faktor X-Moleküle werden, ebenso wie die nativen Faktor X-Moleküle, nicht durch die intrazelluläre Protease zu Faktor Xa aktiviert. Sie werden erst anschließend durch die entsprechenden Proteasen (vorzugsweise Serinproteasen oder Sub- tilisin-verwandte Proteasen) zu Faktor Xa aktiviert.
Gemäß einer Ausführungsform wird daher ein zweikettiges Faktor X-Analogon zur Verfügung gestellt. Gemäß einer besonderen Ausführungsform werden Faktor X-Analoge bereitgestellt, die vorzugsweise in gereinigter Form als ein- zelkettige Moleküle vorliegen. Durch Expression von Faktor X- Analogon in einer für eine bibasische Protease defizienten Zellen, wird pro-Faktor X als einzelkettiges Molekül erhalten. Das einzelkettige Faktor X-Molekül zeichnet sich durch seine hohe Stabilität und molekulare Integrität aus. Bisher konnte ein einzelkettiges Faktor X-Molekül nicht in gereinigter Form isoliert werden, da es sehr rasch in die zweikettige Form prozessiert wird (Fair et al . , 1984, Blood 64:194-204). Die rekombinanten einzelkettigen Faktor X-Analoge können durch spezifische Prozessierung in die zweikettige Faktor X-Form prozessiert und anschließend zu Faktor Xa bzw. Faktor Xa-Analogon aktiviert werden. Dies kann dadurch erfolgen, daß ein aus einer Protease- defizienten Zelle isoliertes einzelkettiges rekombinantes Faktor X-Molekül mit einer bibasischen Protease, wie Furin/PACE oder Kex2 in Kontakt gebracht wird und in zweikettiges Faktor X-Analogon prozessiert wird.
Zweikettiges Faktor X-Analogon kann zu Faktor Xa bzw. Faktor Xa- Analogon aktiviert werden. Dies kann bespielsweise dadurch erfolgen, daß ein Faktor X-Analogon, das durch eine Modifikation in Bereich des Ak ivierungspeptids eine Furin-spezifische Spalt- stelle aufweist, aus einer Furin-defizienten Zelle als einzelkettiges Molekül isoliert und anschließend durch in Kontakt bringen mit einer Endoprotease in ein aktiviertes Faktor Xa- Molekül prozessiert wird.
Ebenso kann ein isoliertes, einzelkettiges Faktor X-Analogon, das eine Modifikation im Aktivierungspeptid aufweist, die eine alternative Prozessierung durch eine Protease aus der Gruppe der Serinproteasen oder Kallikrein ermöglicht, erst durch Behandlung einer bibasischen Endoprotease, wie etwa Furin, in ein zweikettiges Faktor X-Molekül gespalten und dieses im weiteren Verlauf mit einer Serinprotease derart in Kontakt gebracht werden, daß eine Aktivierung zu Faktor Xa bzw. Faktor Xa-Analogon erfolgt.
Ein als zweikettiges Molekül aus einer Zellkultur isoliertes Faktor X-Analogon kann direkt mit der für die Aktivierung spezi- fischen Protease behandelt werden.
Ein derart erhaltener Faktor Xa bzw. Faktor Xa-Analogon weist aufgrund der selektiven und gerichteten Prozessierungsreaktion eine hohe Stabilität und strukturelle Integrität auf und ist insbesondere frei von inaktiven Faktor X/Xa-Analogon-Intermedia- ten und autoproteolytischen Abbauprodukten.
Ein weiterer Aspekt der vorliegenden Erfindung betrifft die rekombinante DNA kodierend für die erfindungsgemäßen Faktor X- Analoge . Die rekombinante DNA resultiert nach Expression in einem Faktor X-Analogon mit einer Aminosäuresequenz entsprechend dem humanen Faktor X, außer daß es eine Modifikation aufweist, die die Prozessierungsspezifität und Prozessierungsprodukte beeinflußt, wogegen die biologische Koagulans-Aktivität im wesentlichen unbeeinflußt bleibt .
Gemäß einem weiteren Aspekt werden auch transformierte Zellen enthaltend die rekombinante DNA zur Verfügung gestellt.
Ein weiterer Aspekt der Erfindung betrifft eine Präparation enthaltend ein gereinigtes Faktor X-Analogon oder ein Vorläuferprotein davon, das eine Modifikation im Bereich der natürlicherweise vorkommenden Faktor Xa-Aktivierungsstelle aufweist. Die Modifikation im Bereich der Aktivierungsspaltstelle ist eine neue, nicht-natürlicherweise an dieser Position im Polypeptid vorkommende Erkennungs- bzw. Spaltstelle für eine Protease, die das Polypeptid normalerweise nicht an dieser Stelle prozessiert. Die Präparation kann dabei eine gereinigte Präparation von einzel- kettigem oder zweikettigem Faktor X-Analogon sein, wobei die Polypeptide aus einem Zellkultursystem entweder nach Isolierung aus dem Zellkulturüberstand oder aus einem Extrakt einer Zellkultur erhalten werden. Ein aus einem Zellkultursystem vorgereinigtes rekombinantes Faktor X-Analogon kann über aus dem Stand der Technik bekannte Verfahren weiter gereinigt werden. Dazu eignen sich insbesondere chromatographische Verfahren, wie Gel- filtration, Ionenaustauscher- oder Affinitätschromatographie.
Gemäß einer Ausführungsform enthält die erfindungsgemäße Präpa- ration das Faktor X-Analogon vorzugsweise als einzelkettiges Molekül in isolierter Form. Eine derartige Präparation wird dadurch hergestellt, daß ein durch rekombinante Herstellung gewonnenes Faktor X-Analogon als einzelkettiges Molekül aus einem Zellsystem, vorzugsweise einer Zellkultur von Zellen, denen die Endoprotease fehlt, welche die Einzelkette in schwere und leichte Kette spaltet.
Gemäß einem besonderen Aspekt enthält die Präparation einzelkettiges Faktor X-Analogon mit einer Modifikation, die eine Aktivierung zu Faktor Xa durch eine der Proteasen, ausgewählt aus der Gruppe der bibasischen Endoproteasen, wie etwa Kexin/Kex2, Furin/PACE, PC1/PC3, PC2 , PC4 , PACE 4, LPC/PC7 in vitro erlaubt. Die Aktivierung erfolgt dabei durch In-Kontakt-bringen des Faktor X-Analogons mit der Protease, wobei aufgrund der natürlich vorkommenden Prozessierung eine Spaltung in die mature Faktor X- Form und durch die Modifikation eine Abspaltung des Aktivie- rungspeptids erfolgt und Faktor Xa bzw. Faktor Xa-Analogon entsteht .
In der erfindungsgemäßen Präparation kann das Faktor X-Analogon als einzelkettiges Molekül entweder als Faktor Xα (FXα) oder mit einer Deletion des ß-Peptids vorliegen. Die Präparation enthält insbesondere Faktor X-Analogon in enzymatisch inaktiver Form mit einer Reinheit von mindestens 80 %, vorzugsweise 90 %, besonders bevorzugt von 95 %, und enthält keine inaktiven, proteolytischen Intermediate von Faktor X/Xa-Analogon.
Gemäß einer weiteren Ausführungsform enthält die erfindungsgemäße Präparation das Faktor X-Analogon vorzugsweise als zweikettiges Molekül in isolierter Form. Dazu wird beispielsweise ein durch rekombinante Herstellung als einzelkettiges Molekül aus einem Zellsystem gewonnenes Faktor X-Analogon in vitro, also außerhalb der Zelle, durch eine Protease, vorzugsweise eine bi- basische Protease, in die zweikettige Form gespalten. Dies kann dadurch erfolgen, daß die Protease direkt mit dem Kulturüberstand der Faktor X-Analogon exprimierenden Klone gemischt wird, entweder durch Mischen der gereinigten Protease oder eines Zellkulturübersta des einer die Protease in rekombinanter Form exprimierenden Zellkultur, oder durch Co-Kultivierung von Faktor X-Analogon und Protease-exprimierenden Klonen.
Ebenso kann der Zellkulturüberstand, enthaltend das Faktor X- Analogon oder das gereinigte Faktor X-Analogon, mit einer immobilisierten Protease in Kontakt gebracht werden, wobei eine Prozessierung in die zweikettige Form stattfindet. Bei diesem Verfahren ist die Protease vorzugsweise an eine Matrix gebunden und der Zellkulturüberstand oder eine gereinigte Präparation enthaltend das Faktor X-Analogon wird über diese Matrix geleitet. Jedoch ist auch die Immobilisierung des Faktor X-Analogons denkbar, während die Protease in der mobilen Phase ist. Ebenso können die Reaktanden (Faktor X-Analogon und Protease) gemischt und über einen bestimmten Zeitraum inkubiert werden. Die Protease wird anschließend aus dem Gemisch, beispielsweise durch Affinitätschromatographie entfernt.
Die zweikettige Form des Faktor X-Analogons kann auch durch Co- expression der Protease und des Faktor X-Analogon direkt in einer gegebenen Zelle gewonnen und gegebenenfalls gereinigt werden.
Gemäß einer besonderen Ausführungsform der Erfindung enthält die Präparation ein einzelkettiges oder zweikettiges Faktor X-Analogon mit einer Modifikation, die eine Aktivierung zu Faktor Xa bzw. Faktor Xa-Analogon in vitro erlaubt. Die Aktivierung von Faktor X-Analogon zu Faktor Xa bzw. Faktor Xa-Analogon kann dabei erfolgen durch In-Kontakt-bringen des Faktor X-Analogons mit einer Protease, ausgewählt aus der Gruppe der bibasischen Endo- proteasen, wie etwa Kexin/Kex2, Furin/PACE, PC1/PC3, PC2 , PC4, PACE 4, LPC/PC7, der Gruppe der Serinproteasen, wie etwa Faktor Xlla, Faktor XIa, Faktor Ha, Faktor Xa, oder von Kallikrein, oder einem Derivat dieser Proteasen. Die Protease kann dabei an einen Träger immobilisiert sein.
Die erfindungsgemäße Präparation kann als Ausgangsmaterial zur Herstellung und Gewinnung von Faktor Xa dienen. Dazu wird in einem großtechnischen Ansatz die Präparation, enthaltend einzelkettiges oder zweikettiges Faktor X-Analogon, beispielsweise mit einer, gegebenenfalls immobilisierten, Protease unter Bedingungen, die eine optimale Aktivierung von Faktor X-Analogon zu Faktor Xa erlauben, in Kontakt gebracht und Faktor Xa bzw. Faktor Xa-Analogon erhalten. Der so gewonnene Faktor Xa/-Analogon kann anschließend über allgemein bekannte Methoden zu einer pharmazeutischen Zusammensetzung formuliert werden.
Gemäß einer besonderen Ausführung enthält die Präparation, enthaltend das gereinigte, einzelkettige oder zweikettige Faktor X- Analogon, einen physiologisch akzeptablen Träger und ist gegebenenfalls als pharmazeutisches Präparat formuliert. Die Formulierung kann in an sich üblicher Weise erfolgen und mit einem Puffer enthaltend Salze, wie NaCl, CaCl2 , und Aminosäuren, wie Gly- cin und/oder Lysin, bei einem pH im Bereich von 6 bis 8 gemischt und als pharmazeutisches Präparat formuliert sein. Die gereinigte Präparation enthaltend Faktor X-Analogon kann als fertige Lösung, Lyophilisat oder tiefgefroren bis zum Endgebrauch als lagerfähiges Produkt bereitgestellt werden. Vorzugsweise erfolgt die Lagerung der Präparation in lyophilisierter Form und wird mit einer entsprechenden Rekonstitutionslösung in eine optisch klare Lösung gelöst .
Die Präparation gemäß der vorliegende Erfindung kann jedoch auch als Flüssigpräparat bzw. in flüssig-tiefgefrorener Form zur Verfügung gestellt werden. Die erfindungsgemäße Präparation ist besonders stabil, d.h. sie kann auch in gelöster Form über längere Zeit vor der Applikation stehen gelassen werden. Es hat sich gezeigt, daß die er indungsgemäße Präparation für mehrere Stunden bis Tage keinerlei Aktivitätsverlust zeigt.
Die erfindungsgemäße Präparation kann in einer geeigneten Vorrichtung, vorzugsweise einer Applikationsvorrichtung, in Kombination mit einer Protease, ausgewählt aus der Gruppe der Endo- proteasen, wie etwa Kexin/Kex2, Furin/PACE, PC1/PC3 , PC2 , PC4 , PACE 4, LPC/PC7, der Gruppe der Serinproteasen, wie etwa Faktor Ha, Faktor Xlla, Faktor XIa, Faktor Xa, oder von Kallikrein, oder einem Derivat dieser Proteasen, vorliegen.
Die erfindungsgemäße Präparation enthaltend ein Faktor X-Ana- CQ x-y- TJ rt N x-y rt CQ ff x-y- Mi OJ α SU X d CQ ss d ö CQ TJ X TJ tr TJ X ≥ ff 0 F- tr SU OJ x-y
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teile können jedoch auch Phospholipide, Ca-Ionen u.a. sein. Gemäß einer besonderen Ausführungsform der Erfindung enthält die erfindungsgemäße Präparation mindestens eine weitere Komponente mit Faktor VIII-Bypass-Aktivität.
Die erfindungsgemäße Präparation kann als pharmazeutische Präparation mit Faktor Xa-Aktivität als Einkomponenten-Präparat oder in Kombination mit anderen Faktoren als Mehrkomponentenpräparat zur Verfügung gestellt werden.
Vor der Aufbereitung in eine pharmazeutische Präparation wird das gereinigte Protein den üblichen Qualitätskontrollen unterzogen und in eine therapeutisch verabreichbare Form gebracht. Insbesondere wird bei der ■ rekombinanten Herstellung das gereinigte Präparat auf Abwesenheit von zellulären und vom Expressionsvektor stammenden Nukleinsäuren getestet, vorzugsweise gemäß einem Verfahren, wie es in der EP 0 714 987 beschrieben ist.
Da prinzipiell jedes biologische Material mit infektiösen Keimen kontaminiert sein kann, wird zur Herstellung eines sicheren Präparates die Präparation gegebenenfalls zur Inaktivierung bzw. Abreicherung von Viren behandelt .
Gemäß einem weiteren Aspekt der vorliegenden Erfindung wird eine Präparation, enthaltend Faktor Xa-Analogon mit hoher Stabilität und struktureller Integrität, zur Verfügung gestellt, die insbesondere frei ist von inaktiven Faktor X/Xa-Analogon-Intermedia- ten und autoproteolytischen Abbauprodukten und dadurch erhältlich ist, daß ein Faktor X-Analogon der oben beschriebenen Art aktiviert und zu einer entsprechenden Präparation zubereitet wird.
Ein weiterer Aspekt der Erfindung betrifft die Verwendung einer Präparation der oben beschriebenen Art zur Herstellung eines Arzneimittels. Ein Arzneimittel enthaltend ein erfindungsgemäßes Faktor X-Analogon bzw. Faktor Xa-Analogon eignet sich insbesondere zur Behandlung von Patienten mit Störungen der Blutgerinnung, wie etwa Hämophilie-Patienten oder Patienten, welche inhibierende Antikörper gegen die üblicherweise zur Behandlung φ F- CΛ Λ rt X N Q * SU F- SU Ml σ N Φ σ TJ X Dd TJ to F- N φ IQ N CD rt S Dd F- Φ
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kann. Dies erfolgt durch aus dem Stand der Technik bekannte gentechnische Methoden, wie spezifische gerichtete in vitro-Mutage- nese, oder Deletion von Sequenzen, beispielsweise durch Restrik- tionsverdau durch Endonukleasen und Insertion anderer, veränderter Sequenzen, oder durch PCR. Die so hergestellten Faktor X- Mutanten werden dann in ein für die rekombinante Expression geeignetes Expressionssystem inseriert und exprimiert.
Die erfindungsgemäßen Faktor X-Analoge können ebenfalls durch chemische Synthese hergestellt werden.
Die Faktor X-Analoge werden vorzugsweise durch rekombinante Expression hergestellt. Die gentechnische Herstellung kann mit allen gängigen Expressionssystemen, wie z.B. permanenten Zell- linien oder viralen Expressionssystemen, erfolgen. Die permanenten Zellinien werden hergestellt durch stabile Integration der Fremd-DNA in das Wirtszellchromosom von z.B. Vero, MRC5, CHO, BHK, 293, Sk-Hepl, insbesondere Leber- und Nierenzellen, oder durch einen episomalen Vektor, abgeleitet von z.B. Papilloma Virus. Virale Expressionssysteme, wie beispielsweise Vaccinia Virus, Baculovirus oder retrovirale Systeme können ebenfalls eingesetzt werden. Als Zellinien werden allgemein Vero, MRC5 , CHO, BHK, 293, Sk-Hepl, Drüsen-, Leber- und Nierenzellen eingesetzt. Als eukaryontische Expressionssysteme können auch Hefen, endogene Drüsen (z.B. Drüsen transgener Tiere) und andere Zell- typen verwendet werden. Natürlich können auch transgene Tiere zur Expression der erfindungsgemäßen Polypeptide oder Derivaten davon verwendet werden. Zur Expression der rekombinanten Proteine haben sich im speziellen CHO-DHFR" -Zellen bewährt (Urlaub et al., 1980, Proc. Natl. Acad. Sei., USA, 77:4216-4220).
Zur rekombinanten Herstellung der erfindungsgemäßen Faktor X- Analoge können auch prokaryontische Expressionssysteme eingesetzt werden. Hierzu eignen sich insbesondere Systeme, die eine Expression in E. coli oder B. subtilis erlauben.
Die Faktor X-Analoge werden in den entsprechenden Expressions- Systemen unter der Kontrolle eines geeigneten Promotors exprimiert. Im Fall der Expression in Eukaryonten eignen sich dazu φ TJ
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für einen bestimmten Zeitraum inkubiert und anschließend die Protease beispielsweise über eine Affinitätsmatrix entfernt werden.
Das so erhaltene zweikettige Faktor X-Analogon kann anschließend isoliert, gereinigt und bis zur weiteren Verwendung, wie oben beschrieben, stabil gelagert werden.
In einer besonderen Ausführungsform wird zweikettiges, gegebenenfalls gereinigtes Faktor X-Analogon mit einer Protease ausgewählt aus der Gruppe der Endoproteasen, wie etwa Kexin/Kex2, Furin/PACE, PC1/PC3, PC2 , PC4 , PACE 4, LPC/PC7, der Gruppe der Serinproteasen, wie etwa Faktor Xlla, Faktor XIa, Faktor Xa, Faktor Ha, oder von Kallikrein, oder einem Derivat dieser Proteasen, in vitro Kontakt gebracht wird, unter Bedingungen, unter denen das Faktor X-Analogon zu nativem Faktor Xa oder einem Faktor Xa-Analogon aktiviert wird.
Gemäß einer Ausführungsform erfolgt die Aktivierung durch einen chromatographischen Schritt, bei dem die Protease an einen Träger immobilisiert ist. Gereinigtes zweikettiges Faktor X-Analogon wird dazu über eine Matrix, an die die Protease gebunden ist, geleitet und aus dem Eluat gereinigter Faktor Xa isoliert.
Gemäß einer anderen Ausführungsform werden die Komponenten gemischt und die Protease selektiv aus dem Gemisch entfernt.
Es ist natürlich auch eine Kombination von Prozessierung von einzelkettigem pro-Faktor X-Analogon in die zweikettige Faktor X-Analogon-Form und Aktivierung zu Faktor Xa in einem einzigen Verfahren möglich. Einzelkettiges Faktor X-Analogon oder eine Vorstufe davon wird dazu direkt mit einer bibasischen Protease, vorzugsweise Furin oder einem Derivat davon, die eine Prozessierung in schwere und leichte Kette und eine Aktivierung zu Faktor Xa erlaubt, in Kontakt gebracht. Faktor X-Analogon, das keine Spaltstelle für Furin oder einem Derivat davon im Aktivierungs- peptid aufweist, wird gegebenenfalls mit einer weiteren, von der ersten verschiedenen Protease, die jedoch eine Aktivierung ermöglicht, in Kontakt gebracht. Die Proteasen können dabei in ei-
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X-Analogon wird anschließend mit einer Protease, ausgewählt aus der Gruppe der Endoproteasen, wie etwa Kexin/Kex2, Furin/PACE, PC1/PC3, PC2, PC4, PACE 4, LPC/PC7, in Kontakt gebracht, unter Bedingungen unter denen einzelkettiges Faktor X-Analogon in die zweikettige Faktor X-Form gespalten wird. Erfindungsgemäße Faktor X-Analoge, die eine Modifikation im Bereich des Aktivie- rungspeptids aufweisen, die eine Spaltung durch eine dieser Endoproteasen ermöglicht, können durch dieses Verfahren gegebenenfalls direkt durch in Kontakt-bringen mit der Endoprotease von einzelkettigem Faktor X-Analogon zu Faktor Xa bzw. Faktor Xa-Analogon aktiviert werden.
Erfindungsgemäße Faktor X-Analoge, die im Bereich des Aktivie- rungspeptids eine Modifikation aufweisen, die eine Spaltung durch eine Serinprotease oder Kallikrein ermöglicht, werden nach der Herstellung zu zweikettigem Faktor X-Analogon mit einer weiteren, von der ersten verschiedenen Protease in Kontakt gebracht und zu Faktor Xa-Analogon aktiviert.
Gemäß einem Aspekt der Erfindung wird durch das Verfahren eine Präparation enthaltend aktiven Faktor Xa bzw. ein aktives Faktor Xa-Analogon dadurch erhalten, daß, ein wie oben beschrieben hergestelltes, Faktor X-Analogon einem Aktivierungsschritt unterzogen wird und das aktivierte Polypeptid zu einer gereinigten Präparation, die gegebenenfalls als pharmazeutische Zusammensetzung formuliert ist, weiterverarbeitet wird.
Mit den erfindungsgemäßen Faktor X-Analogen, die durch einen oben beschriebenen Prozeß zu Faktor Xa aktiviert werden, wird gereinigter Faktor Xa bzw. Faktor Xa-Analogon mit hoher Stabilität und struktureller Integrität und insbesondere frei von inaktiven Faktor X/Xa-Intermediaten, gewonnen.
Die Erfindung wird anhand der nachfolgenden Beispiele und der Zeichnungsfiguren näher beschrieben, wobei sie jedoch nicht auf diese besonderen Ausführungsbeispiele beschränkt ist.
Beispiel 1 beschreibt die Konstruktion und Expression eines rFaktor X; Beispiel 2 beschreibt die Prozessierung von rFaktor X in schwere und leichte Kette durch Furin; Beispiel 3 beschreibt die Prozessierung von pro-Faktor X mittels immobilisierter Protease; Beispiel 4 beschreibt die Aktivität des in vitro prozessierten rFaktor X; Beispiel 5 beschreibt die Expression von rFaktor X in Furin-defizienten Zellen; Beispiel 6 beschreibt die Konstruktion und Expression von rFaktor X-Analogen; Beispiel 7 beschreibt die Bestimmung der N-Termini der Faktor X-Prozessie- rungsprodukte . Beispiel 8 beschreibt die Expression und Charakterisierung des FX-Analogon mit der Furin-Spaltstelle Arg-Arg- Lys-Arg/Ile (rFX^1^/1' ; Beispiel 9 beschreibt die in vitro- Aktivierung des FX1^1^/1-Proteins durch rFurin-Derivate; Beispiel 10 beschreibt die Funktionalität des in vitro aktivierten rekombinanten FX-Analogon rFX^1®'1; Beispiel 11 beschreibt die in vitro-Aktivierung des rFX-Analogon mit der FXIa-Spaltstelle Asp-Phe-Thr-Arg/Val für FXIa.
Es zeigen:
Figur 1 : Nukleotid-und Aminosäuresequenz von Faktor X
Figur 2 : Schematische Darstellung der Faktor X-Analogen mit modifizierten Proteasen-Schnittstellen im Bereich des
Aktivierungspeptids Figur 3 : Schematische Darstellung des Expressionsvektors phAct-rFX Figur 4: Westernblot-Analyse von rFaktor X exprimiert in
CHO-Zellen vor und nach Amplifikation Figur 5: Westernblot-Analyse von rFaktor X nach in vitro-
Spaltung mit Furinderivaten Figur 6: Westernblot-Analyse von rFaktor X-Molekülen exprimiert in Furin-haltigen und Furin-defizienten Zellen Figur 7: Schematische Darstellung der rFX/rFXa-Analogon-Kon- strukte mit veränderten C-Termini der schweren Kette Figur 8 : Schematische Darstellung der N-Termini der rFaktor
X-Prozessierungsprodukte von Furin-enthaltender und
Furin-defizienter CHO-Zellen vor und nach Behandlung mit rFurin Figur 9: Westernblot-Analyse von rFaktor FXRR^R/I; exprimiert in CHO-Zellen Figur 10: Westernblot-Analyse von rFaktor FX1^1^/1 nach in vitro-Aktivierung mit Furinderivat . Figur 11: Westernblot-Analyse von rFaktor FXDFTR/V nach in vitro-Aktivierung mit Furinderivat .
Die Expressionsvektoren wurden mittels Standard-Klonierungstech- niken (Maniatis et al . , "Molecular Cloning"- A Laboratory Manual, Cold Spring Harbor Laboratory, Cold Spring Harbor, New York, USA, 1983) hergestellt. Die Herstellung von DNA-Fragmenten mittels Polymerase-Ketten-Reaktion (PCR) erfolgte durch allgemeine Methoden (Clackson et al . , 1991m, PCR A practical approach. ED. McPherson, Quirke, Taylor, S. 187-214) .
B e i s p i e l 1 :
Expression und Prozessierung von einzelkettige rFX zu rFX leichte/schwere Kette
a. Herstellung des rFX Expressionsvektors
Zur Herstellung von rekombinantem FX (rFX) wurde die cDNA von FX aus einer humanen Leber Lambda-cDNA-Bank, wie von Messier et al . beschrieben (1991, Gene 99:291-294), isoliert. Aus einem positiven Klon wurde mittels PCR mit Oligonukleotid #2911 (5'- ATTACTCGAGAAGCTTACCATGGGGCGCCCACTG-3 ' ) (SEQ. ID. Nr. 1) als 5'- Primer und Oligonukleotid #2912 (5 ' -ATTACAATTGCTGCAGGGATCCAC-3 ' ) (SEQ. ID. Nr. 2) als 3 ' -Primer ein DNA-Fragment amplifiziert , das die l,467kB FX-kodierende Sequenz sowie 39bp der 3' nicht- translatierten Region, flankiert von einer Xhol-Schnittstelle, am 5 '-Ende und einer Mfel-Schnittstelle am 3 ' -Ende enthält. Zusätzlich wurde durch den Primer #2911 die Sequenz ACC vor das ATG des FX eingebaut, so daß eine optimale Kozak-Translations- initiations-Sequenz entsteht. Anschließend wurde dieses PCR-Pro- dukt als Xhol/Mfel-Fragment in den mit Sall und EcoRI geschnittenen Expressionsvektor phAct kloniert . Das resultierende Ex- pressionsplasmid wurde mit phAct-rFX bezeichnet (Figur 3) . Der Expressionsvektor phAct umfaßt den humanen beta-Actin-Promoter, 78bp 5'UTR sowie das Intron, eine multiple Klonierungsschnitt- stelle und die SV40-Polyadenylierungsstelle .
b. Expression von rFX in CHO-Zellen
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tiert .
B e i s p i e l 2 :
Prozessierung von einzelkettigen rFX in rFX leichte/schwere
Kette durch rFurin-Derivate
Aufgrund der Ähnlichkeit der Spaltstellen zwischen Faktor X Propeptid/N-Terminus der leichten Kette (RVTR-A) und zwischen leichter/schwerer Kette (RRKR^S) mit der Furin-Konsensus-Er- kennungssequenz (RXK/RR^X) bestand die Möglichkeit, die Prozessierung sowohl einzelkettiger als auch Propeptid-haltiger rFX- Moleküle durch rFurin-Derivate in vitro zu verbessern. In der Literatur werden für die beiden Prozessierungsschritte Proteasen vermutet, bei denen es sich jedoch nicht um Furin handelt (Rehemtulla et al . , 1992, Blood 79:2349-2355; Wallin et al . , 1994, Thromb. Res . 1994: 395-403).
Zellkulturüberstände von CHO-rFX und CHO-rFurin ΔTM6xHis (Patentanmeldung EP 0 775 750 A2) sowie CHO-rFX und nicht-transfi- zierter CHO (als Negativkontrolle) wurden im Verhältnis 1:1 gemischt und bei 37°C inkubiert. Aliquote der Reaktionsansätze wurden vor Inkubation (t=0) und nach verschiedenen Inkubationszeiten (t=2, 4, 6 Stunden) mittels Western Blot-Analyse auf prozessierten rFX getestet (Figur 5) . Der Nachweis von rFX in den Zellkulturüberständen erfolgte mittels eines anti-humanen FX Antiserums (Figur 5 A) bzw. eines monoklonalen Antikörpers spezifisch für die leichte Kette des FX (Figur 5 B) .
Im Gegensatz zu dem CHO-rFX/CHO-Gemisch weist das CHO-rFX/CHO- rFurin schon nach zwei Stunden Inkubation bei 37°C (Figur 5 A Spur 7; Figur 5 B Spur 8) eine fast vollständige Prozessierung auf. Einzelkettiger rFX ist zum Großteil in die leichte und schwere Kettenform umgesetzt. Im Bereich der leichten Kette wurden nur noch die prozessierten Propeptid-freien Formen von 22kD (carboxylierte Form) und 20kD (untercarboxylierte Form) in einem Verhältnis von ca. 50:50 gefunden. Durch Optimieren der Zellkulturbedingungen kann dieses Verhältnis zugunsten der carboxylier- ten Form verbessert werden. Die korrekte Abspaltung der Pro-Sequenz zwischen Arg-1 und Ala+1 und die Homogenität des N-Termi- nus der leichten Kette wurde mittels N-terminaler Sequenzierung festgestellt. Im Kontrollexperiment, in dem CHO-rFX mit CHO- Überständen gemischt wurde, ist auch nach einer 6-stündigen Inkubation keine Veränderung des rFX-Bandenmusters zu erkennen (Fig. 5A, Spur 5; Fig. 5B, Spur 6) . Damit wurde nachgewiesen, daß rFurin im Überstand von CHO-Zellen biologisch aktiv ist und sowohl die Prozessierung des Propeptids als auch der schweren/ leichten Kette von rFX durchführen kann.
B e i s p i e l 3 :
Prozessierung von Faktor X mittels an Chelat-Tentakelgel- immobilisiertem rFurin
Um festzustellen, ob ein Substrat durch ein Säulen-gebundenes rFurin-Derivat gespalten werden kann, wurde untersucht, ob als Säulen-Matrix statt Ni2+-NTA-Agarose in einem experimentellen Ansatz Fractogel EMD®-Tentakelgel (Fa. Merck) verwendet werden kann. Da die Metallionen hierbei im Vergleich zur Ni2+-NTA- Agarose räumlich weiter von der eigentlichen Säulen-Matrix entfernt sind, könnte eine verbesserte sterische Zugänglichkeit des Substrats zum gebundenen rFurin-Derivat ermöglicht werden. In dem vorliegenden Ansatz wurde Pro-Faktor X durch Tentakelgel gebundenes rFurin-Derivat prozessiert: Das Fractogel EMD®-Tenta- kelgel wurde nach Herstellervorschrift mit Ni2+-Ionen beladen und mit frischem Serum-freien Zellkulturmedium equilibriert. Anschließend wurde die Säule mit Serum-freiem CHO-rFurin-Derivat- Überstand beladen. Waschschritte erfolgten durch Serum-freies Zellkulturmedium, enthaltend steigende Imidazol-Konzentrationen bis 40mM. Anschließend wurde Pro-Faktor X als Serum-freier CHO- Überstand über die Säule geleitet. Mittels Western Blot-Analyse mit spezifischem Faktor X-Antiserum wurde die Prozessierung von Pro-Faktor X zu zweikettigem Faktor X im Durchfluß der Säule nachgewiesen .
B e i s p i e l 4 :
Aktivität des in vitro prozessierten rekombinanten Faktor X
Rekombinanter Faktor X-Vorläufer wurde mit und ohne rFurin bei 4°C inkubiert. Zu verschiedenen Zeiten wurden Proben entnommen < δ Ω O tu ΓΛ tr CD tr M rt Ω tr F q td N tsi TJ X SU N CD ^ — . CD Ω Ml d φ X SU d rt F- TJ Φ TJ F, X Φ TJ 3 F, d φ φ SU d d F- •™ Φ Φ ff SU d rr o 3 Φ φ F- X O Φ « rt M IQ su o F- d (Q F, V d M tr Φ F- F- F, SU F, d φ TJ CO d ri F, < N Φ 0 Φ
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Tabelle 1
Figure imgf000037_0001
B e i s p i e l 5 :
Expression von rekombinantem Faktor X in Furin-defizienten
Zellen
Wie in den vorangegangenen Beispielen gezeigt, wird bei dem Faktor X-Vorläuferprotein sowohl die Propeptid-Abspaltung als auch die Spaltung der Einzelkette zu leichter/schwerer Kette in vitro durch Furin vermittelt. Dies legt nahe, daß diese Schritte auch in der Zelle endogen durch das ubiquitär vorkommende Furin, abhängig von der jeweilig exprimierten rFaktor X-Menge mit unterschiedlicher Effizienz, bewerkstelligt werden. Dies wiederum führt zur Produktion einer Mischung heterogener rFaktor X-For- men.
Eine Möglichkeit, um eine möglichst homogene und zudem stabile Form von rFaktor X-Molekülen zu erzeugen, ist die Spaltung von rFaktor X durch endogene Proteasen, insbesondere Furin, zu unterbinden und somit funktioneil inaktiven rFaktor X-Vorläufer (welcher durch spätere Downstream-Prozessierung, idealerweise direkt vor Verwendung, in seine funktioneil aktive Form umgewandelt werden kann) zu produzieren. Dieses Verfahren wird speziell bei der Erzeugung von FX-Analogon, die eine Furin-Spaltstelle anstatt der ursprünglichen Aktivierungsstelle enthalten, nützlich sein. Bei diesen Konstrukten kann die Aktivierung solch einer rekombinanten rFX-Mutante in vivo durch das endogene Furin stattfinden und zur Sekretion von aktivierten instabileren rFX-Formen führen. Die Degradation dieser Formen, durch CHO-Proteasen, z.B. in Zellkulturbedigungen mit hoher Zelllyse, während der Lagerung der Zellkulturüberstän- de oder dem Reinigungsverfahren oder durch Autoproteolyse , könnte zu inaktiven Abbauprodukten führen (Wolf et al . , 1991).
Dieses Ziel kann z.B. durch Supplementieren des Zellkulturmediums mit Agentien, das die intrazelluläre Furin-Aktivität reduzieren bzw. ausschalten kann, erreicht werden.
Eine andere Möglichkeit ist, a priori Furin-defiziente Zellen zu verwenden (Möhring et al . , 1983, Infect . Immun. 41:998-1009; Ohnishi et al . , 1994, J. Virol. 68:4075-4079; Gordon et al . , 1995, Infect. Immun. 63:82-87).
Hierfür wurde ein Furin-defizienter CHO-Zeilklon FD11 (Gordon et al., 1995, Infect. Immun. 63:82-87) mit 20 μg phAct-FX und 1 μg pUCSV-neo (enthaltend das Neomycin-Resistenzgen im pUC-Vektor unter der Kontrolle des SV40-Promotors) co-transfiziert . Um stabile Klone zu erhalten, wurde das Medium mit 0,8 μg G418/ml sup- plementiert. Bei Vergleich sezernierter rFaktor X-Moleküle in serumfreien Überständen eines Furin-haltigen und eines Furin-de- fizienten CHO-Klons zeigt sich im Westernblot, daß in den Furin- defizienten Zellen rFaktor X-Vorläufer-Prozessierung unterbleibt und nur einzelkettiger Faktor X-Vorläufer vorliegt (Fig. 6) ; im Gegensatz dazu wird rFaktor X von "normalen" Zellen bei modester Expression noch vollständig, jedoch bei höherer Expression, trotz endogenem Furin, nur noch sehr beschränkt prozessiert. Aufgrund des geringen rFX-Expressionsgrades des verwendeten Zellklons ist die leichte Kette von rFaktor X im Blot hier nicht zu sehen. B e i s p i e l 6 :
Herstellung von Faktor X-Analogen (derzeit nach Ansicht der
Anmelderin der beste Weg zur Ausführung der Erfindung)
6.1. Konstruktion von Expressionsplas iden zur Herstellung von Faktor X-Analogon
Zur Herstellung von rekombinanten rFaktor X-Analogon wurde die Spaltstelle Asn-Leu-Thr-Arg/Ile (Aminosäure 231 bis 235) die zur Aktivierung des Faktor X in Faktor Xa dient, durch eine Spaltstelle spezifisch für eine andere Protease, wie Furin, FXIa, FXa, FXIIa, Flla, oder Kallikrein ersetzt. Die Expressionsplasmide für diese Faktor X-Analogons sind alle vom Plasmid phAct-FX (beschrieben in Beispiel 1) abgeleitet.
Um die Klonierung der Faktor X-Expressionsplasmide zu vereinfachen, wurde das Hindlll-Nael DNA-Fragment aus dem phAct-FX-Ex- pressionsplasmid, das die Faktor X-kodierende Region von Position +1 bis +1116 umfaßt, in die Hindlll/Smal-Restriktions- schnittstellen von Plasmid pUC19 inseriert. Das resultierende Plasmid wurde mit pUC/FX bezeichnet.
Dadurch konnte die Faktor X-Sequenz von Nucleotid an Position 508 bis 705 (Aminosäure 160 bis 235) aus dem pUC/FX-Plasmid leicht entfernt und durch verschieden mutierte Faktor X DNA- Fragmente ersetzt werden. Diese DNA-Fragmente sind mit der dele- tierten Wildtyp Faktor X-Sequenz identisch, außer den Positionen 691 bis 705 (Aminosäure 231 bis 235) , die für neue Spaltstellen kodieren.
Die Wildtyp Faktor X-Sequenz wurde aus dem pUC/FX-Plasmid über Bspl20I- und BstXI-Restriktionsschnitte entfernt. Der 3 ' -Überhang der BstXI-Stelle wurde zusätzlich mit Mung Bean-Nuclease (Biolab) entfernt.
Die mutierten Faktor X DNA-Fragmente wurden mittels PCR hergestellt. Der 5 '-Primer ist identisch für alle Klonierungen und enthält die Faktor X-Sequenz von Position 496 bis 516. Die 3'- Primers enthalten eine Faktor X-komplementierende Sequenz (Position 676 bis 690) und einen nicht-komplementierenden 5'- Überhang, der die Sequenzen für eine neue Spaltstelle und eine Restriktionsschnittstelle trägt. Das amplifizierte PCR-Produkt wurde anschließend mit dem (den) entsprechenden Restriktionsenzym (en) nachgeschnitten und in den vorbereiteten pUC/FX-Vektor
(siehe oben) kloniert .
Anschließend wurden die mutierten Faktor X DNA-Fragmente über Hindlll-Agel aus den pUC/FX-Plasmiden in den phAct-FX-Vektor umkloniert. Die Endkonstrukte sind in Figur 2.1 und 2.2 schematisch dargestellt. Als Referenzkonstrukt ist Faktor X-Wildtyp angegeben. Die Aminosäuren sind im Ein-Buchstaben-Code angegeben, die mutierten Positionen sind zusaetzlich schattiert.
Zur Herstellung einer Asp-Phe-Thr-Arg/Val FXIa-Spaltstelle wurden als 5 '-Primer das Oligonucleotid #1001 (5'-CCC ACA GGG CCC TAC CCC TGT-3') (SEQ. ID. Nr. 3) und als 3 ' -Primer das Oligonucleotid #1002 (5'-ACCA GTT AAC CCT GGT GAA GTC GTT GTC GCC CCT CTC-3 ' ) (SEQ. ID. Nr. 4) benutzt. Daher wurden die Aminosäuren Asn, Leu und Ile an den Positionen 231, 232 und 235 der Faktor X-Sequenz in Asp, Phe und Val ersetzt. Das PCR-Fragment wurde mit Bstl20I und Hpal nachgeschnitten (Fig. 2 A) .
Zur Herstellung einer Arg/Ser Flla-Spaltstelle wurden als 5'- Primer das Oligonucleotid #1001 (5' -CCC ACA GGG CCC TAC CCC TGT- 3') (SEQ. ID. Nr. 3) und als 3 ' -Primer das Oligonucleotid #1003 (5'-ACCA TCG CGA CCT GGT CAG GTT GTT GTC-3 ' ) (SEQ. ID. Nr. 5) benutzt. Daher wurde die Aminosäure Ile an den Positionen 235 in Ser mutiert. Das PCR-Fragment wurde über Bspl20I und Nrul nachgeschnitten (Fig.2 B) .
Zur Herstellung einer Ile-Lys-Pro-Arg/Ile FXIIa-Spaltstelle wurden als 5 '-Primer das Oligonucleotid #1001 (5' -CCC ACA GGG CCC TAC CCC TGT-3') (SEQ. ID. Nr. 3) und als 3 ' -Primer das Oligonucleotid #1004 (5 '-ACC AGA ATC GAT TCT GGG TTT GAT GTT GTC GCC CCT CTC-3') (SEQ. ID. Nr. 6) benutzt. Daher wurden die Aminosäuren Asn, Leu und Thr an den Positionen 231, 232 und 233 der FX- Sequenz in Ile, Lys und Pro mutiert. Das PCR-Fragment wurde mit Bstl20I und XmnI partiell nachgeschnitten (Fig 2 C) . Zur Herstellung einer Ser-Met-Thr-Arg/Ile Kallikrein-Spaltstelle wurden als 5 ' -Primer das Oligonucleotid #1001 (5' -CCC ACA GGG CCC TAC CCC TGT-3') (SEQ. ID. Nr. 3) und als 3 ' -Primer das Oligonucleotid #1005 (5 '-ACC AGA ATC GAT TCT GGT CAT GCT GTT GTC GCC CCT CTC-3') (SEQ. ID. Nr. 7) benutzt. Daher wurden die Aminosäuren Asn, Leu an den Positionen 231, 232 der Faktor X-Sequenz in Ser, Met mutiert. Das PCR- Fragment wurde mit Bstl20I und XmnI partiell nachgeschnitten (Fig. 2 D) .
Zur Herstellung einer Pro-Gln-Gly-Arg/Ile FXa-Spaltstelle wurden als 5 '-Primer das Oligonucleotid #1001 (5' -CCC ACA GGG CCC TAC CCC TGT-3') (SEQ. ID. Nr. 3) und als 3 ' -Primer das Oligonucleotid #1016 (5' -ACC AGA ATC GAT TCT TCC TTG GGG GTT GTC GCC CCT CTC-3') (SEQ. ID. Nr. 8) benutzt. Daher wurden die Aminosäuren Asn, Leu und Thr an den Positionen 231, 232 und 233 des FX-Pro- teins in Pro, Gin und Gly mutiert. Das PCR-Fragment wurde mit Bstl20I und XmnI partiell nachgeschnitten (Fig. 2 H) .
Zur Herstellung einer Met-Lys-Thr-Arg/Ile FXa-Spaltstelle wurden als 5' -Primer das Oligonucleotid #1001 (5 '-CCC ACA GGG CCC TAC CCC TGT-3 ' ) (SEQ. ID. Nr. 3) und als 3 ' -Primer das Oligonucleotid #1014 (5' -ACC AGA ATC GAT TCT CGT TTT CAT GTT GTC GCC CCT CTC-3 ' ) (SEQ. ID. Nr. 9) benutzt. Daher wurden die Aminosäuren Asn, Leu an den Positionen 231, 232 des FX-Proteins in Met, Lys mutiert. Das PCR-Fragment wurde mit Bstl20I und XmnI partiell nachgeschnitten (Fig. 2 E) .
Zur Herstellung einer Ile-Glu-Gly-Arg/Ile FXa-Spaltstelle wurden als 5 '-Primer das Oligonucleotid #1001 (5' -CCC ACA GGG CCC TAC CCC TGT-3') (SEQ. ID. Nr. 3) und als 3 ' -Primer das Oligonucleotid #1015 (5' -ACC AGA ATC GAT TCT TCC CTC GAT GTT GTC GCC CCT CTC-3 ' ) (SEQ. ID. Nr. 10) benutzt. Daher wurden die Aminosäuren Asn, Leu, Thr an den Positionen 231 bis 233 des FX-Proteins in Ile, Glu, Gly mutiert. Das PCR-Fragment wurde mit Bstl20I und XmnI partiell nachgeschnitten (Fig. 2 F) .
Zur Herstellung einer Arg-Arg-Lys-Arg/Ile Furin-Spaltstelle wurden als 5 '-Primer das Oligonucleotid #1001 (5' -CCC ACA GGG CCC TAC CCC TGT-3 ' ) (SEQ. ID. Nr. 3) und als 3 ' -Primer das Oligonuc- leotid #1006 (5' -ACC AGA ATC GAT TCT TTT CCT CCT GTT GTC GCC CCT CTC-3') (SEQ. ID. Nr. 11) benutzt. Daher wurden die Aminosäuren Asn, Leu und Thr an Position 231 bis 233 in Arg, Arg und Lys mutiert. Das PCR-Fragment wurde mit Bspl20I und XmnI nachgeschnitten (Fig. 2 G) .
Zur Herstellung einer Arg-Val-Arg-Arg/Ile Furin-Spaltstelle wurden als 5 '-Primer das Oligonucleotid #1001 (5' -CCC ACA GGG CCC TAC CCC TGT-3') (SEQ. ID. Nr. 3) und als 3 ' -Primer das Oligonucleotid #1007 (5' -ACC AGA ATC GAT TCT CCT CAC CCT GTT GTC GCC CCT CTC-3 ' ) (SEQ. ID. Nr. 12) benutzt. Daher wurden die Aminosäuren Asn, Leu und Thr an Position 231 bis 233 in Arg, Val und Arg mutiert. Das PCR-Fragment wurde mit Bspl20I und XmnI partiell nachgeschnitten (Fig. 2 G) .
Zur Herstellung einer Arg-Arg-Arg-Arg/Ile Furin-Spaltstelle wurden als 5 '-Primer das Oligonucleotid #1001 (5' -CCC ACA GGG CCC TAC CCC TGT-3') (SEQ. ID. Nr. 3) und als 3 '-Primer das Oligonucleotid #1008 (5' -ACC AGA ATC GAT TCT CCT CCT CCT GTT GTC GCC CCT CTC-3 ' ) (SEQ. ID. Nr. 13) benutzt. Daher wurden die Aminosäuren Asn, Leu und Thr an Position 231 bis 233 in Arg, Arg und Arg mutiert. Das PCR-Fragment wurde mit Bspl20I und XmnI partiell nachgeschnitten (Fig. 2 G) .
Zur Herstellung einer Arg-Pro-Lys-Arg/Ile Furin-Spaltstelle wurden als 5' -Primer das Oligonucleotid #1001 (5' -CCC ACA GGG CCC TAC CCC TGT-3') (SEQ. ID. Nr. 3) und als 3 ' -Primer das Oligonucleotid #1009 (5' -ACC AGA ATC GAT TCT TTT GGG CCT GTT GTC GCC CCT CTC-3') (SEQ. ID. Nr. 14) benutzt. Daher wurden die Aminosäuren Asn, Leu und Thr an Position 231 bis 233 in Arg, Pro und Lys mutiert. Das PCR-Fragment wurde mit Bspl20I und XmnI partiell nachgeschnitten (Fig. 2 G) .
Zur Herstellung einer Ile-Arg-Lys-Arg/Ile Furin-Spaltstelle wurden als 5 '-Primer das Oligonucleotid #1001 (5' -CCC ACA GGG CCC TAC CCC TGT-3') (SEQ. ID. Nr. 3) und als 3 ' -Primer das Oligonucleotid #1010 (5' -ACC AGA ATC GAT TCT TTT CCT GAT GTT GTC GCC CCT CTC-3') (SEQ. ID. Nr. 15) benutzt. Daher wurden die Aminosäuren Asn, Leu und Thr an Position 231 bis 233 in Ile, Arg und Lys mutiert. Das PCR-Fragment wurde mit Bspl20I und XmnI partiell nachgeschnitten (Fig. 2 G) .
Zur Herstellung einer Arg-Ser-Lys-Arg/Ile Furin-Spaltstelle wurden als 5 '-Primer das Oligonucleotid #1001 (5' -CCC ACA GGG CCC TAC CCC TGT-3') (SEQ. ID. Nr. 3) und als 3 ■ -Primer das Oligonucleotid #1011 (5' -ACC AGA ATC GAT TCT TTT GCT CCT GTT GTC GCC CCT CTC-3') (SEQ. ID. Nr. 16) benutzt. Daher wurden die Aminosäuren Asn, Leu und Thr an Position 231 bis 233 in Arg, Ser und Lys mutiert. Das PCR-Fragment wurde mit Bspl20I und XmnI partiell nachgeschnitten (Fig. 2 G) .
Zur Herstellung einer Arg-Val-Thr-Arg/Ile Furin-Spaltstelle wurden als 5 '-Primer das Oligonucleotid #1001 (5' -CCC ACA GGG CCC TAC CCC TGT-3') (SEQ. ID. Nr. 3) und als 3 ' -Primer das Oligonucleotid #1012 (5' -ACC AGA ATC GAT TCT GGT CAC CCT GTT GTC GCC CCT CTC-3') (SEQ. ID. Nr. 17) benutzt. Daher wurden die Aminosäuren Asn, Leu an Position 231, 232 in Arg, Val mutiert. Das PCR-Fragment wurde mit Bspl20I und XmnI partiell nachgeschnitten (Fig. 2 G) .
Zur Herstellung einer Arg-Leu-Lys-Arg/Ile Furin-Spaltstelle wurden als 5 '-Primer das Oligonucleotid #1001 (5' -CCC ACA GGG CCC TAC CCC TGT-3') (SEQ. ID. Nr. 3) und als 3 ' -Primer das Oligonucleotid #1013 (5' -ACC AGA ATC GAT TCT TTT GAG CCT GTT GTC GCC CCT CTC-3') (SEQ. ID. Nr. 18) benutzt. Daher wurden die Aminosäuren Asn und Thr an Position 231 und 233 in Arg und Lys mutiert. Das PCR-Fragment wurde mit Bspl20I und XmnI partiell nachgeschnitten (Fig. 2 G) .
Zur Herstellung einer Thr-Ser-Thr-Arg/Ile FXIIa- Spaltstelle wurden als 5 '-Primer das Oligonucleotid #1001 (5' -CCC ACA GGG CCC TAC CCC TGT-3') (SEQ. ID. Nr. 3) und als 3 ' -Primer das Oligonucleotid #1017 (5' -ACC AGA ATC GAT TCT CGT GCT CGT GTT GTC GCC CCT CTC-3') (SEQ. ID. Nr. 19) benutzt. Daher wurden die Aminosäuren Asn, Leu an den Positionen 231, 232 des FX-Proteins in Ile, Lys mutiert. Das PCR-Fragment wurde mit Bstl20I und XmnI partiell nachgeschnitten (Fig. 2 I) . 6.2. Konstruktion von Expressionsplasmiden für die Herstellung von FXß-Analogen.
Diese Konstrukte wurden von den oben beschriebenen Faktor X-Ana- logon-Konstrukten abgeleitet, indem ein TGA-Stopcodon an Position 470 eingebaut wurde. Dazu wurden die Aminosäuren von Position 457 auf cDNA-Level bis zum Stopcodon durch Spei und partiellen BstEII-Verdau entfernt und mit dem Oligonucleotidpaar #0003 (5' -GTC ACC GCC TTC CTC AAG TGG ATC GAC AGG TCC ATG AAA ACC AGG TGA A-3 * ) (SEQ. ID. Nr. 20) und #0004 (5'-CTA GTT CAC CTG GTT TTC ATG GAC CTG TCG ATC CAC TTG AGG AAG GCG-3 ' ) (SEQ. ID. Nr. 21) ersetzt. Eine schematische Darstellung der Faktor Xß-Analogon-Konstrukte ist in Fig. 7 gezeigt. Zur Vereinfachung der Abbildung wurden alle Faktor Xß-Analoge als ein allgemeines Konstrukt dargestellt, in dem die variablen Aminosäuren in der Spaltstellenregion als schattiertes "X" angegeben sind.
6.3. Konstruktion von Expressionsplamiden für die Herstellung von FXa-Analogon
Mit der Aktivierung des Faktor X durch die Abspaltung des 4,5 kDa-Aktivierungspeptids am N-terminalen Ende der schweren Kette entsteht die Faktor Xaα-Form. Diese Form wird anschließend durch auto-proteolytische Aktivität und Abspaltung des C-Terminus der schweren Kette zwischen Arg 469 und Gly 470 in die FXaß-Form umgesetzt. Zur Herstellung von Faktor X-Expressionsplasmiden, die zur Produktion von Faktor X führen, die nach Aktivierung ausschließlich als FXaα-Form mit intaktem ß-Peptid vorliegen, wurde die Aminosäure Arg469 in Lys mutiert, sodaß keine Prozessierung im C-terminalen Bereich der schweren Kette mehr stattfinden kann.
Dazu wurde die C-terminale Aminosäuresequenz des Faktor X von Position 1363 bis zum Stopsignal durch partiellen BstEII-Spel- Verdau entfernt und durch zwei zusammenligierte Oligonucleotid- paare ersetzt. Oligonucleotid #0005 (5' -GTC ACC GCC TTC CTC AAG TGG ATC GAC AGG TCC ATG AAA ACC AAG GGC TTG CCC AAG-3 ' ) (SEQ. ID. Nr. 22) und Oligonucleotid #0006 (5' -TTG GCC TTG GGC AAG CCC TTG GTT TTC ATG GAC CTG TCG ATC CAC TTG AGG AAG GCG-3') (SEQ. ID. Nr. 23) wurden mit Oligonucleotid #0007 (5' -GCC AAG AGC CAT GCC CCG GAG GTC ATA ACG TCC TCT CCA TTA AAG TGA GAT CCC A-3 ' ) (SEQ. ID. Nr. 24) und Oligonucleotid #0008 (5'-CTA GTG GGA TCT CAC TTT AAT GGA GAG GAC GTT ATG ACC TCC GGG GCA TGG CTC-3 ' ) (SEQ. ID. Nr. 25) ligiert . Die Mutation der Aminosäure Arg469 wird durch das Oligonucleotidpaar #0005-#0006 eingeführt. Eine schematische Darstellung der FX-Analoge ist in Figur 7 gezeigt.
B e i s p i e l 7 :
Bestimmung der N-Termini von Faktor X und Prozessierungsproduk- ten mit und ohne rFurin
Rekombinanter Faktor X wurde, wie in Beispiel 1 beschrieben, in CHO-Zellen mit endogenem Furin bzw. , wie in Beispiel 5 beschrieen, in Furin-defizienten Zellen exprimiert. rFaktor X wurde sowohl aus a) nicht vorbehandeltem, b) weitere 12 Stunden bei 37°C inkubiertem und c) 12 Stunden bei 37°C mit CHO-rFurin-Überstand vorbehandeltem Zellkulturüberstand hochexprimierender CHO-rFX- Klone, als auch aus d) nicht vorbehandeltem und e) 12 Stunden bei 37°C mit CHO-rFurin-Überstand vorbehandeltem Zellkulturüberstand von CHO-FDll-rFX-Klone isoliert. Die N-terminalen Aminosäuren von Faktor X und Prozessierungsprodukten der einzelnen Reaktionsansätze a) bis e) wurden über Edman-Analyse bestimmt. Figur 8 zeigt eine schematische Darstellung der Ergebnisse.
Der rFaktor X aus hochexprimierenden CHO-Zellen tritt in Form der reifen schweren und leichten Ketten, sowie einzelkettig, zum Teil noch Propeptid-haltig auf. Nach einer Inkubation dieser Zellkulturüberstände für 12 Stunden bei 37°C (b) treten zusätzlich, wie schon von Wolf et al . (1991, J. Bio. Chem. 266:13726- 13730) beschrieben, fehlerhafte N-Termini der rFX leichten Kette mit 3 zusätzlichen Aminosäuren Val38-Thr39-Arg40 auf. Diese kryptischen Enden werden auch bei der Sequenzierung von rFX- Material aus nicht vorbehandelten CHO-FD11-Zellen (d) gefunden. Diese Beobachtung zeigt, daß das Auftreten von diesen fehlerhaften N-Termini vermieden werden kann, indem optimierte Bedingungen bzw. Zellkulturbedingungen, Lagerung und Reinigungsverfahren zur Minimierung der rFX-Proteolyse durch CHO-Proteasen, benützt werden. Im Gegensatz zu dem gereinigten Material aus CHO-Zellen (a und b) ist der rFX aus nicht amplifizierten, Furin-defizienten Zellen (d) nur in Form unprozessierter einzelkettiger Vorläufer vorhanden. Es werden auch keine N-terminalen Sequenzen gefunden, die dem Propeptid-Anteil entsprechen. Damit wurde gezeigt, daß die Prozessierung von einzelkettigem rFX-Vorläufer in leichte/ schwere Kette in Furin defizienten CHO-Zellen (d) nicht mehr stattfindet, was auf eine zentrale Rolle der Endoprotease Furin in diesem Prozessierungschritt in vivo schliessen läßt.
Zusätzlich wurde gezeigt, daß die Prozessierung Propeptid-halti- ger rFX-Moleküle auch in Furin-defizienten CHO-Zellen stattfindet und daher Furin in vivo keine essentielle Rolle in diesem Prozessierungsschritt spielt. Durch die Inkubation von rFX aus CHO-Zellen (c) und CHO-FDll-Zellen (e) in Gegenwart von Furin werden ausschließlich leichte und schwere Ketten mit korrekten N-Termini gefunden. Damit wurde nachgewiesen, daß sowohl die einzelkettigen FX-Vorläufer als auch die Propeptid-haltigen rFX- Moleküle, durch in vitro-Prozessierung in homogenen, reifen Faktor X umgesetzt werden. Damit weist der in Gegenwart von Furin prozessierte Faktor X eine aussergewöhnliche strukturelle Integrität und Homogenität auf .
B e i s p i e l 8:
Expression und Charakterisierung des FX-Analogon mit der Furin- Spaltstelle Arg-Arg-Lys-Arg/Ile (rFX11*1^/1) .
Zur Herstellung von rekombinantem FxRRKR' -Protein wurden das FX-Expressionsplasmid mit der Spaltstelle Arg-Arg-Lys-Arg/Ile
(siehe Beispiel 6.1, Fig. 2 G) und das Selektionsplasmid pSV/dhfr, wie im Beispiel 1 beschrieben, in CHO-Zellen co- transfiziert . Die Western Blot-Analyse der Zellkultur-Überstände
(Figur 9) zeigt, daß das rekombinante Protein vorwiegend in der doppelkettigen Form vorliegt. Im Vergleich zu Plasma FX läuft die schwere Kette bei 46kD anstatt 50kD, was vermutlich auf unterschiedliche Verzuckerungen des rekombinanten Proteins zurückzuführen ist. Zusätzlich sind, wie auch schon bei der Expression von Wild-typ rFX beobachtet (Beispiel l.b.), geringe Mengen an einzelkettigem Vorläufer (SC) sowie die LC4- Isoform der leichten Kette sichtbar. Diese molekularen Formen des rFX-
Analogon weisen auf eine Limitierung sowohl der Prozessierung des einzelkettigen FX-Vorläufers durch endogene Proteasen als auch der γ-Carboxylierung der leichten Kette hin. Obwohl die in das FX-Analogon eingefügte Spaltstelle eine Furin-Consensus- Sequenz repräsentiert, sind keine Proteinbanden, die den aktivierten Formen des Proteins entsprächen (35kD, 31kD) sichtbar. Die Struktur im Bereich der Spaltstelle sowie die umgehende Aminosäuresequenz dürften dazu führen, daß die Prozessierung der modifizierten Aktivierungsstelle durch Furin nur suboptimale Bedingungen darstellen.
B e i s p i e l 9:
In vitro-Aktivierung des rF RR^ ' ■*•-Proteins durch rFurin- Derivate
Die Aktivierbarkeit des rekombinanten FX-Analogons in die α (35kD) und ß (31kD) FXa-Formen durch rFurin in vitro wurde, wie in Beispiel 2 für Mischexperimente beschrieben, getestet, mit dem Unterschied, daß gereinigte rFurin-Derivate rFurinΔCys- Spacer-lOxHis, beschrieben in der Patentanmeldung EP 0 775 750 A2, in lOmM Hepes, pH 7,0, 150mM NaCl, 2mM CaCl2 und 0,2% BSA statt CHO-rFurin-Überständen benützt wurden. Im Kontrollexperiment ohne rFurin wurde der CHO-rFX-Analogon-Überstand mit dem Puffer lOmM Hepes, pH 7,0, 150mM NaCl, 2mM CaCl2 und 0,2% BSA in einem Verhältnis von 1:1 gemischt. Aliquots der Ansätze vor und nach einer Inkubationszeit von 6, 24, 48 und 72 (t=0, 6, 24, 48, 72) Stunden bei 37°C, wurden mittels Western Blot auf rFX-Akti- vierung getestet (Fig. 10) . Während das Bandenmuster von rpχRRKR/I -j_n Abwesenheit des rFurin-Derivates selbst nach 72 Stunden Inkubation unverändert ist (Fig. 10 B) wird in Anwesenheit von rFurin schon nach 6 Stunden (Fig. 10 A, Spur 5) eine 35kD-schwere Proteinbande, die der α-Form von plasmatischem FX entspricht, sichtbar (Fig. 10 A, Spur 9) . Im Laufe der Inkubation akkumuliert diese α-Form und nach 72 Stunden Inkubation (Fig. 10 A, Spur 8) sind etwa 50 % des Ausgangsmaterials (HC) in die aktivierte Form umgesetzt worden. Die zusätzliche 31kD schwere Proteinbande, die nach 24 Stunden (Fig. 10 A, Spur 6) erkennbar wird und der ß-Form des aktivierten Plasma FX (Fig. 10 A, Spur 9) entspricht, zeigt, daß die aus rekombinantem FX-Analogon entstandene α-Form eine autoproteolytische Aktivität besitzt und daher funktionell ist.
Diese Ergebnisse weisen nach, daß die heterologe Aktivierungsspaltstelle Arg-Arg-Lys-Arg/Ile im rFX-Analogon durch rFurin- Derivate in vitro spezifisch erkannt und korrekt gespalten wird, und somit zur Aktivierung des rFX-Analogon in - und ß-FXa- Moleküle geeignet ist.
B e i s p i e l 10:
Funktionalität des in vitro aktivierten rekombinanten FX-
Analogons rpχRRKR/I#
Aliquots der Mischexperimente aus Beispiel 9 wurden mit einem Chromogen-Test auf FXa-Aktivität untersucht. Dazu wurden die Aliquots mit dem Chromogensubstrat S2337 (600μM) in 50mM Tris, pH 7,3, 150mM NaCl, 0,1% BSA versetzt. Nach einer Inkubationszeit von 3 Minuten bei 37°C wurde die Reaktion mit 20% Essigsäure gestoppt und anschließend die OD bei 405nm gemessen. Im Vergleich mit einer Eichgerade, erstellt mittels gereinigtem, RW-aktiviertem Plasma FXa, wurde die Menge an rekombinanter FXa-Aktivität in den Reaktionsansätzen bestimmt. Die Ergebnisse dieser Analyse, die eingesetzten Antigenmengen (ELISA-Werte) , sowie die daraus berechnete spezifische Aktivität sind in Tabelle 2 dargestellt.
Um unspezifische amidolytische Aktivitäten in der rFurin-Lösung und dem CHO-Zellkulturüberstand auszuschließen, wurde auch das Gemisch eines Überstandes nicht transfizierter CHO-Zellen mit gereinigtem rFurin-Derivat auf FXa-Aktivität (CHO+rFurin) untersucht. In diesem Gemisch, genau wie im rFX-Analogon/Puffer-Ge- misch (rFXRRKR/I+Puffer) , konnte auch nach 72 Stunden Inkubation keine FXa-Aktivität gemessen werden. Im Gegensatz dazu war bei der rFXRR^-R'I/rFurin-Reaktion bereits nach 6 Stunden Inkubation eine rFXa-Aktivität von 56mU meßbar, die konstant im Laufe der Inkubation anstieg und nach 72 Stunden 133mU erreichte. Obwohl zu diesem Zeitpunkt, laut Western Blot, nur etwa die Hälfte des rFX-Analogons in die aktivierten α- und ß-Formen umgesetzt wor- den war (Fig.10 A, Spur 8), erreichte das in vitro aktivierte rFX-Analogon-Material mit 190mU/μg eine weit höhere spezifische Aktivität als der mit RW vollständig aktivierte Plasma FX (153mU/μg) . Die gemessenen Aktivitätssteigerungen spiegeln sich im Auftreten der α- und ß-Formen im Western Blot wider (Fig. 10 A, Spur 5-8) .
Damit wird nachgewiesen, daß in FX heterologe Protease-Schnitt- stellen eingebaut werden können, letztere von der zugehörigen Protease erkannt und gespalten werden, und hochwertiger rFXa (oder ggf. rFXa-Analoge mit FXa-Aktivität) in funktioneller Form rekombinant hergestellt werden kann.
Tabelle 2
Figure imgf000049_0001
B e i s p i e l 11 :
In vitro-Aktivierung von rFX-Analogon mit der FXIa-Spaltstelle
Asp-Phe-Thr-Arg/Val (rFXDFTR/v) durch plasmatischen FXIa.
Durch Mutagenese der FX-Aktivierungssequenz in eine FXIa-Spaltstelle wurde ein FX-Analogon-Konstrukt hergestellt. Anschlies- send wurden stabile CHO-Zellklone erstellt, die diese Moleküle exprimieren. CHO-Zellkulturüberstand mit rFXDFTR'v wurden mit gereinigtem plasmatischen FXIa (lOOμg/ml) in Anwesenheit von lOmM Tris, pH 7,3, 150mM NaCl, 8mM CaCl2 , PCPS und 0,1% BSA gemischt und auf 37°C für verschiedene Zeiten inkubiert. Als Negativkontrolle wurde der Zellkulturüberstand nur mit dem BSA-hal- tigen Puffer inkubiert. Das rFXDFT 'v-Protein und die resultierenden Aktivierungsprodukte wurden mittels Western Blot-Analyse charakterisiert (Figur 11) . Wie im Gemisch ohne FXIa vor der Inkubation (t=0) erkennbar ist, wird das rekombinante Protein (Fig. 11, Spur 5) fast identisch zum plasmatischen FX (Spur 2) in der doppelkettigen Form sekretiert mit dem Unterschied, daß die schwere Kette (HC) , wie auch schon beim rFXRRKR aus dem Beispiel 8 beobachtet, ein geringfügig kleineres Molekulargewicht als 50kD hat. Während der Inkubation dieses Gemisches bei 37°C (Fig. 11, Spur 6) ist keine wesentliche Änderung des Bandenmusters sichtbar. Im CHO-rFX/FXIa-Gemisch sind, schon kurz nach der Zugabe von gereinigtem FXIa aber vor der eigentlichen Inkubation des Zellkulturüberstandes (Fig. 11, Spur 3), Proteinbanden von 35kD und 31kD zu erkennen, die der Größe der plasmatischen α- und ß-Formen der schweren Kette (Fig. 11, Spur 9) entsprechen. Diese beiden Formen nehmen nach 4 stüπdiger Inkubation mit FXIa stark zu (Fig. 11, Spur 4) .
Hierdurch wurde gezeigt, daß ein FX-Analogon, das die heterologe Proteaseschnittstelle für ein in der Gerinnungskaskade aktives proteolytisches Enzym trägt, vom letzteren auch erfolgreich prozessiert werden kann.
Zusätzlich wird durch das Auftreten der rFXaß-Bande, dem Ergebnis der autoproteolytischen Aktivität des rFXaα-Analgon, erfolgreich die funktioneile Aktivität des resultierenden rFXaα-Analo- gen gezeigt . SEQUENZPROTOKOLL
: i ) ALLGEMEINE ANGABEN :
ANMELDER :
(A NAME: IMMUNO AG (B STRASSE: Industriestrasse 67 (C ORT: Wien (D BUNDESLAND: Austria (E LAND: Austria (F POSTLEITZAHL: 1220
(A: NAME: Michele Himmelspach (B : STRASSE: Breitstetten 19
(C ORT : Leopoldsdorf
(D; BUNDESLAND: Austria
(E LAND: Austria (F POSTLEITZAHL: 2285
(A NAME: Uwe Schlokat (B STRASSE: Hauptstrasse 51 (C ORT : Orth/Donau (D BUNDESLAND: Austria
(E : LAND : Austria ( F: POSTLEITZAHL: 2304
(A: NAME : Andreas Fisch (B : STRASSE: Wiener Strasse 14
(C ORT : Orth/Donau (D BUNDESLAND: Austria (E LAND: Austria (F POSTLEITZAHL: 2304
(A NAME: Friedrich Dorner (B STRASSE: Peterlinigasse 17 (C ORT: Wien (D BUNDESLAND: Austria (E LAND: Austria (F POSTLEITZAHL: 1238
(A NAME: Johann Eibl (B STRASSE: Gustav Tschermakgasse 2 (C ORT : Wien (D BUNDESLAND: Austria (E LAND: Austria (F POSTLEITZAHL: 1180
(ii) BEZEICHNUNG DER ERFINDUNG: Faktor X Analoge mit modifizierter Proteasespaltstelle
(iii) ANZAHL DER SEQUENZEN: 27
(iv) COMPUTER- ESBARE FASSUNG:
(A) DATENTRÄGER: Floppy disk
(B) COMPUTER: IBM PC compatible
(C) BETRIEBSSYSTEM: PC-DOS/MS-DOS
(D) SOFTWARE: Patentin Release #1.0, Version #1.30 (EPA) ( 2 ) ANGABEN ZU SEQ ID NO : 1 :
(i) SEQUENZKENNZEICHEN:
(A) LÄNGE: 34 Basenpaare
(B) ART: Nucleotid
(C) STRANGFORM: Einzelstrang
(D) TOPOLOGIE: linear
(ii) ART DES MOLEKÜLS: Genom-DNA (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ ID NO: 1: ATTACTCGAG AAGCTTACCA TGGGGCGCCC ACTG 34
(2) ANGABEN ZU SEQ ID NO : 2:
(i) SEQUENZKENNZEICHEN:
(A) LÄNGE: 24 Basenpaare
(B) ART: Nucleotid
(C) STRANGFORM: Einzelstrang
(D) TOPOLOGIE: linear
(ii) ART DES MOLEKÜLS: Genom-DNA (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ ID NO: 2: ATTACAATTG CTGCAGGGAT CCAC 24
(2) ANGABEN ZU SEQ ID NO : 3:
(i) SEQUENZKENNZEICHEN:
(A) LÄNGE: 21 Basenpaare
(B) ART: Nucleotid
(C) STRANGFORM: Einzelstrang
(D) TOPOLOGIE: linear
(ii) ART DES MOLEKÜLS: Genom-DNA (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ ID NO: 3: CCCACAGGGC CCTACCCCTG T 21
(2) ANGABEN ZU SEQ ID NO : 4:
(i) SEQUENZKENNZEICHEN:
(A) LÄNGE: 37 Basenpaare
(B) ART: Nucleotid
(C) STRANGFORM: Einzelstrang
(D) TOPOLOGIE: linear
(ii) ART DES MOLEKÜLS: Genom-DNA
(xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ ID NO : 4: ACCAGTTAAC CCTGGTGAAG TCGTTGTCGC CCCTCTC 37
( 2 ) ANGABEN ZU SEQ ID NO : 5 :
(i) SEQUENZKENNZEICHEN:
(A) LÄNGE: 28 Basenpaare
(B) ART: Nucleotid
(C) STRANGFORM: Einzelstrang
(D) TOPOLOGIE: linear
(ii) ART DES MOLEKÜLS: Genom-DNA (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ ID NO : 5: ACCATCGCGA CCTGGTCAGG TTGTTGTC 28
(2) ANGABEN ZU SEQ ID NO: 6:
(i) SEQUENZKENNZEICHEN:
(A) LÄNGE: 39 Basenpaare
(B) ART: Nucleotid
(C) STRANGFORM: Einzelstrang
(D) TOPOLOGIE: linear
(ii) ART DES MOLEKÜLS: Genom-DNA (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ ID NO: 6: ACCAGAATCG ATTCTGGGTT TGATGTTGTC GCCCCTCTC 39
(2) ANGABEN ZU SEQ ID NO : 7:
(i) SEQUENZKENNZEICHEN:
(A) LÄNGE: 39 Basenpaare
(B) ART: Nucleotid
(C) STRANGFORM: Einzelstrang
(D) TOPOLOGIE: linear
(ii) ART DES MOLEKÜLS: Genom-DNA (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ ID NO: 7: ACCAGAATCG ATTCTGGTCA TGCTGTTGTC GCCCCTCTC 39
(2) ANGABEN ZU SEQ ID NO : 8:
(i) SEQUENZKENNZEICHEN:
(A) LÄNGE: 39 Basenpaare
(B) ART: Nucleotid
(C) STRANGFORM: Einzelstrang
(D) TOPOLOGIE: linear (ii) ART DES MOLEKÜLS: Genom-DNA
(xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ ID NO: 8: ACCAGAATCG ATTCTTCCTT GGGGGTTGTC GCCCCTCTC 39
(2) ANGABEN ZU SEQ ID NO : 9:
(i) SEQUENZKENNZEICHEN:
(A) LÄNGE: 39 Basenpaare
(B) ART: Nucleotid
(C) STRANGFORM: Einzelstrang
(D) TOPOLOGIE: linear
(ii) ART DES MOLEKÜLS: Genom-DNA (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ ID NO: 9: ACCAGAATCG ATTCTCGTTT TCATGTTGTC GCCCCTCTC 39
(2) ANGABEN ZU SEQ ID NO: 10:
(i) SEQUENZKENNZEICHEN:
(A) LÄNGE: 39 Basenpaare
(B) ART: Nucleotid
(C) STRANGFORM: Einzelstrang
(D) TOPOLOGIE: linear
(ii) ART DES MOLEKÜLS: Genom-DNA (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ ID NO: 10: ACCAGAATCG ATTCTTCCCT CGATGTTGTC GCCCCTCTC 39
(2) ANGABEN ZU SEQ ID NO: 11:
(i) SEQUENZKENNZEICHEN:
(A) LÄNGE: 39 Basenpaare
(B) ART: Nucleotid
(C) STRANGFORM: Einzelstrang
(D) TOPOLOGIE: linear
(ii) ART DES MOLEKÜLS: Genom-DNA (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ ID NO: 11: ACCAGAATCG ATTCTTTTCC TCCTGTTGTC GCCCCTCTC 39 (2) ANGABEN ZU SEQ ID NO: 12:
(i) SEQUENZKENNZEICHEN:
(A) LÄNGE: 39 Basenpaare
(B) ART: Nucleotid
(C) STRANGFORM: Einzelstrang
(D) TOPOLOGIE: linear
(ii) ART DES MOLEKÜLS: Genom-DNA (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ ID NO: 12: ACCAGAATCG ATTCTCCTCA CCCTGTTGTC GCCCCTCTC 39
(2) ANGABEN ZU SEQ ID NO: 13:
(i) SEQUENZKENNZEICHEN:
(A) LÄNGE: 39 Basenpaare
(B) ART: Nucleotid
(C) STRANGFORM: Einzelstrang
(D) TOPOLOGIE: linear
(ii) ART DES MOLEKÜLS: Genom-DNA (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ ID NO: 13: ACCAGAATCG ATTCTCCTCC TCCTGTTGTC GCCCCTCTC 39
(2) ANGABEN ZU SEQ ID NO: 14:
(i) SEQUENZKENNZEICHEN:
(A) LÄNGE: 39 Basenpaare
(B) ART: Nucleotid
(C) STRANGFORM: Einzelstrang
(D) TOPOLOGIE: linear
(ii) ART DES MOLEKÜLS: Genom-DNA (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ ID NO: 14: ACCAGAATCG ATTCTTTTGG GCCTGTTGTC GCCCCTCTC 39
(2) ANGABEN ZU SEQ ID NO: 15:
(i) SEQUENZKENNZEICHEN:
(A) LÄNGE: 39 Basenpaare
(B) ART: Nucleotid
(C) STRANGFORM: Einzelstrang
(D) TOPOLOGIE: linear
(ii) ART DES MOLEKÜLS: Genom-DNA
(xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ ID NO : 15: ACCAGAATCG ATTCTTTTCC TGATGTTGTC GCCCCTCTC 39
(2) ANGABEN ZU SEQ ID NO: 16:
(i) SEQUENZKENNZEICHEN:
(A) LÄNGE: 39 Basenpaare
(B) ART: Nucleotid
(C) STRANGFORM: Einzelstrang
(D) TOPOLOGIE: linear
(ii) ART DES MOLEKÜLS: Genom-DNA (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ ID NO: 16: ACCAGAATCG ATTCTTTTGC TCCTGTTGTC GCCCCTCTC 39
(2) ANGABEN ZU SEQ ID NO: 17:
(i) SEQUENZKENNZEICHEN:
(A) LÄNGE: 39 Basenpaare
(B) ART: Nucleotid
(C) STRANGFORM: Einzelstrang
(D) TOPOLOGIE: linear
(ii) ART DES MOLEKÜLS: Genom-DNA (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ ID NO: 17: ACCAGAATCG ATTCTGGTCA CCCTGTTGTC GCCCCTCTC 39
(2) ANGABEN ZU SEQ ID NO: 18:
(i) SEQUENZKENNZEICHEN:
(A) LÄNGE: 39 Basenpaare
(B) ART: Nucleotid
(C) STRANGFORM: Einzelstrang
(D) TOPOLOGIE: linear
(ii) ART DES MOLEKÜLS: Genom-DNA (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ ID NO: 18: ACCAGAATCG ATTCTTTTGA GCCTGTTGTC GCCCCTCTC 39
(2) ANGABEN ZU SEQ ID NO: 19:
(i) SEQUENZKENNZEICHEN:
(A) LÄNGE: 39 Basenpaare
(B) ART: Nucleotid
(C) STRANGFORM: Einzelstrang
(D) TOPOLOGIE: linear (ii) ART DES MOLEKÜLS: Genom-DNA
(xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ ID NO : 19:
ACCAGAATCG ATTCTCGTGC TCGTGTTGTC GCCCCTCTC 39
(2) ANGABEN ZU SEQ ID NO: 20:
(i) SEQUENZKENNZEICHEN:
(A) LÄNGE: 49 Basenpaare
(B) ART: Nucleotid
(C) STRANGFORM: Einzelstrang
(D) TOPOLOGIE: linear
(ii) ART DES MOLEKÜLS: Genom-DNA (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ ID NO : 20: GTCACCGCCT TCCTCAAGTG GATCGACAGG TCCATGAAAA CCAGGTGAA 9
(2) ANGABEN ZU SEQ ID NO: 21:
( i) SEQUENZKENNZEICHEN :
(A) LÄNGE: 48 Basenpaare
(B) ART: Nucleotid
(C) STRANGFORM: Einzelstrang
(D) TOPOLOGIE: linear
(ii) ART DES MOLEKÜLS: Genom-DNA (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ ID NO: 21: CTAGTTCACC TGGTTTTCAT GGACCTGTCG ATCCACTTGA GGAAGGCG 48
(2) ANGABEN ZU SEQ ID NO: 22:
(i) SEQUENZKENNZEICHEN:
(A) LÄNGE: 57 Basenpaare
(B) ART: Nucleotid
(C) STRANGFORM: Einzelstrang
(D) TOPOLOGIE: linear
(ii) ART DES MOLEKÜLS: Genom-DNA (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ ID NO: 22: GTCACCGCCT TCCTCAAGTG GATCGACAGG TCCATGAAAA CCAAGGGCTT GCCCAAG 57 ( 2 ) ANGABEN ZU SEQ ID NO : 23 :
( i ) SEQUENZKENNZEICHEN :
(A) LÄNGE : 57 Basenpaare
(B ) ART : Nucleotid
(C) STRANGFORM: Einzelstrang
(D) TOPOLOGIE: linear
(ii) ART DES MOLEKÜLS: Genom-DNA (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ ID NO: 23: TTGGCCTTGG GCAAGCCCTT GGTTTTCATG GACCTGTCGA TCCACTTGAG GAAGGCG 57
(2) ANGABEN ZU SEQ ID NO: 24:
(i) SEQUENZKENNZEICHEN:
(A) LÄNGE: 55 Basenpaare
(B) ART: Nucleotid
(C) STRANGFORM: Einzelstrang
(D) TOPOLOGIE: linear
(ii) ART DES MOLEKÜLS: Genom-DNA (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ ID NO: 24: GCCAAGAGCC ATGCCCCGGA GGTCATAACG TCCTCTCCAT TAAAGTGAGA TCCCA 55
(2) ANGABEN ZU SEQ ID NO: 25:
(i) SEQUENZKENNZEICHEN:
(A) LÄNGE: 54 Basenpaare
(B) ART: Nucleotid
(C) STRANGFORM: Einzelstrang
(D) TOPOLOGIE: linear
(ii) ART DES MOLEKÜLS: Genom-DNA (xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ ID NO: 25: CTAGTGGGAT CTCACTTTAA TGGAGAGGAC GTTATGACCT CCGGGGCATG GCTC 54
(2) ANGABEN ZU SEQ ID NO: 26:
(i) SEQUENZKENNZEICHEN:
(A) LÄNGE: 1467 Basenpaare
(B) ART: Nucleotid
(C) STRANGFORM: Einzelstrang
(D) TOPOLOGIE: linear
(ii) ART DES MOLEKÜLS: Genom-DNA ( ix) MERKMAL :
(A) NAME/SCHLÜSSEL : CDS
(B ) LAGE : 1 . . 1467
(xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ ID NO: 26:
ATG GGG CGC CCA CTG CAC CTC GTC CTG CTC AGT GCC TCC CTG GCT GGC 48 Met Gly Arg Pro Leu His Leu Val Leu Leu Ser Ala Ser Leu Ala Gly 1 5 10 15
CTC CTG CTG CTC GGG GAA AGT CTG TTC ATC CGC AGG GAG CAG GCC AAC 96
Leu Leu Leu Leu Gly Glu Ser Leu Phe Ile Arg Arg Glu Gin Ala Asn 20 25 30
AAC ATC CTG GCG AGG GTC ACG AGG GCC AAT TCC TTT CTT GAA GAG ATG 144 Asn Ile Leu Ala Arg Val Thr Arg Ala Asn Ser Phe Leu Glu Glu Met 35 40 45
AAG AAA GGA CAC CTC GAA AGA GAG TGC ATG GAA GAG ACC TGC TCA TAC 192 Lys Lys Gly His Leu Glu Arg Glu Cys Met Glu Glu Thr Cys Ser Tyr 50 55 60
GAA GAG GCC CGC GAG GTC TTT GAG GAC AGC GAC AAG ACG AAT GAA TTC 240 Glu Glu Ala Arg Glu Val Phe Glu Asp Ser Asp Lys Thr Asn Glu Phe 65 70 75 80
TGG AAT AAA TAC AAA GAT GGC GAC CAG TGT GAG ACC AGT CCT TGC CAG 288 Trp Asn Lys Tyr Lys Asp Gly Asp Gin Cys Glu Thr Ser Pro Cys Gin 85 90 95
AAC CAG GGC AAA TGT AAA GAC GGC CTC GGG GAA TAC ACC TGC ACC TGT 336 Asn Gin Gly Lys Cys Lys Asp Gly Leu Gly Glu Tyr Thr Cys Thr Cys 100 105 110
TTA GAA GGA TTC GAA GGC AAA AAC TGT GAA TTA TTC ACA CGG AAG CTC 384 Leu Glu Gly Phe Glu Gly Lys Asn Cys Glu Leu Phe Thr Arg Lys Leu 115 120 125
TGC AGC CTG GAC AAC GGG GAC TGT GAC CAG TTC TGC CAC GAG GAA CAG 432 Cys Ser Leu Asp Asn Gly Asp Cys Asp Gin Phe Cys His Glu Glu Gin 130 135 140
AAC TCT GTG GTG TGC TCC TGC GCC CGC GGG TAC ACC CTG GCT GAC AAC 480 Asn Ser Val Val Cys Ser Cys Ala Arg Gly Tyr Thr Leu Ala Asp Asn 145 150 155 160
GGC AAG GCC TGC ATT CCC ACA GGG CCC TAC CCC TGT GGG AAA CAG ACC 528 Gly Lys Ala Cys Ile Pro Thr Gly Pro Tyr Pro Cys Gly Lys Gin Thr 165 170 175
CTG GAA CGC AGG AAG AGG TCA GTG GCC CAG GCC ACC AGC AGC AGC GGG 576 Leu Glu Arg Arg Lys Arg Ser Val Ala Gin Ala Thr Ser Ser Ser Gly 180 185 190
GAG GCC CCT GAC AGC ATC ACA TGG AAG CCA TAT GAT GCA GCC GAC CTG 624 Glu Ala Pro Asp Ser Ile Thr Trp Lys Pro Tyr Asp Ala Ala Asp Leu 195 200 205 GAC CCC ACC GAG AAC CCC TTC GAC CTG CTT GAC TTC AAC CAG ACG CAG 672 Asp Pro Thr Glu Asn Pro Phe Asp Leu Leu Asp Phe Asn Gin Thr Gin 210 215 220
CCT GAG AGG GGC GAC AAC AAC CTC ACC AGG ATC GTG GGA GGC CAG GAA 720 Pro Glu Arg Gly Asp Asn Asn Leu Thr Arg Ile Val Gly Gly Gin Glu 225 230 235 240
TGC AAG GAC GGG GAG TGT CCC TGG CAG GCC CTG CTC ATC AAT GAG GAA 768 Cys Lys Asp Gly Glu Cys Pro Trp Gin Ala Leu Leu Ile Asn Glu Glu 245 250 255
AAC GAG GGT TTC TGT GGT GGA ACT ATT CTG AGC GAG TTC TAC ATC CTA 816 Asn Glu Gly Phe Cys Gly Gly Thr Ile Leu Ser Glu Phe Tyr Ile Leu 260 265 270
ACG GCA GCC CAC TGT CTC TAC CAA GCC AAG AGA TTC AAG GTG AGG GTA 864 Thr Ala Ala His Cys Leu Tyr Gin Ala Lys Arg Phe Lys Val Arg Val 275 280 285
GGG GAC CGG AAC ACG GAG CAG GAG GAG GGC GGT GAG GCG GTG CAC GAG 912 Gly Asp Arg Asn Thr Glu Gin Glu Glu Gly Gly Glu Ala Val His Glu 290 295 300
GTG GAG GTG GTC ATC AAG CAC AAC CGG TTC ACA AAG GAG ACC TAT GAC 960 Val Glu Val Val Ile Lys His Asn Arg Phe Thr Lys Glu Thr Tyr Asp 305 310 315 320
TTC GAC ATC GCC GTG CTC CGG CTC AAG ACC CCC ATC ACC TTC CGC ATG 1008 Phe Asp Ile Ala Val Leu Arg Leu Lys Thr Pro Ile Thr Phe Arg Met 325 330 335
AAC GTG GCG CCT GCC TGC CTC CCC GAG CGT GAC TGG GCC GAG TCC ACG 1056 Asn Val Ala Pro Ala Cys Leu Pro Glu Arg Asp Trp Ala Glu Ser Thr 340 345 350
CTG ATG ACG CAG AAG ACG GGG ATT GTG AGC GGC TTC GGG CGC ACC CAC 1104 Leu Met Thr Gin Lys Thr Gly Ile Val Ser Gly Phe Gly Arg Thr His 355 360 365
GAG AAG GGC CGG CAG TCC ACC AGG CTC AAG ATG CTG GAG GTG CCC TAC 1152 Glu Lys Gly Arg Gin Ser Thr Arg Leu Lys Met Leu Glu Val Pro Tyr 370 375 380
GTG GAC CGC AAC AGC TGC AAG CTG TCC AGC AGC TTC ATC ATC ACC CAG 1200 Val Asp Arg Asn Ser Cys Lys Leu Ser Ser Ser Phe Ile Ile Thr Gin 385 390 395 400
AAC ATG TTC TGT GCC GGC TAC GAC ACC AAG CAG GAG GAT GCC TGC CAG 1248 Asn Met Phe Cys Ala Gly Tyr Asp Thr Lys Gin Glu Asp Ala Cys Gin 405 410 415
GGG GAC AGC GGG GGC CCG CAC GTC ACC CGC TTC AAG GAC ACC TAC TTC 1296 Gly Asp Ser Gly Gly Pro His Val Thr Arg Phe Lys Asp Thr Tyr Phe 420 425 430
GTG ACA GGC ATC GTC AGC TGG GGA GAG AGC TGT GCC CGT AAG GGG AAG 1344 Val Thr Gly Ile Val Ser Trp Gly Glu Ser Cys Ala Arg Lys Gly Lys 435 440 445 TAC GGG ATC TAC ACC AAG GTC ACC GCC TTC CTC AAG TGG ATC GAC AGG 1392 Tyr Gly Ile Tyr Thr Lys Val Thr Ala Phe Leu Lys Trp Ile Asp Arg 450 455 460
TCC ATG AAA ACC AGG GGC TTG CCC AAG GCC AAG AGC CAT GCC CCG GAG 1440 Ser Met Lys Thr Arg Gly Leu Pro Lys Ala Lys Ser His Ala Pro Glu 465 470 475 480
GTC ATA ACG TCC TCT CCA TTA AAG TGA 1467
Val Ile Thr Ser Ser Pro Leu Lys * 485
(2) ANGABEN ZU SEQ ID NO: 27:
(i) SEQUENZKENNZEICHEN:
(A) L NGE: 489 Aminosäuren
(B) ART: Aminosäure (D) TOPOLOGIE: linear
(ii) ART DES MOLEKÜLS: Protein
(xi) SEQUENZBESCHREIBUNG: SEQ ID NO: 27:
Met Gly Arg Pro Leu His Leu Val Leu Leu Ser Ala Ser Leu Ala Gly 1 5 10 15
Leu Leu Leu Leu Gly Glu Ser Leu Phe Ile Arg Arg Glu Gin Ala Asn 20 25 30
Asn Ile Leu Ala Arg Val Thr Arg Ala Asn Ser Phe Leu Glu Glu Met 35 40 45
Lys Lys Gly His Leu Glu Arg Glu Cys Met Glu Glu Thr Cys Ser Tyr 50 55 60
Glu Glu Ala Arg Glu Val Phe Glu Asp Ser Asp Lys Thr Asn Glu Phe 65 70 75 80
Trp Asn Lys Tyr Lys Asp Gly Asp Gin Cys Glu Thr Ser Pro Cys Gin 85 90 95
Asn Gin Gly Lys Cys Lys Asp Gly Leu Gly Glu Tyr Thr Cys Thr Cys 100 105 110
Leu Glu Gly Phe Glu Gly Lys Asn Cys Glu Leu Phe Thr Arg Lys Leu 115 120 125
Cys Ser Leu Asp Asn Gly Asp Cys Asp Gin Phe Cys His Glu Glu Gin 130 135 140
Asn Ser Val Val Cys Ser Cys Ala Arg Gly Tyr Thr Leu Ala Asp Asn 145 150 155 160
Gly Lys Ala Cys Ile Pro Thr Gly Pro Tyr Pro Cys Gly Lys Gin Thr 165 170 175
Leu Glu Arg Arg Lys Arg Ser Val Ala Gin Ala Thr Ser Ser Ser Gly 180 185 190 Glu Ala Pro Asp Ser Ile Thr Trp Lys Pro Tyr Asp Ala Ala Asp Leu 195 200 205
Asp Pro Thr Glu Asn Pro Phe Asp Leu Leu Asp Phe Asn Gin Thr Gin 210 215 220
Pro Glu Arg Gly Asp Asn Asn Leu Thr Arg Ile Val Gly Gly Gin Glu 225 230 235 240
Cys Lys Asp Gly Glu Cys Pro Trp Gin Ala Leu Leu Ile Asn Glu Glu 245 250 255
Asn Glu Gly Phe Cys Gly Gly Thr Ile Leu Ser Glu Phe Tyr Ile Leu 260 265 270
Thr Ala Ala His Cys Leu Tyr Gin Ala Lys Arg Phe Lys Val Arg Val 275 280 285
Gly Asp Arg Asn Thr Glu Gin Glu Glu Gly Gly Glu Ala Val His Glu 290 295 300
Val Glu Val Val Ile Lys His Asn Arg Phe Thr Lys Glu Thr Tyr Asp 305 310 315 320
Phe Asp Ile Ala Val Leu Arg Leu Lys Thr Pro Ile Thr Phe Arg Met 325 330 335
Asn Val Ala Pro Ala Cys Leu Pro Glu Arg Asp Trp Ala Glu Ser Thr 340 345 350
Leu Met Thr Gin Lys Thr Gly Ile Val Ser Gly Phe Gly Arg Thr His 355 360 365
Glu Lys Gly Arg Gin Ser Thr Arg Leu Lys Met Leu Glu Val Pro Tyr 370 375 380
Val Asp Arg Asn Ser Cys Lys Leu Ser Ser Ser Phe Ile Ile Thr Gin 385 390 395 400
Asn Met Phe Cys Ala Gly Tyr Asp Thr Lys Gin Glu Asp Ala Cys Gin 405 410 415
Gly Asp Ser Gly Gly Pro His Val Thr Arg Phe Lys Asp Thr Tyr Phe 420 425 430
Val Thr Gly Ile Val Ser Trp Gly Glu Ser Cys Ala Arg Lys Gly Lys 435 440 445
Tyr Gly Ile Tyr Thr Lys Val Thr Ala Phe Leu Lys Trp Ile Asp Arg 450 455 460
Ser Met Lys Thr Arg Gly Leu Pro Lys Ala Lys Ser His Ala Pro Glu 465 470 475 480
Val Ile Thr Ser Ser Pro Leu Lys * 485

Claims

P a t e n t a n s p r ü c h e :
1. Faktor X-Analogon, dadurch gekennzeichnet, daß es eine Modifikation im Bereich der natürlicherweise vorkommenden Faktor Xa- Aktivierungsspaltstelle aufweist, wobei die Modifikation eine Prozessierungsstelle einer nicht-natürlicherweise in diesem Bereich der Faktor X-Sequenz spaltenden Protease darstellt.
2. Faktor X-Analogon nach Anspruch 1, dadurch gekennzeichnet, daß die Modifikation mindestens eine Aminosäure innerhalb der Aminosäuresequenz des Aktivierungspeptids betrifft.
3. Faktor X-Analogon nach einem der Ansprüche 1 oder 2, dadurch gekennzeichnet, daß die Modifikation einen Austausch mindestens einer der Aminosäuren zwischen Gly228 und Arg234, und gegebenenfalls Ile235, bezogen auf die Aminosäurenumerierung gemäß Fig. 1, darstellt.
4. Faktor X-Analogon nach einem der Ansprüche 1 bis 3 , dadurch gekennzeichnet, daß es eine Faktor X-Sequenz mit Gly228-R6-R5- R4-R3-R2-Arg234-Rl enthält, wobei a) RI eine Aminosäure ausgewählt aus der Gruppe Ile, Val, Ser, Thr oder Ala b) R2 eine Aminosäure ausgewählt aus der Gruppe Pro, Gly, Lys oder Arg c) R3 eine Aminosäure ausgewählt aus der Gruppe Phe, Lys, Met, Gin, Glu, Ser, Val, Arg oder Pro d) R4 eine Aminosäure ausgewählt aus der Gruppe Asp, Ile, Ser, Met, Pro, Thr, Arg oder Lys e) R5 eine Aminosäure ausgewählt aus der Gruppe Asn, Lys, Ser, Glu, Ala, Gin, His oder Arg und f) R6 eine Aminosäure ausgewählt aus der Gruppe Asp, Phe, Thr, Arg, Leu oder Ser ist.
5. Faktor X-Analogon nach einem der Ansprüche 1 bis 4, dadurch gekennzeichnet, daß die Modifikation eine Prozessierungsstelle für eine Protease, ausgewählt aus der Gruppe der Endoproteasen, wie etwa Kexin/Kex2, Furin/PACE, PC1/PC3, PC2 , PC4 , PACE 4, LPC/PC7, der Seririproteasen, wie etwa Faktor Ha, Faktor Xlla, Faktor XIa, Faktor Xa oder von Kallikrein, oder einem Derivat dieser Proteasen, darstellt.
6. Faktor X-Analogon nach einem der Ansprüche 1 bis 5, dadurch gekennzeichnet, daß es eine weitere Modifikation im Bereich der C-terminalen Faktor X-Aminosäuresequenz aufweist.
7. Faktor X-Analogon nach Anspruch 6, dadurch gekennzeichnet, daß es eine Modifikation im C-terminalen Bereich der ß-Peptid- spaltstelle aufweist.
8. Faktor X-Analogon nach Anspruch 7, dadurch gekennzeichnet, daß die Modifikation eine Mutation, Deletion oder Insertion im Bereich der Faktor X-Aminosäuresequenz zwischen Aminosäureposition Arg469 und Ser476 ist.
9. Faktor X-Analogon nach einem der Ansprüche 6 bis 8 , dadurch gekennzeichnet, daß die Modifikation eine Abspaltung des ß- Peptids verhindert.
10. Faktor X-Analogon nach Anspuch 6, dadurch gekennzeichnet, daß es eine Deletion des Faktor X ß-Peptids aufweist.
11. Faktor X-Analogon nach Anspruch 6, dadurch gekennzeichnet, daß es ein Translationsstopsignal im C-terminalen Bereich der Faktor X-Sequenz aufweist.
12. Faktor X-Analogon nach Anspruch 11, dadurch gekennzeichnet, daß es ein Translationsstopsignal an der Position der Aminosäure 470 der Faktor X-Sequenz aufweist.
13. Faktor X-Analogon nach einem der Ansprüche 1 bis 12, dadurch gekennzeichnet, daß die Modifikation im Bereich des Aktivie- rungspeptids eine Aktivierung des Faktor X-Analogons zu nativem Faktor Xa bzw. einem Faktor Xa-Analogon in vitro erlaubt.
14. Faktor X-Analogon nach Anspruch 13, dadurch gekennzeichnet, daß die Modifikation eine Aktivierung durch eine Protease, ausgewählt aus der Gruppe der Endoproteasen, wie etwa Kexin/Kex2, Furin/PACE, PC1/PC3, PC2 , PC4 , PACE 4, LPC/PC7, der Gruppe der Serinproteasen, wie etwa Faktor Ha, Faktor Xlla, Faktor XIa, Faktor Xa, oder von Kallikrein, oder einem Derivat dieser Proteasen, erlaubt.
15. Faktor X-Analogon nach einem der Ansprüche 1 bis 12 , dadurch gekennzeichnet, daß die Modifikation eine Aktivierung von Faktor X-Analogon zu nativem Faktor Xa bzw. einem Faktor Xa-Analogon in vivo erlaubt .
16. Faktor X-Analogon nach Anspruch 15, dadurch gekennzeichnet, daß die Modifikation eine Aktivierung durch eine Protease, ausgewählt aus der Gruppe der Serinproteasen, wie etwa Faktor Xlla, Faktor XIa, Faktor Ha, Faktor Xa oder durch Kallikrein erlaubt.
17. Faktor X-Analogon nach einem der Ansprüche 1 bis 16, dadurch gekennzeichnet, daß es als Faktor X-Analogon mit intaktem ß-Peptid oder als ein C-terminal verkürztes Faktor-Analogon vorliegt.
18. Faktor X-Analogon nach einem der Ansprüche 1 bis 17, dadurch gekennzeichnet, daß es als einzelkettiges Molekül vorliegt.
19. Rekombinante DNA kodierend für ein Faktor X-Analogon nach einem der Ansprüche 1 bis 18, enthalten in einem Vektor zur rekombinanten Expression des kodierten Proteins.
20. Präparation enthaltend ein gereinigtes Faktor X-Analogon oder ein Vorläuferprotein davon mit einer Modifikation im Bereich der natürlicherweise vorkommenden Faktor X-Aktivierungs- stelle, wobei die Modifikation eine Prozessierungsstelle einer nicht-natürlicherweise in diesem Bereich der Faktor X-Sequenz spaltenden Protease darstellt.
21. Präparation nach Anspruch 20, dadurch gekennzeichnet, daß die Modifikation eine Spaltstelle für eine Protease, ausgewählt aus der Gruppe der bibasischen Endoproteasen, wie etwa Kexin/Kex2, Furin/PACE, PC1/PC3, PC2 , PC4 , PACE 4, LPC/PC7, der Serinproteasen, wie etwa Faktor Ha, Faktor Xlla, Faktor XIa, Faktor Xa, oder von Kallikrein darstellt.
22. Präparation nach einem der Ansprüche 20 oder 21, dadurch gekennzeichnet, daß das Faktor X-Analogon als FXα-Analogon vorliegt .
23. Präparation nach einem der Ansprüche 20 oder 21, dadurch gekennzeichnet, daß das Faktor X-Analogon als C-terminal verkürztes Faktor X-Analogon vorliegt.
24. Präparation nach einem der Ansprüche 20 bis 23, dadurch gekennzeichnet, daß sie Faktor X-Analogon als einzelkettiges Molekül in isolierter Form enthält.
25. Präparation nach einem der Ansprüche 20 bis 24, dadurch gekennzeichnet, daß sie ein einzelkettiges Faktor X-Analogon in enzymatisch inaktiver Form mit einer Reinheit von mindestens
80 %, vorzugsweise 90 %, besonders bevorzugt von 95 % und keine inaktiven, proteolytischen Intermediate von Faktor X/Xa-Analogon enthält .
26. Präparation nach einem der Ansprüche 20 bis 25, dadurch gekennzeichnet, daß sie Faktor X-Analogon als zweikettiges Molekül in isolierter Form enthält.
27. Präparation nach einem der Ansprüche 20 bis 26, dadurch gekennzeichnet, daß sie ein Faktor X-Analogon enthält, das eine Modifikation aufweist, die eine Aktivierung von Faktor X-Analogon zu nativem Faktor Xa bzw. einem Faktor Xa-Analogon in vitro erlaubt .
28. Präparation nach einem der Ansprüche 20 bis 27, dadurch gekennzeichnet, daß sie als pharmazeutisches Präparat formuliert ist.
29. Präparation nach einem der Ansprüche 20 bis 28, dadurch gekennzeichnet, daß sie in einer geeigneten Vorrichtung, vorzugsweise einer Applikationsvorrichtung, in Kombination mit einer Protease, ausgewählt aus der Gruppe der Endoproteasen, wie etwa Kexin/Kex2, Furin/PACE, PC1/PC3, PC2 , PC4 , PACE 4, LPC/PC7, der Gruppe der Serinproteasen, wie etwa Faktor Xlla, Faktor XIa, Faktor Xa, Faktor Ha, oder von Kallikrein, oder einem Derivat dieser Proteasen, vorliegt.
30. Präparation nach Anspruch 29, dadurch gekennzeichnet, daß die Komponenten räumlich voneinander getrennt vorliegen.
31. Präparation nach einem der Ansprüche 20 bis 26, dadurch gekennzeichnet, daß sie ein Faktor X-Analogon enthält, das eine Modifikation aufweist, die eine Aktivierung von Faktor X-Analogon zu nativem Faktor Xa bzw. Faktor Xa-Analogon in vivo erlaubt .
32. Präparation enthaltend Faktor Xa-Analogon mit hoher Stabilität und struktureller Integrität, die insbesondere frei ist von inaktiven Faktor X/Xa-Analogon-Intermediaten und autoproteolyti- schen Faktor X-Abbauprodukten, erhältlich durch Aktivierung eines Faktor X-Analogons gemäß einem der Ansprüche 1 bis 19.
33. Präparation nach einem der Ansprüche 20 bis 32, dadurch gekennzeichnet, daß sie einen physiologisch akzeptablen Träger enthält und in einer lagerstabilen Form vorliegt .
34. Präparation nach einem der Ansprüche 20 bis 33, dadurch gekennzeichnet, daß sie gegebenenfalls als weiteren Bestandteil einen Blutfaktor oder eine aktivierte Form eines Blutfaktors enthält .
35. Präparation nach Anspruch 34, dadurch gekennzeichnet, daß sie als weiteren Bestandteil mindestens eine Komponente mit Faktor VIII-Bypass-Aktivität enthält.
36. Präparation nach einem der Ansprüche 20 bis 35, dadurch gekennzeichnet, daß sie als pharmazeutische Zusammensetzung formuliert und gegebenenfalls als Mehrfachkomponentenpräparat vorliegt .
37. Verwendung einer Präparation nach einem der Ansprüche 20 bis 36 zur Herstellung eines Arzneimittels.
38. Verwendung einer Nukleinsäure nach Anspruch 19 zur Herstellung eines Arzneimittels.
39. Verfahren zur Herstellung einer Präparation enthaltend gereinigtes rekombinantes Faktor X-Analogon, dadurch gekennzeichnet, daß ein durch rekombinante Herstellung gewonnenes Faktor X- Analogon isoliert und über ein chromatographisches Verfahren gereinigt wird.
40. Verfahren nach Anspruch 39, dadurch gekennzeichnet, daß es folgende Schritte umfaßt :
Bereitstellen einer Nukleinsäure gemäß Anspruch 19 Transformation einer geeigneten Zelle Expression eines Faktor X-Analogons, gegebenenfalls Inkubieren des Faktor X-Analogons mit einer Protease
Isolieren des Faktor X-Analogons und
Reinigung des Faktor X-Analogons über ein chromatographisches Verfahren.
41. Verfahren nach Anspruch 40, dadurch gekennzeichnet, daß das Faktor X-Analogon als zweikettiges Molekül isoliert wird.
42. Verfahren nach einem der Ansprüche 39 bis 41, dadurch gekennzeichnet, daß das zweikettige Faktor X-Analogon mit einer Protease, ausgewählt aus der Gruppe der Endoproteasen, wie etwa Kexin/Kex2, Furin/PACE, PC1/PC3, PC2 , PC4 , PACE 4, LPC/PC7, der Gruppe der Serinproteasen, wie etwa Faktor Ha, Faktor Xlla, Faktor XIa, Faktor Xa, oder von Kallikrein, oder einem Derivat dieser Proteasen, in Kontakt gebracht wird, unter Bedingungen unter denen das Faktor X-Analogon zu nativem Faktor Xa oder einem Faktor Xa-Analogon gespalten wird.
43. Verfahren nach Anspruch 42, dadurch gekennzeichnet, daß die Zelle eine Zelle ist, die eine Protease, die eine Spaltung der Einzelkette in leichte und schwere Kette von Faktor X bzw. eines Faktor X-Analogons ausführen kann, nicht exprimiert und gegebenenfalls eine Defizienz der Protease aufweist.
44. Verfahren nach Anspruch 43, dadurch gekennzeichnet, daß die Zelle keine Endoprotease, wie etwa Kexin, Furin, PACE oder ein Derivate davon exprimiert .
45. Verfahren nach einem der Ansprüche 43 oder 44, dadurch gekennzeichnet, daß das Faktor X-Analogon als einzelkettiges Molekül isoliert wird.
46. Verfahren nach Anspruch 45, dadurch gekennzeichnet, daß einzelkettiges, gegebenenfalls isoliertes Faktor X-Analogon mit einer Protease, ausgewählt aus der Gruppe der Endoproteasen, wie etwa Kexin/Kex2, Furin/PACE, PC1/PC3, PC2 , PC4 , PACE 4, LPC/PC7, oder einem Derivat dieser Proteasen in Kontakt gebracht wird, unter Bedingungen, unter denen einzelkettiges Faktor X-Analogon in die zweikettige Faktor X-Form gespalten wird.
47. Verfahren nach Anspruch 46, dadurch gekennzeichnet, daß einzelkettiges Faktor X-Analogon gegebenenfalls durch in Kontakt- Bringen mit der Protease direkt zu Faktor Xa bzw. Faktor Xa- Analogon aktiviert wird.
48. Verfahren nach Anspruch 46, dadurch gekennzeichnet, daß zweikettiges Faktor X-Analogon mit einer weiteren, von der ersten verschiedenen Protease in Kontakt gebracht wird und zu Faktor Xa-Analogon oder nativem Faktor Xa aktiviert wird.
49. Verfahren nach einem der Ansprüche 39 bis 48, dadurch gekennzeichnet, daß die Protease immobilisiert ist.
50. Verfahren zur Herstellung einer Präparation enthaltend aktiven Faktor Xa bzw. Faktor Xa-Analogon, dadurch gekennzeichnet, daß ein gemäß einem Verfahren nach einem der Ansprüche 39 bis 46 hergestelltes Faktor X-Analogon einem Aktivierungsschritt unterzogen wird.
51. Verfahren nach Anspruch 50, dadurch gekennzeichnet, daß gereinigtes Faktor Xa-Analogon oder nativer Faktor Xa mit hoher Stabilität und struktureller Integrität, der insbesondere frei ist von inaktiven Faktor X/Xa-Intermediaten, gewonnen wird.
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