WO2001005934A2 - Genes de calicivirus felin et vaccins recombines les contenant - Google Patents

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    • C12N2770/16011—Caliciviridae
    • C12N2770/16034—Use of virus or viral component as vaccine, e.g. live-attenuated or inactivated virus, VLP, viral protein

Definitions

  • the present invention relates to genes of particular strains of feline calicivirus, to the proteins encoded by these genes, and their use for the production of immunogenic preparations and recombinant vaccines or subunits against feline calicivirosis. These immunogenic preparations and these vaccines can also be combined with immunogenic preparations or vaccines prepared on the basis of other feline pathogens, for the production of immunogenic preparations and multivalent vaccines.
  • Feline caliciviruses in English Feline Calicivirus or FCV were first described in 1957 (Fastier LB Am. J. Vet “ . Res. 1957. 18. 382-389). Feline caliciviruses are with feline herpes viruses the two main sources of viral diseases of the upper respiratory tract in cats. FCV viruses affect a large number of animals, with FCV carriage rates of around 15 to 25%, and an anti-FCV seroprevalence of 70 to 100% (Coutts et al. Vet. Rec. 1994. 135. 555-556; Ellis TM Australian Vet. J. 1981. 57. 115-118; Harbor et al. Vet. Rec. 1991. 128. 77- 80;..
  • FCV Fibre Channel virus
  • Transmission of the FCV virus occurs only horizontally, there is no vertical transmission from the mother to her kitten during gestation (Johnson R.P. Res. Vet. Sci. 1984. 31. 114-119). Transmission of FCV is by contact between infected animals and healthy animals or by air during sneezing (Wardley RC. Arch. Virol. 1976. 52. 243-249).
  • Feline caliciviruses are naked viruses of the family Caliciviridae, they are provided with a positive single-stranded RNA, of a size of approximately 7.7 kilo base pairs (kbp) (Carter MJ Arch. Virol. 1994. 9. 429-439). Like many RNA viruses, great heterogeneity exists within the FCV viral population. The antigenic variations, brought to light at the beginning of the 1970s by experiments in cross-neutralization, make it possible to classify the FCV into several viral strains or quasi-species (Radfoord et al. Proc. 1 st Int. Symp. Caliciviruses ESVV 1 997 . 93-99).
  • FCV strains have been isolated and sequenced, in particular the F9 strain (Carter et al. Arch. Virol. 1 992. 122. 223-235, sequence deposited in the GenBank database under the access number M86379), CFI (Neill et al. J. Virol. 1 991. 65. 5440-5447, GenBank access number U13992 and M3281 9), Urbana or URB (Sosnovtsev and Green Virology 1 995. 210. 383-390, access number GenBank L40021), F4 (Tohya et al. Arch. Virol. 1 991. 1 17. 173- 1 81, GenBank access numbers D31 836 and D90357), KCD (Fastier LB Am. J.
  • GenBank access number L09719 GenBank access number U07131
  • NADC GenBank access number L097108
  • 2280 GenBank access number X99445
  • 255 Kann and Gillepsie. Cornell Vet. 1 970. 60. 669-683, GenBank access number U07130
  • FCV Vaccination against FCV has been implemented since the late 1970s using attenuated FCV strains, mainly the F9 strain isolated in 1958 by Bittle (Bittle et al. Am. J. Vet. Res. 1 960. 21. 547-550) or strains derived from F9 by passage in vitro or in vivo ("F9-like").
  • Inactivated vaccines are also available. They use strains 255 and 2280, isolated respectively in 1970 in a cat presenting with pneumonia (Kahn and Gillepsie. Georgia Vet. 1970. 60. 669-683) and in 1983 in a cat suffering from lameness (Pedersen et al. Fel Prac. 1 983. 13. 26-35).
  • the humoral response is essentially directed against the capsid protein, also called p65 (Guiver et al. J. Gen. Virol. 1992. 73. 2429-2433).
  • the genes coding for the capsid protein of many feline caliciviruses have been sequenced and compared without any particular distinction being made (Glenn et al. Proc. 1 st Int. Symp.
  • Caliciviruses ESVV 1 997. 106-1 10 Geissier et al. Virus Res. 1 997. 48. 1 93-206; Neill et al. Proc. 1 st Int. Symp. Caliciviruses ESVV 1997. 120-124).
  • the gene coding for the capsid protein has also been cloned and expressed in various expression systems, in particular the gene coding for the capsid protein of the FCV KS20 virus in plasmids (Geissier et al. J. Virol. 1999. 73.
  • antisera produced against old vaccine strains isolated in the 60s and 70s such as strains F9, 255 or 2280, neutralize only a few isolates from the 90s.
  • the anti-F9 serum neutralizes 43% of the isolates from the period 1990-96, against 56% for the period 1980-89 and 86% for the period 1958-79, and only 10% of the English isolates from the period 1990-96 (Lauritzen et al. Vet. Microbiol. 1997. 56. 55-63).
  • the present invention aims to demonstrate strains of FCV, inducing in cats antibodies having a broad spectrum of cross neutralization.
  • the invention has in particular for objective, from the selected strains, the isolation and the characterization, of genes coding for immunogenic proteins usable for vaccination against feline calicivirosis.
  • Another objective of the invention is to provide recombinant in vitro and in vivo expression vectors containing and expressing at least one such nucleotide sequence.
  • Yet another object of the invention is to provide immunogenic preparations or vaccines against feline calicivirosis.
  • Yet another objective of the invention is to provide multivalent immunogenic preparations and multivalent vaccines against feline calicivirosis and against at least one other feline pathogen.
  • the invention relates essentially to two FCV strains obtained by pharyngeal swabs practiced in France and in the United Kingdom on cats showing signs of infection by feline caliciviruses. They are respectively strain G1 (deposited at the National Collection of Cultures of Microorganisms (or CNCM) of the Institut Pasteur, Paris, France, under the access number 1-2167) and strain 431 (deposited at CNCM under access number 1-2166), both deposited on March 12, 1999.
  • CNCM National Collection of Cultures of Microorganisms
  • FCV G1 strain isolated in France does not correspond to the FCV strain isolated in the United Kingdom in 1978 by Tohya (Tohya Y. et al. Jpn. J. Sci., 1990, 52, 955-961) and also named G1.
  • FCV 431 and G1 strains were carried out by cross-neutralization tests against FCV isolates from a reference panel.
  • This reference panel is made up of 18 current FCV isolates taken from cats showing signs of infection by feline calicivirus and coming from three distinct geographical areas. 7 isolates are American, these isolates are identified RMI1, RMI2, RMI3, RMI5, RMI6, RMI7 and RMI9. 7 isolates are French, they are designated A2, F1, G1, G3, F3031, H3-2 and H1 -4. The last 4 isolates are English, they are designated 431, 388b, 337 and J5.
  • strains of the panel are available from the depositor on request. They were also published in an article in the journal “Archives of Virology” (Poulet et al. Arch. Virol. February 2000. 145 (2). 243-261), available online on the Internet at the time of filing with the publisher.
  • FCV 431 strain a dominant strain which can be used for the protection of felines and in particular cats against most FCV strains. Thanks to the panel of ⁇ FCV strains disclosed here, it is possible for a person skilled in the art to select other dominant FCV strains. By equivalence, the invention also covers, through the FCV 431 strain, the FCV strains equivalent to the latter, having antibodies with a broad spectrum of cross-neutralization.
  • FCV strain seroneutralizes another FCV strain when the heterologous seroneutralization titer is greater than or equal to 1.2 log 10 VN 50 (Povey C. and Ingersoll J., Infection and Immunity, 1975, 11, 877 -885). The applicant took this value as the positivity threshold. However, cross-neutralization results of an isolated t â FCV with a counterpart as lower serum neutralization or equal to 2 log 10 VN 50 can not be interpreted.
  • a second method for establishing the equivalence of an FCV strain vis-à-vis the FCV 431 strain is to use monoclonal antibodies specific for the FCV 431 strain and to test the candidate FCV strain by indirect immunofluorescence (IFI).
  • IFI indirect immunofluorescence
  • the applicant has thus succeeded in producing several monoclonal antibodies which have been found to be specific for strain 431.
  • One of them has been named 44.
  • This monoclonal antibody and the corresponding hybridoma are available from the applicant on request and are also disclosed in the article by Poulet et al. supra.
  • the other FCV G1 strain was chosen for its complementarity with respect to the FCV 431 strain, namely that the combination of the 431 and G1 anti-sera seroneutralize 100% of the isolates from the reference panel. that is to say that the FCV G1 strain has a homologous seroneutralization titer greater than or equal to 2 log ⁇ 0 VN 50 and heterologous seroneutralization titers greater than or equal to 1, 2 log 10 VN 50 vis-à-vis the FCV isolates of reference panel against which the anti-serum 431 does not seroneutralize or weakly (value less than 1.2 log 10 VN 50 ).
  • the invention also covers the equivalent FCV strains having the same complementarity with respect to the FCV 431 strain. It is also possible to produce and select antibodies specific for this strain, which makes it possible to determine equivalents on this other basis.
  • the applicant has also succeeded in isolating, characterizing and sequencing the capsid gene of FCV 431 and FCV G1, the capsid protein, and has determined the corresponding cDNA (complementary DNA) sequences,
  • the subject of the invention is therefore a nucleic acid fragment comprising all or part of the nucleotide sequence coding for the capsid protein - of virus 431, the amino acid sequence of which is shown in SEQ ID NO: 7 or in the figure. 2, or an immunologically active fragment of this protein, that is to say an epitope, peptide or polypeptide substantially retaining the immunogenic activity of the capsid protein.
  • the subject of the invention is in particular a DNA fragment comprising the cDNA sequence of SEQ ID NO: 6 or a fragment retaining the essential properties of the complete sequence, that is to say coding for a peptide, polypeptide or epitope substantially retaining the immunogenic activity of the capsid protein.
  • the subject of the invention is in particular a DNA fragment comprising this cDNA sequence, in particular coupled with elements for regulating transcription. It goes without saying that the invention automatically covers the nucleic acid fragments, DNA fragments and equivalent cDNA sequences, that is to say FCV capsid specifics which do not change the functionality or the strain specificity of the described sequence or of the polypeptides encoded by this sequence. Of course, the sequences which differ by degeneration of the code will be included.
  • the invention also automatically covers the equivalent nucleotide sequences (RNA, DNA, cDNA) in the sense that they code for an FCV capsid protein, or a peptide, polypeptide or epitope specific for FCV capsid protein, capable of inducing in vivo in the feline species, in particular in the cat, antibodies having substantially the same spectrum of cross neutralization as the antiserum of the FCV 431 strain.
  • RNA, DNA, cDNA equivalent nucleotide sequences
  • the subject of the invention is also a nucleic acid fragment comprising all or part of the nucleotide sequence coding for the capsid protein of the G1 virus as represented in SEQ ID NO: 5 or in FIG. 1, or a fragment immunologically active of this protein, that is to say an epitope, peptide or polypeptide substantially retaining the immunogenic activity of the capsid protein.
  • the subject of the invention is in particular a DNA fragment comprising the cDNA sequence of SEQ ID NO: 4 or a fragment retaining the essential properties of the complete sequence, that is to say coding for a peptide, polypeptide or epitope substantially retaining the immunogenic activity of the capsid protein.
  • the subject of the invention is in particular a DNA fragment comprising this cDNA sequence, in particular coupled with elements for regulating transcription. It goes without saying that the invention automatically covers the nucleic acid fragments, DNA fragments and equivalent cDNA sequences, that is to say the fragments and nucleotide sequences which do not change the functionality or the strain specificity of the described sequence or polypeptides encoded by this sequence. Of course, the sequences which differ by degeneration of the code will be included.
  • the invention also automatically covers the equivalent nucleotide sequences (RNA, DNA, cDNA) in the sense that they code for a peptide, polypeptide or epitope capable of inducing in vivo in the feline species, in particular in the cat, antibodies having substantially the same cross-neutralization spectrum as the antiserum of the FCV G1 strain.
  • RNA, DNA, cDNA equivalent nucleotide sequences
  • the gene coding for the capsid protein of the FCV G1 and FCV 431 viruses has a size of 2007 nucleotides for FCV 431 and 2010 nucleotides for FCV G1.
  • the capsid protein has a size of 668 amino acids for FCV 431 and 669 amino acids for FCV G1, and a mass of 60-65 kDa (protein p65).
  • the subject of the invention is also an expression vector comprising at least one DNA fragment according to the invention, in particular a type 431 cDNA or a
  • the expression vector comprises a cDNA type 431 and a cDNA type G1.
  • type is meant that the cDNA is complementary to an RNA sequence of the strain considered.
  • These expression vectors can be poxviruses, for example the vaccinia virus, avipox (canarypox, folwpox), including species-specific poxviruses (swine pox, raccoonpox and camelpox), adenoviruses and herpesviruses, such as feline herpes viruses (eg FR-A-2,741,806).
  • poxviruses for example the vaccinia virus, avipox (canarypox, folwpox), including species-specific poxviruses (swine pox, raccoonpox and camelpox), adenoviruses and herpesviruses, such as feline herpes viruses (eg FR-A-2,741,806).
  • poxviruses for example the vaccinia virus, avipox (canarypox, folwpox), including species-specific poxviruses (
  • insertion strategies can be used for the expression of several heterologous nucleotide sequences from the same expression vector in vivo. These insertion strategies are in particular the use of a double expression cassette having an opposite orientation, or the use of a double expression cassette having an identical orientation, or else a multiple expression cassette with a "IRES" element (Internai Ribosome Entry Site) located between each insert (patent EP-A1 -0803573).
  • the heterologous nucleotide sequences are inserted under the dependence of transcriptional regulatory signals and in particular of promoters, preferably provided during insertion. It is however not excluded to express these heterologous nucleotide sequences under the control of signals specific to the expression vector used.
  • one of the preferred promoters is the H6 vaccine promoter (Taylor J. et al. Vaccine, 1988, 6, 504-508; Guo P. et al. J. Virol., 1989, 63, 4189 -4198; Perkus M. et al. J. Virol., 1989, 63, 3829-3836).
  • the expression vectors in vivo can also be plasmids.
  • the term piasmid is intended to cover any DNA transcription unit in the form of a polynucleotide sequence comprising a cDNA sequence according to the invention and the elements necessary for its expression in vivo. We prefer the circular piasmid form, supercoiled or not. The linear shape also falls within the scope of this invention.
  • Each piasmide comprises a promoter capable of ensuring, in the host cells, the expression of the cDNA inserted under its dependence. This is in general a strong eukaryotic promoter and in particular a cytomegalovirus early promoter CMV-IE, of human or murine origin, or 'possibly of another origin such as rat or guinea pig.
  • the promoter is either of viral origin or of cellular origin.
  • viral promoter other than CMV-IE there may be mentioned the early or late promoter of the SV40 virus or the LTR promoter of the Rous Sarcoma virus.
  • cell promoter mention may be made of the promoter of a cytoskeleton gene, such as for example the desmin promoter, or even the actin promoter.
  • a subfragment of these promoters, retaining the same promoter activity is included in the present invention, eg the CMV-IE promoters truncated according to WO-A-98/00166.
  • the plasmids can also comprise other transcriptional regulatory elements, such as for example intron-type stabilizing sequences, preferably intron II of the rabbit ⁇ -globin gene (van Ooyen et al. Science, 1979, 206: 337-344), signal sequence of the protein encoded by the tissue plasminogen activator gene (tPA; Montgomery ef al. Cell. Mol. Biol. 1997, 43: 285-292), and polyadenylation signal (polyA) , including the bovine growth hormone (bGH) gene (US-A-5 122 458) or the rabbit ⁇ -globin gene.
  • intron-type stabilizing sequences preferably intron II of the rabbit ⁇ -globin gene (van Ooyen et al. Science, 1979, 206: 337-344
  • signal sequence of the protein encoded by the tissue plasminogen activator gene tPA; Montgomery ef al. Cell. Mol. Biol. 1997, 43: 285-292
  • polyA polyadenylation signal
  • a subject of the invention is also the use of the cDNAs according to the invention for the in vitro production of capsid proteins or of their immunologically active fragments and epitopes and their incorporation into immunogenic preparations and subunit vaccines.
  • the subject of the invention is also an immunogenic preparation or a vaccine against feline calicivirosis comprising at least one recombinant in vivo expression vector according to the invention and a vehicle or excipient acceptable from the veterinary point of view, and optionally an adjuvant.
  • immunogenic preparation covers any preparation capable, once administered to cats, of inducing at least one immune response directed against the feline pathogen considered.
  • vaccine is meant a preparation capable of inducing effective protection.
  • this immunological preparation or this vaccine comprises an in vivo expression vector into which is inserted a cDNA type FCV 431, which includes its equivalents or a cDNA FCV G1, which includes the equivalents of the latter.
  • this immunological preparation or this vaccine comprises an expression vector into which is inserted a cDNA type FCV 431, which includes its equivalents, and a cDNA type FCV G1, which also includes the equivalents of this latest.
  • this immunological preparation or this vaccine comprises at least two expression vectors: in the first is inserted a cDNA type FCV 431, which includes its equivalents, and in the second, a cDNA of the FCV G1 strain, which also includes the equivalents of the latter.
  • any suitable adjuvant known to those skilled in the art can be used. However, it is preferred either to formulate them in the form of oil-in-water emulsions, or to add thereto polymers of acrylic or methacrylic acid or copolymers of maleic anhydride and aicenyl derivative, or alternatively a cationic lipid containing a quaternary ammonium salt.
  • polymers of acrylic or methacrylic acid crosslinked preference is given to polymers of acrylic or methacrylic acid crosslinked, in particular with polyalkenyl ethers of sugars or of polyalcohols. These compounds are known by the term carbomer (Pharmeuropa vol. 8, No. 2, June 1996).
  • carbomer Pharmeuropa vol. 8, No. 2, June 1996.
  • Those skilled in the art can also refer to US-A-2,909,462 (incorporated by reference) describing such acrylic polymers crosslinked with a polyhydroxy compound having at least 3 hydroxyl groups, preferably not more than 8, the atoms hydrogen from at least three hydroxyls being replaced by unsaturated aliphatic radicals having at least 2 carbon atoms.
  • the preferred radicals are those containing from 2 to 4 carbon atoms, e.g.
  • the unsaturated radicals may themselves contain other substituents, such as methyl.
  • the products sold under the name Carbopol® (BF Goodrich, Ohio, USA) are particularly suitable. They are crosslinked with an allyl sucrose or with allylpentaerythritol. Among them, mention may be made of Carbopol® 974P, 934P and 971 P.
  • EMA® Monsanto which are copolymers of maleic anhydride and ethylene, linear or crosslinked, for example crosslinked with divinylether, are preferred.
  • polymers of acrylic or methacrylic acid and EMA® are preferably formed from basic units of the following formula: - *
  • the polymer concentration in the final vaccine composition will be from 0.01% to 1.5% W / V, more particularly from 0.05 to 1% W / V, preferably from 0.1 to 0.4% W / V.
  • the cationic lipids containing a quaternary ammonium salt which are particularly but not exclusively suitable for the plasmid expression vectors correspond to the formula:
  • R1 is a linear aliphatic radical, saturated or unsaturated, having from 12 to 18 carbon atoms
  • R2 is another aliphatic radical, containing 2 or 3 carbon atoms
  • X a hydroxyl or amino group.
  • DMRIE N- (2-hydroxyethyl) -N, N-dimethyl-2,3-bis (tetradecyloxy) -1 -propanammonium; WO-A-9634109
  • DOPE dioieoyl-phosphatidyl-ethanolamine
  • the piasmid mixture with this adjuvant is carried out extemporaneously and it is preferred, before its administration to the animal, to allow time for the mixture thus constituted to complex, for example for a period ranging from 10 to 60 minutes , especially around 30 minutes.
  • DOPE molar ratio preferably ranges from 95: 5 to 5: 95, more particularly from 1: 1.
  • the piasmid weight ratio: DMRIE or DMRIE-DOPE adjuvant can range in particular from 50: 1 to 1: 10, in particular from 10: 1 to 1: 5, preferably from 1: 1 to 1: 2.
  • the in vivo expression vectors coding for a FCV type cDNA according to the invention can also code for feline GM-CSF or be associated with a second vector coding for feline GM-CSF (eg the plasmids pJP089 and pJP090, respectively FIG. 5 and Figure 6).
  • a second vector coding for feline GM-CSF eg the plasmids pJP089 and pJP090, respectively FIG. 5 and Figure 6.
  • plasmids a mixture of two plasmids is preferred.
  • viral vectors only one vector is preferred.
  • This expression vector or this mixture of expression vectors can also be adjuvanted as described above.
  • the subject of the invention is also a multivalent immunogenic preparation or a multivalent vaccine against feline calicivirosis and against at least one other feline pathogen, using the same recombinant in vivo expression vector containing and expressing at least one FCV type cDNA according to the invention and at least one nucleotide sequence of an immunogen of another feline pathogen or of an immunologically active fragment of this immunogen.
  • a subject of the invention is also a multivalent immunogenic preparation or a multivalent vaccine comprising at least one vector. expression system in which is inserted at least one FCV type cDNA according to the invention and at least one second expression vector into which is inserted a sequence coding for an immunogen, or an immunologically active fragment, of another pathogen feline.
  • Appropriate plasmids into which is inserted a sequence coding for an immunogen, or an immunologically active fragment, of another feline pathogen may in particular be those described in Examples 7 to 15 and 17 to 19 of patent application WO-A -9803660 (pPB179, pPB180, pPB181, pAB009, pAB053, pAB052, pAB056, pAB058, pAB029, pAB030, pAB083, pAB041).
  • Monovalent or multivalent recombinant vaccines as described above can also be combined with at least one conventional vaccine (inactivated, live attenuated, subunits) directed against at least one identical or different feline pathogen.
  • Said other feline pathogens are in particular chosen from the group comprising the feline rhinotracheitis virus or feline herpes virus (FHV), the feline leukemia virus (FeLV), the feline parvoviruses (FPV), the feline infectious peritonitis virus ( FIPV), the feline immunodeficiency virus (FIV), the rabies virus, Chlamydia.
  • FHV feline herpes virus
  • FeLV feline leukemia virus
  • FPV feline parvoviruses
  • FIPV feline infectious peritonitis virus
  • FIPV feline immunodeficiency virus
  • rabies virus Chlamydia.
  • the subject of the invention is also the capsid proteins isolated, purified or synthetic, of the strain FCV431 and of the strain FCV G1, having the amino acid sequence represented in SEQ ID NO: 7, respectively SEQ ID NO: 5.
  • This automatically covers the equivalent proteins, that is to say derived from strains equivalent to the FCV 431 and FCV G1 strains according to the definitions given above (implementation of the panel and / or of a monoclonal antibody, in particular the antibody monoclonal 44).
  • these capsid proteins can be assembled in the form of empty capsids.
  • the invention also relates to the fragments and epitopes (at least about 8 to 10 amino acids) of these proteins, which retain the specificity and the immunogenicity of the whole protein. .lambda.s
  • capsid proteins optionally assembled in the form of empty capsids, and their fragments and epitopes, can be produced by expression in vitro.
  • the corresponding nucleotide sequence is inserted into an expression system in vitro and expressed by this system, and the expression product harvested and optionally purified, as is known per se.
  • the expression system can be of viral origin, in particular baculovirus (US-A-4,745,051).
  • the coding sequence or a fragment (in the case of the epitope or of the fragment) is integrated into the baculovirus genome (eg the baculovirus Autographa californica Nuclear Polyhedrosis Virus AcNPV) and the latter is then propagated, in particular on insect cells, eg Spodoptera frugiperda Sf9 (deposit ATCC CRL 1711).
  • the in vitro expression system can be of prokaryotic origin, eg Escherichia coli, or eukaryote, in particular yeasts, eg Saccharomyces cerevisiae, or eukaryotic cells of mammals, in particular cell lines such as CHO (hamster ovary cells), HeLa, BHK or insect cells, eg Spodoptera frugiperda (supra), or even feline cells.
  • prokaryotic origin eg Escherichia coli, or eukaryote
  • yeasts eg Saccharomyces cerevisiae
  • eukaryotic cells of mammals in particular cell lines such as CHO (hamster ovary cells), HeLa, BHK or insect cells, eg Spodoptera frugiperda (supra), or even feline cells.
  • promoters which can be used in these cell constructions mention may be made of strong viral promoters such as those of the SV40 virus (Fiers et al., Nature, (1978) 273: 113) and the early promoter (CMV-IE) of the CMV virus or human cytomegalovirus (McGregor and Caskey, Nucleic Acids Res. 17: 2365, 1989), murine or of another origin, or that of the polyhedrin gene of Baculovirus AcNPV (Hooft van Iddekinge et al., 1983, Virology 131: 561- 565).
  • capsids in baculovirus propagated on Sf9 cells and harvest by ultra-centrifugation on sucrose gradients (10 to 50%).
  • the capsid proteins, and their fragments and epitopes can also be produced by chemical synthesis by methods available to those skilled in the art.
  • the subject of the invention is also the immunogenic preparations and vaccines comprising at least one subunit antigen formed from a capsid protein, preferably assembled in the form of empty capsids, of FCV 431 and / or FCV G1, or of a fragment or corresponding epitope, in a vehicle or excipient acceptable from the veterinary point of view, and preferably an adjuvant.
  • the preparations and vaccines according to the invention comprise subunit antigens derived from the two strains FCV 431 and FCV G1.
  • preparations and vaccines may include unassembled capsid proteins and assembled proteins in the form of empty capsids.
  • an adjuvant aluminum hydroxide, (2) a polymer of acrylic or methacrylic acid, a polymer of maleic anhydride and aicenyl derivative (described above), or (3) formulating the immunogenic preparation or vaccine in the form of an oil-in-water emulsion in particular the SPT emulsion described p 147 "Vaccine Design, The Subunit and Adjuvant Approach ” edited by M. Powell, M. Newman, Plénum Press 1995, and the emulsion MF59 described p183 of the same work.
  • the oil-in-water emulsion can in particular be based on light liquid paraffin oil (European Pharmacopoeia type); isoprenoid oil such as squalane, squalene; oil resulting from the oligomerization of alkenes, in particular isobutene or decene; esters of acids or alcohols with a linear alkyl group, more particularly vegetable oils, ethyl oleate, propylene glycol di (caprylate / caprate), glycerol tri (caprylate / caprate), dioleate propylene glycol; esters of branched fatty acids or alcohols, in particular esters of isostearic acid.
  • light liquid paraffin oil European Pharmacopoeia type
  • isoprenoid oil such as squalane, squalene
  • oil resulting from the oligomerization of alkenes in particular isobutene or decene
  • the oil is used in combination with emulsifiers to form the emulsion.
  • the emulsifiers are preferably nonionic surfactants, in particular the esters of sorbitan, of mannide, of glycerol, of polyglycerol, of propylene glycol and of oleic, isostearic, ricinoleic, hydroxystearic, optionally ethoxylated, poiyoxypropylene copolymer blocks.
  • -polyoxyethylene in particular Pluronic®, in particular L121.
  • a subject of the invention is also the immunogenic preparations and multivalent vaccines in which the FCV valency is a subunit valence as described above.
  • the present invention also relates to a method of immunizing cats against diseases due to feline calicivirosis viruses.
  • This method comprises administering an immunological preparation or a vaccine according to the invention to cats.
  • This administration can be done in particular by the parenteral route, by subcutaneous, intradermal, intramuscular, intraperitoneal administration. Preferably, the administration is done by the subcutaneous or intramuscular route.
  • Different means of administration can be used for immunogenic preparations and plasmid vaccines, in particular gold particles coated with DNA and projected so as to penetrate into the cells of the skin of the subject to be immunized (Tang et al. Nature 1992 356. 152-154) and liquid jet injectors for transfection of both skin cells and underlying tissue cells (Furth et al. Analytical Bioch. 1992. 205. 365-368).
  • Those skilled in the art have the skills necessary to precisely define the number of administration and the doses to be used for each immunization protocol.
  • Figure 1 Sequence of cDNA and the “capsid” protein of the FCV G1 strain
  • Figure 2 Sequence of cDNA and the “capsid” protein of the strain FCV 431
  • Figure 3 Restriction map of the piasmid pJCA151
  • FIG. 4 Sequence of the C6L region of the genome of the canarypox virus (strain ALVAC)
  • Figure 6 Sequence of the feline GM-CSF gene 3R3
  • Figure 7 Restriction map of the piasmid pJP090
  • Figure 8 Sequence of the feline GM-CSF gene 3R4
  • SEQ ID NO 6 FCV 431 capsid cDNA sequence
  • SEQ ID NO 7 Sequence of the capsid protein FCV 431
  • SEQ ID NO 10 Sequence of the C6L region of the canarypox virus (strain ALVAC)
  • SEQ ID NO 11 C6A1 oligonucleotide
  • SEQ ID NO 22 Sequence of the feline GM-CSF gene 3R3
  • SEQ ID NO 23 Sequence of the feline GM-CSF gene 3R4
  • the feline calicivirus strain designated G1 was obtained from a sample taken in France from a cat showing signs of calicivirosis. This FCV G1 strain was deposited on March 12, 1999 at the National Collection of Cultures of Microorganisms (or CNCM) of the Institut Pasteur, Paris, France, under the access number 1-2167.
  • the feline calicivirus strain designated 431 was isolated from a sample taken in England from a cat showing signs of calicivirosis. This FCV 431 strain was deposited on March 12, 1999 at the National Collection of
  • feline calicivirus strains were cultivated on cells of the cat kidney line (Crandell-Reese Feline Kidney or CRFK, ATCC No. CCL-94, Crandell et al. In Vitro 1973, 9, 176-185 ).
  • CRFK cells are cultured in a 96-well plate or in a 25 cm 2 Falcon with DMEM medium supplemented with 5% fetal calf serum containing approximately 100,000 cells per ml. The cells are cultured at + 37 ° C. in an atmosphere containing 5% of CO 2 . After 3 days the cell layer arrives at confluence. The culture medium is then replaced by DMEM medium without serum but supplemented with 50 mg / l of gentamycin and the FCV viral isolates are added at the rate of a volume of 100 ⁇ l of serial dilutions from quarter to quarter per well for cloning in limit dilutions of FCV viruses or 1 ml by Falcon. When the cytopathic effect (CPE) is complete (24-48 hours after the start of cultivation), the viral suspensions are harvested and frozen at -70 ° C.
  • CPE cytopathic effect
  • the viral batch is stored at -70 ° C.
  • CRFK cells are cultured at 37 ° C. in 2-liter roller bottles (850 cm 2 ) in modified Eagle medium (MEM, Gibco BRL) supplemented with 2.5% lactalbumin hydrolyzate (Gibco BRL) and 5% fetal calf serum (Gibco BRL). 300 ml of a cell suspension in MEM medium are added by roller bottle at approximately 100,000 cells / ml. After 3 days the cell layer is confluent. The YOUR. cell culture medium is then replaced with MEM medium without serum and the FCV virus added to a multiplicity of infection (me) of 0.5 DICC 50 / cell. The viral culture is maintained at 37 ° C. for 24 to 48 hours until a cytopathic effect is obtained for the entire cell carpet. The viral suspension is collected and then clarified by centrifugation.
  • MEM modified Eagle medium
  • Gibco BRL modified Eagle medium
  • Gibco BRL lactalbumin hydrolyzate
  • Gibco BRL 5% fetal calf serum
  • the RNA pellet obtained at the end of the extraction was re-suspended with 10 ml of sterile distilled water without RNase.
  • the viral RNA of the FCV 431 strain was extracted under the same conditions from 100 ml of viral suspension of the corresponding strain.
  • the RNA pellet obtained at the end of the extraction was re-suspended with 10 ml of sterile distilled water without RNase.
  • the complementary DNAs corresponding to the capsid genes of the G1 and 431 strains of feline calicivirus were synthesized with the “Gen Amp RNA PCR kit.
  • Kit (Cat # N 808 0017, Perkin-Elmer, Norwalk, CT 06859, USA) using the conditions given by the supplier.
  • FCV G1 For the FCV G1 strain, a reverse transcription reaction, followed by a chain amplification reaction (“TI-ACP” or “RT-PCR” reaction) was carried out with 1 ml of the FCV viral RNA suspension.
  • TI-ACP chain amplification reaction
  • RT-PCR chain amplification reaction
  • the conditions of the PCR reaction are a temperature of 95 ° C for 2 min, then 35 cycles (95 ° C for 1 min, then 62 ° C for 1 min, and 72 ° C for 2 min), and finally 72 ° C for 7 min to produce an RT-PCR fragment of approximately 2000 base pairs (bp) which has been identified “G1 -4”.
  • a reverse transcription reaction, followed by a chain amplification reaction (“TI-ACP” or “RT-PCR” reaction) was carried out with 1 ml of the FCV viral RNA suspension. 431 (Example 2) and with the following oligonucleotides:
  • the conditions for the synthesis of the first strand of complementary DNA are a temperature of 42 ° C for 15 min, then 99 ° C for 5 min, and finally 4 ° C for 5 min.
  • the conditions of the PCR reaction are a temperature of 95 ° C for 2 min, then 35 cycles (95 ° C for 1 min, then 62 ° C for 1 min, and 72 ° C for 2 min), and finally 72 ° C for 7 min to produce an RT-PCR fragment of approximately 2000 base pairs (bp) which has been identified “431 -2”.
  • Example 4 Cloning of the gene coding for the capsid protein of the G1 strain of the feline calicivirus
  • the RT-PCR fragment "G 1 -4" was digested with Nar1 and then with NotI to isolate, after agarose gel electrophoresis, the Narl-NotI fragment of approximately 2000 bp. This fragment was ligated with the vector pBlueScript® Il KS + (Cat # 212208 Stratagene Inc., La Jolla, CA 92037, USA), previously digested with Notl and Clal, then dephosphorylated, to give the piasmide pG1-4-5 (5033 bp). The NotI-NarI fragment cloned into this piasmid was completely sequenced on both strands to determine the sequence of the capsid gene.
  • the RT-PCR fragment "431-2” was digested with Nar1 and then with NotI to isolate, after agarose gel electrophoresis, the Narl-NotI fragment of approximately 2000 bp. This fragment was ligated with the vector pBlueScript® Il KS + (Cat # 212208 Stratagene Inc., La Jolla, CA 92037, USA), previously digested with Notl and Clal, then dephosphorylated, to give the piasmid p431-2-1 (4985 bp).
  • the NotI-NarI fragment cloned into this piasmid was completely sequenced on both strands to determine the sequence of the capsid gene.
  • the sequence of the capsid gene of the strain FCV 431 (2007 bp) (SEQ ID NO 6), as well as the sequence of the capsid protein (p65) (668 amino acids) (SEQ ID NO 7) encoded by this gene, are presented in figure 2.
  • FIG. 4 shows the sequence of a 3700 bp fragment of the genomic DNA of the canarypox virus. Analysis of this sequence revealed an open reading frame (COL) which was called C6L, which begins at position
  • An ACP reaction was carried out from the matrix consisting of the genomic DNA of the canarypox virus and with the following oligonucleotides: C6C1 (SEQ ID NO 13) (72 mer)
  • fragment B 5 'GATGATGGTACCTTCATAAATACAAGTTTGATTAAACTTAAGTTG 3' to isolate a PCR fragment of 1210 bp (fragment B).
  • Fragments A and B were hybridized together to serve as a template for an PCR reaction carried out with the oligonucleotides C6A1 (SEQ ID NO 11) and C6D1
  • This piasmid contains 370 bp of sequences located upstream of the C6L COL (“left flanking arm C6”), a vaccine signal of early transcription stop, codons stops in the 6 reading phases, a multiple cloning site containing the sites Smal, Pstl, Xhol and EcoRI restriction molecules, and finally 1,156 bp of sequences located downstream from the C6L COL (“C6 right flanking arm”).
  • the piasmid pMP528HRH (Perkus M. et al. J. Virol. 1989. 63. 3829-3836) was used as a template to amplify the complete sequence of the vaccinia H6 promoter (GenBank access no. M28351) with the following oligonucleotides: JCA291 (SEQ ID NO 15) (34 sea)
  • the pJCA152 piasmid was linearized by NotI, then transfected into primary cells of chick embryos infected with canarypox virus (strain ALVAC) according to the calcium phosphate precipitation technique previously described (Panicali and Paoletti Proc. Nat. Acad. Sci. 1982. 79. 4927-4931; Piccini et al. In Methods in Enzymology. 1987. 153. 545-563. Eds. Wu R. and Grossman L. Académie Press). Positive plaques were selected on the basis of hybridization with a radiolabeled probe specific for the capsid gene of the strain FCV 431. These plaques underwent 4 successive cycles of selection / purification of plaques until a pure population had been isolated. A range representative of the in vitro recombination between the donor piasmide pJCA152 and the genome of the canarypox virus ALVAC was then amplified and the stock of recombinant virus obtained was designated vCP1710.
  • JCA293 (SEQ ID NO 17) and JCA295 (SEQ ID NO 19) (33 mer): 5 'TTTTGTCGACTCATAGTTTTGTCATAGTACTCC 3' to amplify an ACP fragment of approximately 2050 bp.
  • This fragment was digested with the restriction enzymes Nrul and SalI to isolate, after agarose gel electrophoresis, a Nrul-SalI fragment of 2035 bp (fragment A).
  • Plasmid pJCA150 (Example 7) was digested with the restriction enzymes Nrul and Sali to isolate, after agarose gel electrophoresis, the restriction fragment Nrul-Sall of approximately 4500 bp (fragment B). Fragments A and B were then ligated together to give the plasmid pJCA153.
  • the pJCA153 piasmide was linearized by NotI, then transfected into primary cells of chicken embryos infected with canarypox virus (strain ALVAC) according to the calcium phosphate precipitation technique previously described (Panicali and Paoletti Proc. Nat. Acad. Sci. 1982. 79. 4927-4931; Piccini et al. In Methods in Enzymology. 1987. 153. 545-563. Eds. Wu R. and Grossman L. Académie Press). Positive plaques were selected on the basis of hybridization with a radiolabeled probe specific for the capsid gene of the FCV G1 strain. These plaques underwent 4 successive cycles of selection / purification of plaques until a pure population was isolated.
  • a range representative of the in vitro recombination between the donor piasmide pJCA152 and the genome of the canarypox virus ALVAC was then amplified and the stock of recombinant virus obtained was designated vCP171 1.
  • Example 10 Piasmid coding for the feline GM-CSF
  • Cat blood was collected by taking blood from a tube containing EDTA.
  • the mononuclear cells were harvested by centrifugation on a Ficoll gradient, then cultured in a Petri dish 60 mm in diameter.
  • the mononuclear cat cells were then stimulated with concanavalin A (ConA) (final concentration of approximately 4 ⁇ g / ml) and with phytohemagglutinin (PHA) (final concentration of approximately 10 ⁇ g / ml).
  • ConA concanavalin A
  • PHA phytohemagglutinin
  • RNA extracted from cat lymphoblasts stimulated by ConA and PHA served as a template for the synthesis of the first strand of complementary DNA.
  • This first strand of complementary DNA was produced by elongation of the oligonucleotide p (dT) 15 (Boehringer Mannheim / Roche Cat # 814 270).
  • the DNA complementary single strand obtained was then used as template for a PCR reaction with the following oligonucleotides: JP578 (SEQ ID NO 20) (33 mer)
  • the sequence of the feline GM-CSF gene cloned in the piasmide pJP090 is equivalent to that contained in the piasmide pJP089, except that the change Leucine - Phenylalanine au does not exist for amino acid # 107 ( Figure 8). Verification of the 3 ′ sequence of the feline GM-CSF gene using the 3 ′ RACE kit has shown that, at this position 107, the amino acid Leucine or the amino acid Phenylalanine can be present in the same cat.
  • the various plasmids necessary for the manufacture of an associated vaccine are mixed. These plasmids can in particular be those described in Examples 6 and 10 (pJCA151, pJP089 and pJP090) and Examples 7 to 15 and 17 to
  • Example 12 Formulation of the vaccine plasmids
  • the DNA solution containing one or more plasmids according to Example 11 is concentrated by ethanolic precipitation as described in Sambrook et al (1989).
  • the DNA pellet is taken up in a 0.9% NaCl solution so as to obtain a concentration of 1 mg / ml.
  • a 0.75 mM DMRIE-DOPE solution is prepared by taking up a lyophilizate of DMRIE-DOPE with an adapted volume of sterile H 2 0.
  • the formation of the plasmid DNA-lipid complexes is carried out by diluting the 0.75 mM solution of DMRIE-DOPE to equal parts with the DNA solution at 1 mg / ml in 0.9% NaCl.
  • the DNA solution is gradually introduced using a 26G crimped needle along the wall of the bottle containing the cationic lipid solution so as to avoid the formation of foam.
  • a gentle agitation is carried out as soon as the two solutions have been mixed.
  • a composition is finally obtained comprising 0.375 mM of DMRIE-DOPE and 500 ⁇ g / ml of piasmide.
  • the recombinant canarypox viruses vCP1710 (example 8) and vCP171 1 (example 9) can be combined with solutions of carbomer.
  • the preferred carbomer is Carbopol TM 974P manufactured by BF Goodrich, Ohio, USA (molecular weight about 3,000,000).
  • a 1.5% stock solution of Carbopol TM 974P is initially prepared in distilled water containing 1 g / l of sodium chloride. This stock solution is then used for the preparation of a 4 mg / ml solution of Carbopol TM 974P in physiological water.
  • the stock solution is mixed with the appropriate volume of physiological water, either in a single step or in several successive steps, the pH value is adjusted at each step with a 1 N sodium hydroxide solution (or even more concentrated) in order to to obtain a final pH value of 7.3-7.4.
  • the ready-to-use Carbopol TM 974P solution thus obtained can be used to take up lyophilized recombinant viruses (eg vCP1710, vCP1711) or to dilute concentrated stock solutions of recombinant viruses (eg vCP1710, vCP1711).
  • IFI tests are carried out on 96-well plates containing CRFK cells cultivated in monolayers and infected with the FCV viruses to be tested.
  • This monoclonal antibody was tested against each of the isolates in the panel. It was fixed exclusively on CRFK cells infected with FCV 431.
  • Serum from each animal was collected one month after infection.
  • the sera were inactivated by heat (30 minutes at 56 ° C), distributed, aliquoted and stored at -20 ° C.
  • the serum obtained for each isolate was tested for its ability to neutralize the 18 isolates.
  • the sera were diluted in one-third cascade with DMEM medium in 96-well plates for cell culture.
  • To 0.05 ml of the diluted serum was added 0.05 ml of culture medium containing approximately 100 DICC50 of the selected viral strain. This mixture was incubated for 2 hours at 37 ° C. in an oven in an atmosphere containing 5% CO 2 .

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Abstract

L'invention concerne la séquence du gène de capside et une séquence d'ADNc correspondante, d'une souche FCV dominante dénommée FCV 431. Elle concerne aussi la séquence du gène de capside ainsi que la séquence d'ADNc d'une souche complémentaire dénommée G1. Les séquences d'ADNc peuvent être incorporées dans des vecteurs d'expression en vue de la préparation de préparations immunogènes et de vaccins recombinés ou sous-unitaires permettant la vaccination contre la calicivirose féline.

Description

GENES DE CALICIVI US FELIN ET VACCINS NOTAMMENT VACCINS RECOMBINES
La présente invention a trait à des gènes de souches particulières de calicivirus félins, aux protéines codées par ces gènes, et leur utilisation pour la réalisation de préparations immunogènes et de vaccins recombinés ou de sous- unités contre la calicivirose féline. Ces préparations immunogènes et ces vaccins peuvent également être combinés avec des préparations immunogènes ou des vaccins préparés sur la base d'autres agents pathogènes félins, pour la réalisation de préparations immunogènes et de vaccins multivalents.
Les calicivirus félins (en anglais Féline Calicivirus ou FCV) ont été décrits pour la première fois en 1957 (Fastier L.B. Am. J. Vet". Res. 1957. 18. 382-389). Les calicivirus félins sont avec les herpès virus félins les deux sources principales des affections virales du tractus respiratoire supérieur chez le chat. Les virus FCV touchent un grand nombre d'animaux, avec des taux de portage du FCV de l'ordre de 15 à 25 %, et une séroprévalence anti-FCV de 70 à 100 % (Coutts et al. Vet. Rec. 1994. 135. 555-556 ; Ellis T.M. Australian Vet. J. 1981. 57. 115-118 ; Harbour et al. Vet. Rec. 1991. 128. 77-80 ; Reubel et al. Féline Dendistry 1992. 22. 1347-1360). Après une phase initiale d'hyperthermie, ces ' affections respiratoires s'accompagnent généralement d'ulcérations buccales (palais, langue, lèvres, nez), de rhinite, de conjonctivite, éventuellement d'anorexie et d'asthénie. Les virus FCV peuvent également causer des pneumonies, des entérites, et des douleurs articulaires (syndrome de boiterie).
La transmission du virus FCV ne se fait qu'horizontalement, il n'y a pas de transmission verticale de la mère à son chaton lors de la gestation (Johnson R.P. Res. Vet. Sci. 1984. 31. 114-119). La transmission du FCV se fait par contact entre animaux infectés et animaux sains ou par voie aérienne lors d'étemuements (Wardley RC. Arch. Virol. 1976. 52. 243-249).
Les calicivirus félins sont des virus nus de la famille des Caliciviridae, ils sont pourvus d'un ARN positif simple brin, d'une taille d'environ 7,7 kilo paires de bases (kpb) (Carter M.J. Arch. Virol. 1994. 9. 429-439). Comme de nombreux virus à ARN, une grande hétérogénéité existe au sein de la population virale de FCV. Les variations antigéniques, mises en évidence dès le début des années 70 par des expériences de séroneutralisations croisées, permettent de classer les FCV en plusieurs souches virales ou quasi- espèces (Radfoord ét al. Proc. 1 st Int. Symp. Caliciviruses ESVV 1 997. 93-99).
Plusieurs souches de FCV ont été isolées et séquencées, notamment la souche F9 (Carter et al. Arch. Virol. 1 992. 122. 223-235, séquence déposée dans la banque de données GenBank sous le numéro d'accès M86379), CFI (Neill et al. J. Virol. 1 991 . 65. 5440-5447, numéro d'accès GenBank U13992 et M3281 9), Urbana ou URB (Sosnovtsev et Green Virology 1 995. 210. 383-390, numéro d'accès GenBank L40021 ), F4 (Tohya ét al. Arch. Virol. 1 991 . 1 17. 173- 1 81 , numéros d'accès GenBank D31 836 et D90357), KCD (Fastier L.B. Am. J. Vet. Res. 1957. 18. 882-889, numéro d'accès GenBank L09719), LLK (numéro d'accès GenBank U07131 ), NADC (numéro d'accès GenBank L09718), 2280 (numéro d'accès GenBank X99445) et 255 (Kahn et Gillepsie. Cornell Vet. 1 970. 60. 669-683, numéro d'accès GenBank U07130).
La vaccination contre le FCV a été mise en place depuis la fin des années 70 à partir de souches FCV atténuées, principalement la souche F9 isolée en 1958 par Bittle (Bittle er al. Am. J. Vet. Res. 1 960. 21 . 547-550) ou des souches dérivées de F9 par passage in vitro ou in vivo (" F9-like " ).
Des vaccins inactivés sont aussi disponibles. Ils utilisent les souches 255 et 2280, isolées respectivement en 1970 chez un chat présentant une pneumonie (Kahn et Gillepsie. Cornell Vet. 1970. 60. 669-683) et en 1 983 chez un chat atteint de boiterie (Pedersen et al. Fel. Prac. 1 983. 13. 26-35). La réponse humorale est essentiellement dirigée contre la protéine de capside, aussi dénommée p65 (Guiver ét al. J. Gen. Virol. 1992. 73. 2429-2433). Les gènes codant pour la protéine de capside de nombreux calicivirus félins ont été séquences et comparés sans que l'on puisse distinguer plus particulièrement certaines séquences (Glenn et al. Proc. 1 st Int. Symp. Caliciviruses ESVV 1 997. 106-1 10 ; Geissier et al. Virus Res. 1 997. 48. 1 93-206 ; Neill et al. Proc. 1 st Int. Symp. Caliciviruses ESVV 1997. 120-124). Le gène codant pour la protéine de capside a également été clone et exprimé dans différents systèmes d'expression, notamment le gène codant pour la protéine de capside du virus FCV KS20 dans des plasmides (Geissier et al. J. Virol. 1999. 73. 834-838), les gènes codant les protéines de capside des virus FCV CFI-68, JOK63, JOK92, LS012 et F9 dans des baculovirus (DeSilver et al. Proc. 1 st Int. Symp. Caliciviruses ESVV 1997. 131 -143), le gène codant la protéine de capside du virus FCV F4 dans des virus herpès félins de type 1 (Yokoyama er al. J. Vet. Med. Sci. 1998. 60. 717-723). Ces différentes constructions ont permis la production de protéines de capside recombinées. Du fait de la dérive antigénique dans le temps, les antisérums produits contre d'anciennes souches vaccinales isolées dans les années 60-70, telles que les souches F9, 255 ou 2280, ne neutralisent que peu d'isolats des années 90. Par exemple, le sérum anti-F9 neutralise 43 % des isolats de la période 1990-96, contre 56 % pour la période 1980-89 et 86 % pour la période 1958-79, et seulement 10 % des isolats anglais de la période 1990-96 (Lauritzen et al. Vet. Microbiol. 1997. 56. 55-63).
La présente invention a pour objectif la mise en évidence de souches de FCV, induisant chez les chats des anticorps ayant un large spectre de neutralisation croisée. L'invention a en particulier pour objectif, à partir des souches sélectionnées, l'isolement et la caractérisation, de gènes codant pour des protéines immunogènes utilisables pour la vaccination contre la calicivirose féline.
Un autre objectif de l'invention est de proposer des vecteurs d'expression in vitro et in vivo recombinés contenant et exprimant au moins une telle séquence nucléotidique.
Un autre objectif encore de l'invention est de proposer des préparations immunogènes ou des vaccins contre la calicivirose féline.
Un autre objectif encore de l'invention est de proposer des préparations immunogènes multivalentes et des vaccins multivalents contre la calicivirose féline et contre au moins un autre pathogène félin. L'invention concerne essentiellement deux souches FCV obtenues par écouvillonnages pharyngés pratiqués en France et au Royaume-Uni sur des chats présentant des signes d'infection par calicivirus félins. Il s'agit respectivement de la souche G1 (déposée à la Collection Nationale de Cultures de Microorganismes (ou CNCM) de l'Institut Pasteur, Paris, France, sous le numéro d'accès 1-2167) et de la souche 431 (déposée à la CNCM sous le numéro d'accès 1-2166), toutes les deux déposées le 12 mars 1999. Cette souche FCV G1 isolée en France ne correspond pas à la souche FCV isolée au Royaume-Uni en 1978 par Tohya (Tohya Y. et al. Jpn. J. Sci., 1990, 52, 955- 961) et nommée également G1.
La sélection des souches FCV 431 et G1 a été réalisée par des tests de séroneutralisation croisée vis-à-vis des isolats FCV d'un panel de référence. Ce panel de référence est composé de 18 isolats actuels de FCV prélevés sur des chats présentant des signes d'infection par calicivirus félin et provenant de trois zones géographiques distinctes. 7 isolats sont américains, ces isolats sont identifiés RMI1 , RMI2, RMI3, RMI5, RMI6, RMI7 et RMI9. 7 isolats sont français, ils sont désignés A2, F1 , G1 , G3, F3031 , H3-2 et H1 -4. Les 4 derniers isolats sont anglais, ils sont désignés 431 , 388b, 337 et J5.
Les souches du panel sont accessibles auprès de la déposante sur simple demande. Elles ont aussi été publiées dans un article de la revue « Archives of Virology » (Poulet ét al. Arch. Virol. février 2000. 145(2). 243-261 ), disponible en ligne sur Internet à la date de dépôt auprès de l'éditeur.
Lors de tests de séroneutralisations croisées entre les 18 isolats de FCV du panel de référence, il s'est avéré de manière surprenante que l'anti-sérum de l'isolât 431 neutralise 14 des 17 isolats hétérologues du panel de référence (le titre homologue de séroneutralisation n'est pas pris en compte). Par comparaison les anti-sérums des souches vaccinales " historiques " 255 et F9 ne neutralisent chacun que 2 des 18 isolats du panel.
De manière inattendue, la déposante a donc trouvé avec la souche FCV 431 une souche dominante qui peut être utilisée pour la protection des félidés et en particulier des chats contre la plupart des souches FCV. Grâce au panel de Ç souches FCV divulguées ici, il est possible à l'homme du métier de sélectionner d'autres souches FCV dominantes. Par équivalence l'invention couvre aussi à travers la souche FCV 431 les souches FCV équivalentes à cette dernière, ayant des anticorps à large spectre de neutralisation croisée. II y a équivalence lorsque l'anti-sérum d'une souche FCV séroneutralise au moins 13 des 18 isolats hétérologues du panel de référence (c'est-à-dire incluant FCV 431 ), préférentiellement lorsqu'il séroneutralise au moins 14 des 18 isolats hétérologues du panel de référence, de manière encore plus préférée lorsqu'il séroneutralise au moins 15 des 18 isolats hétérologues du panel de référence.
On considère généralement qu'une souche de FCV séroneutralise une autre souche FCV lorsque le titre hétérologue de séroneutralisation est supérieur ou égal à 1 ,2 log10 VN50 (Povey C. et Ingersoll J., Infection and Immunity, 1975, 11 , 877-885). La déposante a pris cette valeur comme seuil de positivité. Cependant, les résultats de séroneutralisation croisée obtenus par un isolât FCV ayant un titre homologue de séroneutralisation inférieur ou égal à 2 log10 VN50 ne peuvent être interprétés.
Une seconde méthode pour établir l'équivalence d'une souche FCV vis-à- vis de la souche FCV 431 est d'utiliser des anticorps monoclonaux spécifiques de la souche FCV 431 et de tester par immunofluorescence indirecte (IFI) la souche FCV candidate. La déposante a ainsi réussi à produire plusieurs anticorps monoclonaux qui se sont avérés spécifiques de la souche 431. L'un d'eux a été nommé 44. Il y a équivalence s'il y a une réactivité en immunofluorescence avec des anticorps monoclonaux spécifiques de 431 , par exemple avec l'anticorps monoclonal 44. Cet anticorps monoclonal et l'hybridome correspondant sont disponibles auprès de la déposante sur simple demande et sont aussi divulgués dans l'article de Poulet et al. supra. L'hybridome correspondant a également été déposé le 11 août 1999 à la CNCM sous le numéro d'accès I-2282. Il va de soit cependant que l'homme du métier est parfaitement à même de produire des anticorps monoclonaux par les C techniques classiques et de sélectionner, par rapport au panel, ceux qui sont spécifiques de la souche 431 .
L'autre souche FCV G1 a été choisie pour sa complémentarité vis-à-vis de la souche FCV 431 , à savoir que la combinaison des anti-sérums de 431 et de G1 séroneutralisent 100% des isolats du panel de référence, c'est-à-dire que la souche FCV G1 a un titre homologue de séroneutralisation supérieur ou égal à 2 logι0 VN50 et des titres de séroneutralisation hétérologues supérieurs ou égaux à 1 ,2 log10 VN50 vis-à-vis des isolats FCV du panel de référence contre lesquels l'anti-sérum 431 ne séroneutralise pas ou faiblement (valeur inférieure à 1 ,2 log10 VN50). L' invention couvre également les souches FCV équivalentes ayant la même complémentarité vis-à-vis de la souche FCV 431 . On peut aussi produire et sélectionner des anticorps spécifiques de cette souche, ce qui permet de déterminer des équivalents sur cette autre base.
La déposante a en outre réussi à isoler, caractériser et séquencer le gène de la capside de FCV 431 et FCV G1 , la protéine de capside, et a déterminé les séquences d'ADNc (ADN complémentaire) correspondantes,
L'invention a donc pour objet un fragment d'acide nucléique comprenant tout ou partie de la séquence nucléotidique codant pour la protéine de capside - du virus 431 dont la séquence en acides aminés est représentée à la SEQ ID NO : 7 ou à la figure 2, ou un fragment immunologiquement actif de cette protéine, c'est-à-dire un épitope, peptide ou polypeptide conservant substantiellement l'activité immunogène de la protéine de capside.
L'invention a notamment pour objet un fragment d'ADN comprenant la séquence d'ADNc de la SEQ ID NO : 6 ou un fragment conservant les propriétés essentielles de la séquence complète, c'est-à-dire codant pour un peptide, polypeptide ou épitope conservant substantiellement l'activité immunogène de la protéine de capside. L'invention a en particulier pour objet un fragment d'ADN comprenant cette séquence d'ADNc, notamment couplée avec des éléments de régulation de la transcription. II va de soi que l'invention recouvre automatiquement les fragments d'acide nucléique, fragments d'ADN et séquences d'ADNc équivalents, c'est-à-
Figure imgf000008_0001
spécifiques de capside FCV ne changeant pas la fonctionnalité ni la spécificité de souche de la séquence décrite ou des polypeptides codés par cette séquence. Seront bien entendu incluses les séquences qui diffèrent par dégénérescence du code. L'invention recouvre également automatiquement les séquences nucléotidiques (ARN, ADN, ADNc) équivalentes en ce sens qu'elles codent pour une protéine de capside FCV, ou un peptide, polypeptide ou épitope spécifique de protéine de capside FCV, capable d'induire in vivo chez l'espèce féline, en particulier chez le chat, des anticorps ayant sensiblement le même spectre de neutralisation croisée que l'antisérum de la souche FCV 431. Il s'agit en particulier des séquences provenant de souches FCV équivalentes selon la définition donnée plus haut vis-à-vis du panel et/ou de l'anticorps monoclonal 44.
L'invention a aussi pour objet un fragment d'acide nucléique comprenant tout ou partie de la séquence nucléotidique codant pour la protéine de capside du virus G1 telle que représentée à la SEQ ID NO : 5 ou à la figure 1 , ou un fragment immunologiquement actif de cette protéine, c'est-à-dire un épitope, peptide ou polypeptide conservant substantiellement l'activité immunogène de la protéine de capside.
L'invention a notamment pour objet un fragment d'ADN comprenant la séquence d'ADNc de la SEQ ID NO : 4 ou un fragment conservant les propriétés essentielles de la séquence complète, c'est-à-dire codant pour un peptide, polypeptide ou épitope conservant substantiellement l'activité immunogène de la protéine de capside. L'invention a en particulier pour objet un fragment d'ADN comprenant cette séquence d'ADNc, notamment couplée avec des éléments de régulation de la transcription. Il va de soi que l'invention recouvre automatiquement les fragments d'acide nucléique, fragments d'ADN et séquences ADNc équivalents, c'est-à-dire les fragments et séquences nucléotidiques ne changeant pas la fonctionnalité ni la spécificité de souche de la séquence décrite ou des polypeptides codés par cette séquence. Seront bien entendu incluses les séquences qui diffèrent par dégénérescence du code. L'invention recouvre également automatiquement les séquences nucléotidiques (ARN, ADN, ADNc) équivalentes en ce sens qu'elles codent pour un peptide, polypeptide ou épitope capable d'induire in vivo chez l'espèce féline, en particulier chez le chat, des anticorps ayant sensiblement le même spectre de neutralisation croisée que l'antisérum de la souche FCV G1. Il s'agit en particulier des séquences nucléotidiques provenant de souches FCV complémentaires selon le sens donné plus haut.
Le gène codant pour la protéine de capside des virus FCV G1 et FCV 431 a une taille de 2007 nucléotides pour FCV 431 et de 2010 nucléotides pour FCV G1. La protéine de capside a une taille de 668 acides aminés pour FCV 431 et de 669 acides aminés pour FCV G1 , et une masse de 60-65 kDa (protéine p65).
L'invention a aussi pour objet un vecteur d'expression comprenant au moins un fragment d'ADN selon l'invention, notamment un ADNc type 431 ou un
ADNc type G1 , dans des conditions permettant son expression in vivo. Suivant une modalité particulière, le vecteur d'expression comprend un ADNc type 431 et un ADNc type G1. Par « type », il faut entendre que l'ADNc est complémentaire d'une séquence ARN de la souche considérée.
Ces vecteurs d'expression peuvent être des poxvirus, par exemple le virus - de la vaccine, les avipox (canarypox, folwpox), y compris les poxvirus spécifiques d'espèce (swine pox, raccoonpox et camelpox), les adénovirus et les herpèsvirus, tels que les virus herpès félins (e.g. FR-A-2 741 806). Pour les Poxvirus, l'homme du métier peut se reporter à WO-A-9215672, WO-A-9526751 , WO-A-9012882, et WO-A-9527780.
Plusieurs stratégies d'insertions peuvent être utilisées pour l'expression de plusieurs séquences nucléotidiques hétérologues à partir du même vecteur d'expression in vivo. Ces stratégies d'insertion sont notamment l'utilisation d'une double cassette d'expression ayant une orientation opposée, ou l'utilisation d'une double cassette d'expression ayant une orientation identique, ou encore une cassette multiple d'expression avec un élément " IRES " (Internai Ribosome Entry Site) situé entre chaque insert (brevet EP-A1 -0803573). Les séquences nucléotidiques hétérologues sont insérées sous la dépendance de signaux régulateurs de la transcription et notamment de promoteurs, de préférence apportés lors de l'insertion. Il n'est toutefois pas exclu de faire exprimer ces séquences nucléotidiques hétérologues sous le contrôle de signaux propres au vecteur d'expression utilisé. Pour les vecteurs d'expression canarypox, un des promoteurs préférés est le promoteur vaccine H6 (Taylor J. et al. Vaccine, 1988, 6, 504-508 ; Guo P. et al. J. Virol., 1989, 63, 4189-4198 ; Perkus M. ét al. J. Virol., 1989, 63, 3829-3836).
Les vecteurs d'expression in vivo peuvent également être des plasmides. Le terme piasmide entend recouvrir toute unité de transcription ADN sous forme d'une séquence polynucléotidique comprenant une séquence d'ADNc selon l'invention et les éléments nécessaires à son expression in vivo. On préfère la forme piasmide circulaire, superenroulée ou non. La forme linéaire entre également dans le cadre de cette invention. Chaque piasmide comprend un promoteur apte à assurer, dans les cellules hôtes, l'expression de l'ADNc inséré sous sa dépendance. Il s'agit en général d'un promoteur eucaryote fort et en particulier d'un promoteur précoce du cytomégalovirus CMV-IE, d'origine humaine ou murine, ou encore ' éventuellement d'une autre origine telle que rat, cobaye. De manière plus générale, le promoteur est soit d'origine virale, soit d'origine cellulaire. Comme promoteur viral autre que CMV-IE, on peut citer le promoteur précoce ou tardif du virus SV40 ou le promoteur LTR du virus du Sarcome de Rous. Comme promoteur cellulaire, on peut citer le promoteur d'un gène du cytosquelette, tel que par exemple le promoteur de la desmine, ou encore le promoteur de l'actine. Un sous-fragment de ces promoteurs, conservant la même activité promotrice est compris dans la présente invention, e.g. les promoteurs CMV-IE tronqués selon WO-A-98/00166.
Lorsque plusieurs séquences hétérologues (ADNc et/ou gènes de FCV ou d'autres pathogènes félins) sont présents dans le même piasmide, ceux-ci peuvent être présentés dans la même unité de transcription ou dans deux unités différentes. Les plasmides peuvent également comprendre d'autres éléments de régulation de transcription, tels que par exemple des séquences stabilisatrices du type intron, de préférence intron II du gène de la β-globine de lapin (van Ooyen et al. Science, 1979, 206: 337-344), séquence signal de la protéine codée par le gène de l'activateur du plasminogène tissulaire (tPA ; Montgomery ef al. Cell. Mol. Biol. 1997, 43: 285-292), et signal de polyadénylation (polyA), notamment du gène de l'hormone de croissance bovine (bGH) (US-A-5 122 458) ou du gène de la β-globine du lapin.
L'invention a également pour objet l'utilisation des ADNc selon l'invention pour la production in vitro des protéines de capside ou de leurs fragments et épitopes immunologiquement actifs et leur incorporation dans des préparations immunogènes et vaccins sous-unitaires.
L'invention a également pour objet une préparation immunogène ou un vaccin contre la calicivirose féline comprenant au moins un vecteur d'expression in vivo recombiné selon l'invention et un véhicule ou excipient acceptable sur le plan vétérinaire, et éventuellement un adjuvant.
La notion de préparation immunogène recouvre toute préparation susceptible, une fois administrée au chat, d'induire au moins une réponse immunitaire dirigée contre le pathogène félin considéré. Par vaccin, on entend une préparation capable d'induire une protection efficace.
De préférence, cette préparation immunologique ou ce vaccin comprend un vecteur d'expression in vivo dans lequel est inséré un ADNc type FCV 431 , ce qui inclut ses équivalents ou un ADNc FCV G1 , ce qui inclut les équivalents de ce dernier. Selon une première particularité très avantageuse, cette préparation immunologique ou ce vaccin comprend un vecteur d'expression dans lequel est inséré un ADNc type FCV 431 , ce qui inclut ses équivalents, et un ADNc type FCV G1 , ce qui inclut aussi les équivalents de ce dernier.
Selon une deuxième particularité très avantageuse, cette préparation immunologique ou ce vaccin comprend au moins deux vecteurs d'expression : dans le premier est inséré un ADNc type FCV 431 , ce qui inclut ses équivalents, et dans le second un ADNc de la souche FCV G1 , ce qui inclut aussi les équivalents de ce dernier.
Pour adjuver les préparations et vaccins conformes à l'invention, on peut utiliser tout adjuvant approprié connu de l'homme de l'art. Toutefois, on préfère soit les formuler sous forme d'émulsions huile-dans-l'eau, soit leur ajouter des polymères de l'acide acrylique ou méthacrylique ou des copolymères d'anhydride maléique et de dérivé aicényle, ou encore un lipide cationique contenant un sel d'ammonium quaternaire.
Parmi les polymères, on préfère les polymères de l'acide acrylique ou méthacrylique réticulés, notamment par des éthers polyalcenyliques de sucres ou de polyalcools. Ces composés sont connus sous le terme carbomère (Pharmeuropa vol. 8, n° 2, juin 1996). L'homme de l'art peut aussi se référer à US-A-2 909 462 (incorporé par référence) décrivant de tels polymères acryliques réticulés par un composé polyhydroxylé ayant au moins 3 groupes hydroxyle, de préférence pas plus de 8, les atomes d'hydrogène d'au moins trois hydroxyles étant remplacés par des radicaux aliphatiques insaturés ayant au moins 2 atomes de carbone. Les radicaux préférés sont ceux contenant de 2 à 4 atomes de carbone, e.g. vinyles, allyles et autres groupes éthyléniquement insaturés. Les radicaux insaturés peuvent eux-mêmes contenir d'autres substituants, tel que méthyl. Les produits vendus sous la dénomination Carbopol® (BF Goodrich, Ohio, USA) sont particulièrement appropriés. Ils sont réticulés par un allyl saccharose ou par de l'allylpentaérythritol. Parmi eux, on peut citer les Carbopol® 974P, 934P et 971 P.
Parmi les copolymères d'anhydride maléique et de dérivé aicényle, on préfère les EMA® (Monsanto) qui sont des copolymères d'anhydride maléique et d'éthylène, linéaires ou réticulés, par exemple réticulés par du divinyléther. On peut se référer a J. Fields ét al, Nature, 186: 778-780, 4 juin 1960 (incorporé par référence). Sur le plan de leur structure, les polymères d'acide acrylique ou méthacrylique et les EMA® sont formés de préférence de motifs de base de formule suivante : - *
R . R,
Figure imgf000013_0001
dans laquelle :
- Ri et R2, identiques ou différents, représentent H ou CH3
- x = 0 ou 1 , de préférence x = 1
- y = 1 ou 2, avec x + y = 2
Pour les EMA®, x = 0 et y = 2. Pour les carbomères, x = y = 1.
Ces polymères sont dissous dans l'eau ou dans de l'eau physiologique (NaCI à 20 g/l) et le pH est ajusté à 7,3-7,4 par de la soude, pour donner la solution adjuvante dans laquelle le vecteur d'expression ou les sous-unités seront incorporés
La concentration en polymère dans la composition vaccinale finale sera de 0,01 % à 1 ,5 % P/V, plus particulièrement de 0,05 à 1 % P/V, de préférence de 0,1 à 0,4 % P/V.
Les lipides cationiques contenant un sel d'ammonium quaternaire, qui sont particulièrement mais pas exclusivement adaptés pour les vecteurs d'expression plasmidiques répondent à la formule :
CH, 3
R1 - 0 - CH2 - CH - CH2 - N θ -R2 - X
OR. CH, dans laquelle R1 est un radical aliphatique linéaire, saturé ou insaturé, ayant de 12 à 18 atomes de carbone, R2 est un autre radical aliphatique, renfermant 2 ou 3 atomes de carbone, et X un groupement hydroxyle ou aminé. On préfère le DMRIE (N-(2-hydroxyéthyl)-N,N-diméthyl-2,3- bis(tetradécyloxy)-1 -propanammonium ; WO-A-9634109), de préférence couplé avec un lipide neutre, notamment le DOPE (dioiéoyl-phosphatidyl-éthanolamine), pour former le DMRIE-DOPE. De préférence, le mélange piasmide avec cet adjuvant se fait de manière extemporanée et l'on préfère, avant son administration à l'animal, laisser le temps au mélange ainsi constitué de se complexer, par exemple pendant une durée allant de 10 à 60 minutes, notamment de l'ordre de 30 minutes.
Lorsque du DOPE est présent, le ratio molaire DMRIE : DOPE va de préférence de 95 : 5 à 5 : 95, plus particulièrement de 1 : 1 .
Le ratio pondéral piasmide : adjuvant DMRIE ou DMRIE-DOPE peut aller notamment de 50 : 1 à 1 : 10, notamment de 10 : 1 à 1 : 5, de préférence de 1 : 1 à 1 : 2.
Les vecteurs d'expression in vivo codant pour un ADNc type FCV selon l'invention peuvent également coder pour le GM-CSF félin ou être associés à un second vecteur codant pour le GM-CSF félin (e.g. les plasmides pJP089 et pJP090, respectivement figure 5 et figure 6). Dans le cas de plasmides, on préfère un mélange de deux plasmides. Dans le cas de vecteurs viraux, on préfère un seul vecteur. Ce vecteur d'expression ou ce mélange de vecteurs d'expression peut aussi être adjuvé tel que décrit précédemment.
L'invention a aussi pour objet une préparation immunogène multivalente ou un vaccin multivalent contre la calicivirose féline et contre au moins un autre pathogène félin, utilisant un même vecteur d'expression in vivo recombiné contenant et exprimant au moins un ADNc type FCV selon l'invention et au moins une séquence nucléotidique d'un immunogène d' un autre pathogène félin ou d'un fragment immunologiquement actif de cet immunogène. L'invention a également pour objet une préparation immunogène multivalente ou un vaccin multivalent comprenant au moins un vecteur d'expression in vivo dans lequel est insérée au moins un ADNc type FCV selon l'invention et au moins un deuxième vecteur d'expression dans lequel est insérée une séquence codant pour un immunogène, ou un fragment immunologiquement actif, d'un autre pathogène félin. Des plasmides appropriés dans lesquels est insérée une séquence codant pour un immunogène, ou un fragment immunologiquement actif, d'un autre pathogène félin, peuvent être notamment ceux décrits dans les exemples 7 à 15 et 17 à 19 de la demande de brevet WO- A-9803660 (pPB179, pPB180, pPB181 , pAB009, pAB053, pAB052, pAB056, pAB058, pAB029, pAB030, pAB083, pAB041 ). Les vaccins recombinés monovalents ou multivalents tels que décrits précédemment peuvent également être associés avec au moins un vaccin classique (inactivé, vivant atténué, sous-unités) dirigé contre au moins un pathogène félin identique ou différent.
Lesdits autres pathogènes félins sont notamment choisis parmi le groupe comprenant le virus de la rhinotrachéite féline ou virus herpès félin (FHV), le virus de la leucémie féline (FeLV), les parvovirus félins (FPV), le virus de la péritonite infectieuse féline (FIPV), le virus de l'immunodéficience féline (FIV), le virus de la rage, Chlamydia.
L'invention a aussi pour objet les protéines de capside isolées, purifiées ou synthétiques, de la souche FCV431 et de la souche FCV G1 , ayant la séquence en acides aminés représentée à la SEQ ID NO : 7, respectivement SEQ ID NO : 5. Cela recouvre automatiquement les protéines équivalentes, c'est-à-dire issues de souches équivalentes aux souches FCV 431 et FCV G1 suivant les définitions données plus haut (mise en œuvre du panel et/ou d'un anticorps monoclonal, notamment l'anticorps monoclonal 44). Avantageusement ces protéines de capside peuvent être assemblées sous forme de capsides vides.
L'invention a aussi pour objet les fragments et épitopes (au moins environ 8 à 10 acides aminés) de ces protéines, qui conservent la spécificité et l'immuπogénicité de la protéine entière. ΛS
Les protéines de capside, éventuellement assemblées sous forme de capsides vides, et leurs fragments et épitopes, peuvent être produits par expression in vitro. La séquence nucléotidique correspondante est insérée dans un système d'expression in vitro et exprimée par ce système, et le produit d'expression récolté et éventuellement purifié, comme cela est connu en soi.
Le système d'expression peut être d'origine virale, en particulier le baculovirus (US-A-4 745 051 ). On intégre la séquence codante ou un fragment (dans le cas de l'épitope ou du fragment) dans le génome du baculovirus (e.g. le baculovirus Autographa californica Nuclear Polyhedrosis Virus AcNPV) et ce dernier est ensuite propagé, notamment sur cellules d'insectes, e.g. Spodoptera frugiperda Sf9 (dépôt ATCC CRL 1711 ).
Le système d'expression in vitro peut être d'origine procaryote, e.g. Escherichia coli, ou eucaryote, en particulier levures, e.g. Saccharomyces cerevisiae, ou des cellules eucaryotes de mammifères, notamment des lignées cellulaires telles que CHO (cellules ovariennes de hamster), HeLa, BHK ou des cellules d'insectes, e.g. Spodoptera frugiperda (supra), ou encore des cellules félines.
Comme promoteurs utilisables dans ces constructions cellulaires, on peut - citer les promoteurs viraux forts tels que ceux du virus SV40 (Fiers et al., Nature, (1978) 273 : 113) et le promoteur précoce (CMV-IE) du virus CMV ou cytomegalovirus humain (McGregor et Caskey, Nucleic Acids Res. 17 : 2365, 1989), murin ou d'une autre origine, ou encore celui du gène polyhédrine du Baculovirus AcNPV (Hooft van Iddekinge et al., 1983, Virology 131 : 561-565).
L'homme de l'art sait comment purifier et/ou isoler les protéines, assemblées ou non sous forme de capsides vides, leurs fragments et épitopes à partir du produit des techniques décrites ci-dessus. A titre d'exemple, on peut rappeler que l'homme de l'art a à sa disposition différentes méthodes qui comprennent notamment : précipitation basée sur la solubilité des protéines, fragments et épitopes d'intérêt en fonction des conditions salines du milieu, précipitation par des solvants organiques, des polymères et autres matières, précipitation d'affinité et dénaturation sélective, chromatographie sur colonne, y compris chromatographie liquide haute performance (HPLC), chromatographie d'échange d'ions, chromatographie d'affinité, chromatographie d'immunoaffinité, chromatographie utilisant des ligands, immunoprécipitation, filtration sur gel, électrophorèse, méthodes de filtration, notamment ultrafiltration, et ultra- centrifugation sur gradient.
L'homme de l'art peut se reporter à titre d'exemple à K.Y. Green et al., J. Clin. Microb., Juillet 1997, Vol 35, 7 : 1909 -1914, pour la production de capsides en baculovirus propagé sur cellules Sf9 et récolte par ultra-centrifugation sur des gradients de saccharose (10 à 50 %). Les protéines de capside, et leurs fragments et épitopes, peuvent aussi être produits par synthèse chimique par les méthodes à la disposition de l'homme de l'art.
L'invention a aussi pour objet les préparations immunogènes et vaccins comprenant au moins un antigène sous-unitaire formé d'une protéine de capside, de préférence assemblée sous forme de capsides vides, de FCV 431 et/ou FCV G1 , ou d'un fragment ou épitope correspondant, dans un véhicule ou excipient acceptable au plan vétérinaire, et de préférence un adjuvant. De préférence, les préparations et vaccins selon l'invention comprennent des antigènes sous-unitaires issus des deux souches FCV 431 et FCV G1. De même, les préparations et vaccins peuvent comprendre des protéines de capside non assemblées et des protéines assemblées sous forme de capsides vides.
Pour adjuver les préparations immunogènes et vaccins sous-unitaires selon l'invention, on peut utiliser à titre d'adjuvant (1) de l'hydroxyde d'alumine, (2) un polymère de l'acide acrylique ou méthacrylique, un polymère d'anhydride maléique et de dérivé aicényle (décrits ci-dessus), ou (3) formuler la préparation immunogène ou vaccin sous forme d'une émulsion huile-dans-l'eau en particulier l'émulsion SPT décrite p 147 « Vaccine Design, The Subunit and Adjuvant Approach » edited by M. Powell, M. Newman, Plénum Press 1995, et l'émulsion MF59 décrite p183 du même ouvrage. L'émulsion huile-dans-l'eau peut notamment être à base d'huile de paraffine liquide légère (type Pharmacopée européenne) ; d'huile isoprénoide telle que le squalane, le squalène ; d'huile résultant de l'oligomérisation d'alcènes, en particulier d'isobutène ou de decène ; des esters d'acides ou d'alcools à groupement aikyle linéaire, plus particulièrement les huiles végétales, l'oléate d'éthyle, le di(caprylate / caprate) de propylène glycol, le tri(caprylate / caprate) de glycérol, le dioléate de propylène glycol ; des esters d'acides ou d'alcools gras ramifiés, en particulier des esters de l'acide isostéarique. L'huile est utilisée en association avec des émulsifiants pour former l'émulsion. Les émulsifiants sont de préférence des tensio-actifs non ioniques en particulier les esters de sorbitan, de mannide, de glycérol, de polyglycérol, de propylène glycol et de l'acide oléique, isostéarique, ricinoléique, hydroxystéarique, éventuellement éthoxylés, les blocs copolymères poiyoxypropylène-polyoxyéthylène en particulier les Pluronic®, notamment L121 . L'invention a aussi pour objet les préparations immunogènes et vaccins multivalents dans lesquels la valence FCV est une valence sous-unitaire comme décrit ci-dessus.
La présente invention a aussi pour objet une méthode d'immunisation des chats, contre les maladies dues aux virus de la calicivirose féline. Cette méthode comprend l'administration d'une préparation immunologique ou d' un vaccin selon l'invention à des chats. Cette administration peut se faire notamment par la voie parentérale, par administration sous- cutanée, intradermique, intramusculaire, intrapéritonéale. De préférence, l'administration se fait par la voie sous-cutanée ou intramusculaire. Différents moyens d'administration peuvent être utilisés pour les préparations immunogènes et les vaccins plasmidiques, notamment des particules d'or enrobées d'ADN et projetées de façon à pénétrer dans les cellules de la peau du sujet à immuniser (Tang ét al. Nature 1992. 356. 152-154) et les injecteurs par jet liquide permettant de transfecter à la fois des cellules de la peau et des cellules des tissus sous-jacents (Furth et al. Analytical Bioch. 1992. 205. 365-368). L'homme de l'art possède les compétences nécessaires pour définir précisément le nombre d'administration et les doses à utiliser pour chaque protocole d'immunisation.
L'invention va être maintenant décrite plus en détail à l'aide de modes de réalisation pris à titre d'exemples non limitatifs et se référant au dessin dans lequel :
Figure 1 : Séquence d'ADNc et de la protéine « capside » de la souche FCV G1
Figure 2 : Séquence d'ADNc et de la protéine « capside » de la souche FCV 431 Figure 3 : Carte de restriction du piasmide pJCA151
Figure 4 : Séquence de la région C6L du génome du canarypox virus (souche ALVAC)
Figure 5 : Carte de restriction du piasmide pJP089
Figure 6 : Séquence du gène GM-CSF félin 3R3 Figure 7 : Carte de restriction du piasmide pJP090
Figure 8 : Séquence du gène GM-CSF félin 3R4
Figure 9 : Tableau des titres de séroneutralisation croisée
Liste des séquences pour les constructions de la présente invention SEQ ID NO 1 : Oligonucléotide PB331
SEQ ID NO 2 : Oligonucléotide PB333
SEQ ID NO 3 : Oligonucléotide PB332
SEQ ID NO 4 : Séquence d'ADNc capside FCV G1
SEQ ID NO 5 : Séquence de la protéine capside FCV G1 SEQ ID NO 6 : Séquence d'ADNc capside FCV 431
SEQ ID NO 7 : Séquence de la protéine capside FCV 431
SEQ ID NO 8 : Oligonucléotide JCA289
SEQ ID NO 9 : Oligonucléotide JCA290
SEQ ID NO 10 : Séquence de la région C6L du canarypox virus (souche ALVAC) SEQ ID NO 11 : Oligonucléotide C6A1
SEQ ID NO 12 : Oligonucléotide C6B1 T. «3
SEQ ID NO 13 : Oligonucléotide C6C1
SEQ ID NO 14 : Oligonucléotide C6D1
SEQ ID NO 15 : Oligonucléotide JCA291
SEQ ID NO 16 : Oligonucléotide JCA292
SEQ ID NO 17 : Oligonucléotide JCA293
SEQ ID NO 18 : Oligonucléotide JCA294
SEQ ID NO 19 : Oligonucléotide JCA295
SEQ ID NO 20 : Oligonucléotide JP578
SEQ ID NO 21 : Oligonucléotide JP579
SEQ ID NO 22 : Séquence du gène GM-CSF félin 3R3
SEQ ID NO 23 : Séquence du gène GM-CSF félin 3R4
EXEMPLES
Toutes les constructions de plasmides ont été réalisées eh utilisant les techniques standards de biologie moléculaire (clonage, digestion par les enzymes de restriction, synthèse d'un ADN complémentaire simple brin, " amplification en chaîne par polymérase, élongation d'un oligonucléotide par une ADN polymérase...) décrites par Sambrook J. et al. {Molecular Cloning: A Laboratory Manual. 2πd Edition. Cold Spring Harbor Laboratory Press. Cold Spring Harbor. New York. 1989). Tous les fragments de restriction utilisés pour la présente invention, ainsi que les divers fragments d'amplification en chaîne par polymérase (= ACP ou PCR), ont été isolés et purifiés en utilisant le kit "Geneclean7" (BIO101 Inc. La Jolla, CA).
Exemple 1 : Isolement et culture souches de calicivirus félin G1 et 431
La souche de calicivirus félin désignée G1 a été obtenue à partir d'un prélèvement réalisé en France sur un chat présentant des signes de calicivirose. Cette souche FCV G1 a été déposée le 12 mars 1999 à la Collection Nationale de Cultures de Microorganismes (ou CNCM) de l'Institut Pasteur, Paris, France, sous le numéro d'accès 1-2167.
La souche de calicivirus félin désignée 431 a été isolée à partir d'un prélèvement réalisé en Angleterre sur un chat présentant des signes de calicivirose. Cette souche FCV 431 a été déposée le 12 mars 1999 à la Collection Nationale de
Cultures de Microorganismes (ou CNCM) de l'Institut Pasteur, Paris, France, sous le numéro d'accès 1-2166.
Pour leur amplification, les souches de calicivirus félin ont été cultivées sur cellules de la lignée de rein de chat (Crandell-Reese Féline Kidney ou CRFK, N° ATCC CCL-94, Crandell et al. In Vitro 1973, 9, 176-185).
Les cellules CRFK sont mises en culture en plaque de 96 puits ou en Falcon 25 cm2 avec du milieu DMEM supplémenté de 5 % de sérum de veau fœtal contenant environ 100 000 cellules par ml. Les cellules sont cultivées à +37°C en atmosphère contenant 5% de C02. Après 3 jours la couche cellulaire arrive à confluence. Le milieu de culture est alors remplacé par du milieu DMEM sans sérum mais additionné de 50 mg/l de gentamycine et les isolats viraux FCV sont ajoutées à raison d'un volume de 100 μl de dilutions sériées de quart en quart par puit pour le clonage en dilutions limites des virus FCV ou de 1 ml par Falcon. Lorsque l'effet cytopathique (CPE) est complet (24-48 heures après le début de la mise en culture), les suspensions virales sont récoltées et congelées à -70°C.
3 à 4 passages successifs sont généralement nécessaires à la production d'un lot viral. Le lot viral est stocké à -70°C.
Exemple 2 : Extraction de l'ARN viral des souches G1 et 431 de calicivirus félin
Les cellules CRFK sont cultivées à 37°C en flacons roulants de 2 litres (850 cm2) en milieu Eagle modifié (MEM, Gibco BRL) supplémenté avec 2,5 % d'hydrolysat de lactalbumine (Gibco BRL) et de 5% de sérum de veau foetal (Gibco BRL). On ajoute par flacon roulant 300 ml d'une suspension cellulaire en milieu MEM à environ 100 000 cellules/ml. Après 3 jours la couche cellulaire est confluente. Le TA. milieu de culture cellulaire est alors remplacé par du milieu MEM sans sérum et le virus FCV ajouté à une multiplicité d'infection (moi) de 0,5 DICC50/cellule. La culture virale est maintenue à 37°C pendant 24 à 48 heures jusqu'à l'obtention d'un effet cytopathique pour l'ensemble du tapis cellulaire. La suspension virale est récoltée puis clarifiée par centrifugation.
L'ARN viral contenu dans 100 ml de suspension virale de la souche FCV G1 , qui vient d'être préparée, a été extrait avec les solutions du kit « High Pure™ Viral RNA Kit » Cat # 1 858 882, Roche Molecular Biochemicals), en suivant les instructions du fournisseur pour les étapes d'extraction. Le culot d'ARN obtenu à la fin de l'extraction a été re-suspendu avec 10 ml d'eau distillée stérile sans RNase.
L'ARN viral de la souche FCV 431 a été extrait dans les mêmes conditions à partir de 100 ml de suspension virale de la souche correspondante. Le culot d'ARN obtenu à la fin de l'extraction a été re-suspendu avec 10 ml d'eau distillée stérile sans RNase.
Exemple 3 : Synthèse des ADN complémentaires des gènes capsides des souches G1 et 431 de calicivirus félin
Les ADN complémentaires correspondant aux gènes capsides des souches G1 et 431 de calicivirus félin ont été synthétisés avec le kit « Gène Amp RNA PCR
Kit » (Cat # N 808 0017, Perkin-Elmer, Norwalk, CT 06859, USA) en utilisant les conditions données par le fournisseur.
Pour la souche FCV G1 , une réaction de transcription inverse, suivie d'une réaction d'amplification en chaîne (Réaction « TI-ACP » ou « RT-PCR ») a été réalisée avec 1 ml de la suspension d'ARN viral FCV G1 (exemple 2) et avec les oligonucléotides suivants :
PB331 (33 mer) (SEQ ID NO 1 )
5' TTGCGGCCGCTGTGATGTGTTCGAAGTTTGAGC 3' et PB333 (36 mer) (SEQ ID NO 2) 5' TTGGCGCCGYTGACCMAGTGCAGCYTTRTCCAATTC 3' Les conditions de synthèse du premier brin d'ADN complémentaire sont une température de 42°C pendant 15 min, puis 99°C pendant 5 min, et enfin 4°C pendant 5 min. Les conditions de la réaction ACP sont une température de 95°C pendant 2 min, puis 35 cycles (95°C pendant 1 min, puis 62°C pendant 1 min, et 72°C pendant 2 min), et enfin 72°C pendant 7 min pour produire un fragment RT- PCR d'environ 2000 paires de bases (pb) qui a été identifié « G1 -4 ». Pour la souche FCV 431 , une réaction de transcription inverse, suivie d'une réaction d'amplification en chaîne (Réaction « TI-ACP » ou « RT-PCR ») a été réalisée avec 1 ml de la suspension d'ARN viral FCV 431 (exemple 2) et avec les oligonucléotides suivants :
PB331 ( 33 mer) (SEQ ID NO 1 ) et PB332 (38 mer) (SEQ ID NO 3)
5' TTGGCGCCAAYWGTRTTWGHTACAGTRTCAATYARRCC 3'
Les conditions de synthèse du premier brin d'ADN complémentaire sont une température de 42°C pendant 15 min, puis 99°C pendant 5 min, et enfin 4°C pendant 5 min. Les conditions de la réaction ACP sont une température de 95°C pendant 2 min, puis 35 cycles (95°C pendant 1 min, puis 62°C pendant 1 min, et 72°C pendant 2 min), et enfin 72°C pendant 7 min pour produire un fragment RT- PCR d'environ 2000 paires de bases (pb) qui a été identifié « 431 -2 ».
Exemple 4 : Clonage du gène codant pour la protéine capside de la souche G1 du calicivirus félin
Le fragment RT-PCR « G 1 -4 » a été digéré par Narl puis par Notl pour isoler, après électrophorèse en gel d'agarose, le fragment Narl-Notl d'environ 2000 pb. Ce fragment a été ligaturé avec le vecteur pBlueScript® Il KS+ (Cat # 212208 Stratagene Inc., La Jolla, CA 92037, USA), préalablement digéré par Notl et Clal, puis déphosphorylé, pour donner le piasmide pG1-4-5 (5033 pb). Le fragment Notl-Narl clone dans ce piasmide a été entièrement séquence sur les deux brins pour déterminer la séquence du gène capside. La séquence du gène capside de la souche FCV G1 (2010 pb) (SEQ ID NO 4), ainsi que la séquence de la protéine capside (p65) (668 acides aminés) (SEQ ID NO 5) codée par ce gène, sont présentées sur la figure 1.
Exemple 5 : Clonage du gène codant pour la protéine capside de la souche 431 du calicivirus félin
Le fragment RT-PCR « 431-2 » a été digéré par Narl puis par Notl pour isoler, après électrophorèse en gel d'agarose, le fragment Narl-Notl d'environ 2000 pb. Ce fragment a été ligaturé avec le vecteur pBlueScript® Il KS+ (Cat # 212208 Stratagene Inc., La Jolla, CA 92037, USA), préalablement digéré par Notl et Clal, puis déphosphorylé, pour donner le piasmide p431-2-1 (4985 pb).
Le fragment Notl-Narl clone dans ce piasmide a été entièrement séquence sur les deux brins pour déterminer la séquence du gène capside. La séquence du gène capside de la souche FCV 431 (2007 pb) (SEQ ID NO 6), ainsi que la séquence de la protéine capside (p65) (668 acides aminés) (SEQ ID NO 7) codée par ce gène, sont présentées sur la figure 2.
Exemple 6 : Construction du piasmide pJCA151
Une réaction ACP a été réalisée en utilisant le piasmide p431 -2-1 (exemple 5) ' comme matrice et les oligonucléotides suivants : JCA289 SEQ ID NO 8 (36 mer) :
5' AAACGCGTCGACATGTGCTCAACCTGCGCTAACGTG 3' et JCA290 SEQ ID NO 9 (33 mer) :
5' TTTTGATATCTCATATTTTAACCATTCCACTCC 3' pour amplifier un fragment ACP d'environ 2030 pb. Ce fragment a été digéré avec les enzymes de restriction Sali et EcoRV pour isoler, après électrophorèse en gel d'agarose, un fragment Sall-EcoRV de 2014 pb. Ce fragment de restriction a alors été ligaturé avec le piasmide pVR1012 (Hartikka J. et al.
Human Gène Therapy. 1997. 7. 1205-1217), préalablement digéré par Sali et
EcoRV, pour donner le piasmide pJCA151 (6908 pb) (Figure 3). *LMr Exemple 7 : Construction du piasmide donneur pour l'insertion dans le site
C6L du canarypox virus
La figure 4 (SEQ ID NO 10) montre la séquence d'un fragment de 3700 pb de l'ADN génomique du canarypox virus. L'analyse de cette séquence a révélé un cadre ouvert de lecture (COL) qui a été appelé C6L, qui commence à la position
377 et se termine à la position 2254. La construction d'un piasmide d'insertion aboutissant à la délétion du COL C6L et à son remplacement par un site de clonage multiple flanqué de signaux d'arrêt de transcription et de traduction a été réalisée comme décrit ci-après. Une réaction ACP a été réalisée à partir de la matrice constituée par l'ADN génomique du canarypox virus et avec les oligonucléotides suivants :
C6A1 (SEQ ID NO 1 1 ) (42 mer)
5' ATCATCGAGCTCGCGGCCGCCTATCAAAAGTCTTAATGAGTT 3' et C6B1 (SEQ ID NO 12) (73 mer) 5'GAATTCCTCGAGCTGCAGCCCGGGTTTTTATAGCTAATTAGTCATTTTTTC
GTAAGTAAGTATTTTTATTTAA 3' pour isoler un fragment ACP de 432 pb (fragment A).
Une réaction ACP a été réalisée à partir de la matrice constituée par l'ADN génomique du canarypox virus et avec les oligonucléotides suivants : C6C1 (SEQ ID NO 13) (72 mer)
5'CCCGGGCTGCAGCTCGAGGAATTCTTTTTATTGATTAACTAGTCAAATGAG
TATATATAATTGAAAAAGTAA 3' et C6D1 (SEQ ID NO 14) (45 mer)
5' GATGATGGTACCTTCATAAATACAAGTTTGATTAAACTTAAGTTG 3' pour isoler un fragment ACP de 1210 pb (fragment B).
Les fragments A et B ont été hybrides ensemble pour servir de matrice à une réaction ACP réalisée avec les oligonucléotides C6A1 (SEQ ID NO 1 1 ) et C6D1
(SEQ ID NO 14) pour générer un fragment ACP de 1630 pb. Ce fragment a été digéré par les enzymes de restriction Sacl et Kpnl, pour isoler, après électrophorèse en gel d'agarose, un fragment Sacl-Kpnl de 1613 pb. Ce fragment a été ligaturé avec le vecteur pBlueScript® Il SK+ (Stratagene, La Jolla, CA, USA, Cat # 212205), préalablement digéré par les enzymes Sacl et Kpnl , pour donner le piasmide pC6L. La séquence de ce piasmide a été vérifiée par séquençage. Ce piasmide contient 370 pb de séquences situées en amont du COL C6L (« bras flanquant gauche C6 »), un signal vaccine d'arrêt précoce de transcription, des codons stops dans les 6 phases de lecture, un site de clonage multiple contenant les sites de restriction Smal, Pstl, Xhol et EcoRI, et enfin 1 156 pb de séquences situées en aval du COL C6L (« bras flanquant droit C6 »). Le piasmide pMP528HRH (Perkus M. ét al. J. Virol. 1989. 63. 3829-3836) a été utilisé comme matrice pour amplifier la séquence complète du promoteur vaccine H6 (N° d'accès GenBank M28351 ) avec les oligonucléotides suivants : JCA291 (SEQ ID NO 15) (34 mer)
5' AAACCCGGGTTCTTTATTCTATACTTAAAAAGTG 3' et JCA292 (SEQ ID NO 16) (43 mer) 5' AAAAGAATTCGTCGACTACGATACAAACTTAACGGATATCGCG 3' pour amplifier un fragment ACP de 149 pb. Ce fragment a été digéré par les enzymes de restriction Smal et EcoRI pour isoler, après électrophorèse en gel d'agarose, un fragment de restriction Smal-EcoRI de 138 pb. Ce fragment a alors été ligaturé avec le piasmide pC6L, préalablement digéré par Smal et EcoRI, pour donner le piasmide pJCA150.
Exemple 8 : Construction du virus recombiné vCP1710 (canarypox virus recombiné exprimant le gène capside de la souche FCV 431)
Une réaction ACP a été réalisée en utilisant le piasmide p431 -2-1 (exemple 5) comme matrice et les oligonucléotides suivants : JCA293 (SEQ ID NO 17) (55 mer) :
5'AAATCGCGATATCCGTTAAGTTTGTATCGTAATGTGCTCAACCTGCGCTAA
CGTG 3' et JCA294 (SEQ ID NO 18) (33 mer) :
5' TTTTGTCGACTCATATTTTAACCATTCCACTCC 3' pour amplifier un fragment ACP d'environ 2050 pb. Ce fragment a été digéré avec les enzymes de restriction Nrul et Sali pour isoler, après électrophorèse en αc gel d'agarose, le fragment Nrul-Sall de 2035 pb (fragment A). Le piasmide pJCA150 (exemple 7) a été digéré par les enzymes de restriction Nrul et Sali pour isoler, après électrophorèse en gel d'agarose, le fragment de restriction Nrul-Sall d'environ 4500 pb (fragment B). Les fragments A et B ont alors été ligaturés ensemble pour donner le piasmide pJCA152.
Le piasmide pJCA152 a été linéarisé par Notl, puis transfecté dans des cellules primaires d'embryons de poulets infectées avec du canarypox virus (souche ALVAC) selon la technique de précipitation au phosphate de calcium précédemment décrite (Panicali et Paoletti Proc. Nat. Acad. Sci. 1982. 79. 4927- 4931 ; Piccini et al. In Methods in Enzymology. 1987. 153. 545-563. Eds. Wu R. and Grossman L. Académie Press). Des plages positives ont été sélectionnées sur la base d'une hybridation avec une sonde radiomarquée spécifique du gène capside de la souche FCV 431. Ces plages ont subi 4 cycles successifs de sélection/purification de plages jusqu'à ce qu'une population pure ait été isolée. Une plage représentative de la recombinaison in vitro entre le piasmide donneur pJCA152 et le génome du canarypox virus ALVAC a alors été amplifiée et le stock de virus recombiné obtenu a été désigné vCP1710.
Exemple 9 : Construction du virus recombiné vCP1711 (canarypox virus recombiné exprimant le gène capside de la souche FCV G1)
Une réaction ACP a été réalisée en utilisant le piasmide pG 1 -4-5 (exemple 4) comme matrice et les oligonucléotides suivants :
JCA293 (SEQ ID NO 17) et JCA295 (SEQ ID NO 19) (33 mer) : 5' TTTTGTCGACTCATAGTTTTGTCATAGTACTCC 3' pour amplifier un fragment ACP d'environ 2050 pb. Ce fragment a été digéré avec les enzymes de restriction Nrul et Sali pour isoler, après électrophorèse en gel d'agarose, un fragment Nrul-Sall de 2035 pb (fragment A). Le piasmide pJCA150 (exemple 7) a été digéré par les enzymes de restriction Nrul et Sali pour isoler, après électrophorèse en gel d'agarose, le fragment de restriction Nrul-Sall d'environ 4500 pb (fragment B). Les fragments A et B ont alors été ligaturés ensemble pour donner le piasmide pJCA153.
Le piasmide pJCA153 a été linéarisé par Notl, puis transfecté dans des cellules primaires d'embryons de poulets infectées avec du canarypox virus (souche ALVAC) selon la technique de précipitation au phosphate de calcium précédemment décrite (Panicali et Paoletti Proc. Nat. Acad. Sci. 1982. 79. 4927- 4931 ; Piccini et al. In Methods in Enzymology. 1987. 153. 545-563. Eds. Wu R. and Grossman L. Académie Press). Des plages positives ont été sélectionnées sur la base d'une hybridation avec une sonde radiomarquée spécifique du gène capside de la souche FCV G1. Ces plages ont subi 4 cycles successifs de sélection/purification de plages jusqu'à ce qu'une population pure ait été isolée. Une plage représentative de la recombinaison in vitro entre le piasmide donneur pJCA152 et le génome du canarypox virus ALVAC a alors été amplifiée et le stock de virus recombiné obtenu a été désigné vCP171 1.
Exemple 10. : Piasmide codant pour le GM-CSF félin
Du sang de chat a été récolté par prise de sang sur un tube contenant de l'EDTA. Les cellules mononucléées ont été récoltées par centrifugation sur un gradient de Ficoll, puis mises en culture en boîte de Pétri de 60 mm de diamètre. Les cellules mononuclées de chat ont alors été stimulés avec de la concanavaline A (ConA) (concentration finale d'environ 4 μg/ml) et avec de la phyto-hémagglutinine (PHA) (concentration finale d'environ 10 μg/ml). Après stimulation, les lymphoblastes " ConA " et " PHA " ont été récoltés par grattage des boîtes de culture, et l'ARN total de ces cellules a été extrait en utilisant le kit " mRNA isolation kit for White Blood Cells " (Boehringer Mannheim/Roche Cat # 1 934 325).
L'ARN total extrait des lymphoblastes de chat stimulés par la ConA et la PHA a servi de matrice pour la synthèse du premier brin d'ADN complémentaire. Ce premier brin d'ADN complémentaire a été produit par élongation de l'oligonucléotide p(dT)15 (Boehringer Mannheim/Roche Cat # 814 270). L'ADN complémentaire simple brin obtenu a été ensuite utilisé comme matrice pour une réaction d'ACP avec les oligonucléotides suivants : JP578 (SEQ ID NO 20) (33 mer)
5' TATGCGGCCGCCACCATGTGGCTGCAGAACCTG 3' et JP579 (SEQ ID NO 21 ) (36 mer)
5' TATGCGGCCGCTACGTATCACTTCTTGACTGGTTTC 3' pour amplifier un fragment ACP d'environ 450 paires de bases (pb). Ce fragment a été digéré par Notl pour isoler, après électrophorèse en gel d'agarose, le fragment Notl-Notl de 450 pb. Ce fragment a été alors ligaturé avec le piasmide pVR1012 (Hartikka J. et al. Human Gène Therapy. 1997. 7. 1205-1217). Deux clones contenant la séquence GM-CSF félin (SEQ ID NO 22 et SEQ ID NO 23), dans la bonne orientation par rapport au promoteur hCMV/IE ont été identifiés respectivement pJP089 et pJP090. Ces deux piasmide ont une taille de 5364 pb (Figures 5 et 7). La séquence du gène GM-CSF félin clone dans le piasmide pJP089 contient 13 différences au niveau nucléotidique avec la séquence GM-CSF félin disponible sur GenBank (n° d'accès AF053007). Le changement le plus important est une changement C - T qui entraîne un changement Leucine -> Phenylalanine pour l'acide aminé (première base du codon de l'acide aminé # 107 ; Figure 6). La séquence du gène GM-CSF félin clone dans le piasmide pJP090 est équivalent à celle contenue dans le piasmide pJP089, sauf que le changement Leucine - Phenylalanine au n'existe pas pour l'acide aminé # 107 (Figure 8). La vérification de la séquence 3' du gène GM-CSF félin au moyen du kit 3' RACE a montré que, à cette position 107, on peut avoir chez le même chat, l'acide aminé Leucine ou l'acide aminé Phenylalanine.
Exemple 11 : Fabrication des vaccins plasmidiques associés
Les divers plasmides nécessaires à la fabrication d'un vaccin associé sont mélangés. Ces plasmides peuvent être notamment ceux décrits dans les exemples 6 et 10 (pJCA151 , pJP089 et pJP090) et les exemples 7 à 15 et 17 à
19 de la demande de brevet WO-A-9803660 (pPB179, pPB180, pPB181 , pAB009, pAB053, pAB052, pAB056, pAB058, pAB029, pAB030, pAB083, pAB041 ). Les mélanges sont réalisés de telle manière que la concentration finale de chaque piasmide corresponde à la dose efficace de chaque piasmide. Les solutions utilisables pour ajuster la concentration finale du vaccin peuvent être soit une solution NaCI à 0,9 %, soit du tampon PBS.
Exemple 12 : Formulation des plasmides vaccinaux
La solution d'ADN contenant un ou plusieurs plasmides selon l'exemple 11 est concentrée par précipitation éthanolique comme décrit dans Sambrook et al (1989). Le culot d'ADN est repris par une solution de NaCI 0.9% de façon à obtenir une concentration de 1 mg/ml. Une solution de DMRIE-DOPE à 0,75mM est préparée par reprise d'un lyophilisât de DMRIE-DOPE par un volume adapté d'H20 stérile.
La formation des complexes ADN plasmidique-lipide est réalisée par dilution à parties égales de la solution de DMRIE-DOPE 0.75 mM par la solution d'ADN à 1 mg/ml dans NaCI 0.9%. La solution d'ADN , est introduire progressivement à l'aide d'une aiguille sertie 26G le long de la paroi du flacon contenant la solution de lipide cationique de façon à éviter la formation de - mousse. On procède à une agitation douce dès que les deux solutions ont été mélangées. On obtient en final une composition comprenant 0,375 mM de DMRIE-DOPE et 500 μg/ml de piasmide.
Il est souhaitable que l'ensemble des solutions utilisées soient à température ambiante pour l'ensemble des opérations décrites ci-dessus. On laisse la complexation ADN/DMRIE-DOPE se mettre en place à température ambiante pendant 30 minutes avant de procéder à l'immunisation des animaux.
Exemple 13 : Formulation des vecteurs canarypox vaccinaux
Pour la préparation de vaccins, les virus recombinés canarypox vCP1710 (exemple 8) et vCP171 1 (exemple 9) peuvent être adjuvés avec des solutions de carbomère. Le carbomère préféré est le Carbopol™ 974P fabriqué par BF Goodrich, Ohio, USA (poids moléculaire d'environ 3 000 000). Une solution stock à 1 ,5 % de Carbopol™ 974P est initialement préparée dans de l'eau distillée contenant 1 g/l de chlorure de sodium. Cette solution stock est alors utilisée pour l'élaboration d'une solution à 4 mg/ml de Carbopol™ 974P en eau physiologique. La solution stock est mélangée au volume adéquat d'eau physiologique, soit en une étape unique soit en plusieurs étapes successives, la valeur du pH est ajustée à chaque étape avec une solution d'hydroxyde de sodium 1 N (ou encore plus concentrée) afin d'obtenir une valeur finale de pH de 7,3-7,4. La solution de Carbopol™ 974P prête à l'emploi ainsi obtenue peut être utilisée pour reprendre des virus recombinés lyophilisés (e.g. vCP1710, vCP1711) ou pour diluer des solutions stocks concentrées de virus recombinés (e.g. vCP1710, vCP1711 ). Par exemple, pour obtenir une suspension virale contenant 108 pfu par dose de 1 ml, on peut diluer une solution virale stock de manière à obtenir un titre de 108,3 pfu/ml, puis diluer à parties égales avec ladite solution de Carbopol™ 974P prête à l'emploi à 4 mg/ml.
Exemple 14 : Tests d'immunofluorescence indirecte (IFI)
Les tests IFI sont effectués sur des plaques 96 puits contenant les cellules CRFK cultivées en monocouches et infectées par les virus FCV à tester.
200 μl par cupule d'une suspension de cellules CRFK à 90 000 cellules/ml en milieu F15 (Gibco BRL, Cat # 045-1075) contenant 5 % de sérum de veau foetal sont mises en culture en plaque de 96 cupules. A la confluence, 320 DICC50 de FCV sont inoculés sous 100 μl de milieu F15. Lorsque les premiers foyers d'ECP apparaissent, les cellules sont alors rincées par du PBS sans calcium ni magnésium (PBS", Sigma) froid, puis fixées à -20°C pendant 30 minutes par de l'acétone froid contenant 5 % v/v d'eau. Après séchage, les cellules infectées et fixées sont mises en contact pendant 30 minutes à 37°C avec 100 μl par cupule de liquide d'ascite correspondant à l'anticorps monoclonal 44 anti-FCV 431 (hybridome 431 2 0 17 E9 T, déposé à la CNCM sous le numéro d'accès I-2282), dilué au 1/5000 ème environ dans du tampon TRIS-HCI 50 mM pH7,6. Après deux rinçages en PBS", la fixation des anticorps est révélée par incubation dans les mêmes conditions d'un anticorps de chèvre anti-lgG de souris conjugué à de l'isothianate de fluorescéine (Biosys, conjugué FITC à 2mg/ml) et dilué à
1/150 en tampon TRIS-HCI 50 mM pH7,6. La lecture est faite sous microscope optique en lumière UV.
Cet anticorps monoclonal a été testé vis-à-vis de chacun des isolats du panel. Il s'est fixé exclusivement sur les cellules CRFK infectées par le FCV 431.
Ce test peut être utilisé pour déterminer les équivalents de la souche FCV 431.
Ces équivalents sont ceux sur lesquels se fixe l'anticorps monoclonal 44.
Exemple 15 : Séroneutralisation croisée in vitro
Des tests de séroneutralisation croisée ont été effectués entre 18 isolats de terrain obtenus par écouvillonnages pharyngés pratiqués sur des chats présentant des signes de calicivirose féline. 7 ont pour origine géographique la France, il s'agit des isolats identifiés A2, F3031 , G1 , G3, F1 , H3-2 et H1 -4. 4 ont pour origine géographique la Grande-Bretagne, il s'agit des isolats identifiés J5, 337, 388b et 431. Enfin, 7 ont pour origine géographique les USA, il s'agit des isolats identifiés RMI1 , RMI2, RMI3, RMI5, RMI6, RMI7 et RMI9. Pour chaque virus FCV, un antisérum a été produit par inoculation de chatons par la voie oronasale avec 106 0 DICC50 du virus FCV concerné. Les chatons exempts de pathogènes spécifiques (EOPS) étaient âgés de 10 à 14 semaines. Le sérum de chaque animal a été collecté un mois après l'infection. Les sérums ont été inactivés par la chaleur (30 minutes à 56°C), répartis, aliquotés et stockés à -20°C. Le sérum obtenu pour chaque isolât a été testé pour son aptitude à neutraliser les 18 isolats. Les sérums ont été dilués en cascade au tiers avec du milieu DMEM dans des plaques à 96 puits pour culture cellulaire. A 0,05 ml du sérum dilué on a ajouté 0,05 ml de milieu de culture contenant approximativement 100 DICC50 de la souche virale sélectionnée. Ce mélange a été incubé pendant 2 heures à 37°C en étuve en atmosphère contenant 5% C02.

Claims

0,15 ml d'une suspension de cellules CRFK contenant environ 100 000 cellules par ml a été ensuite ajoutée à chaque mélange. L'effet cytopathique a été observé par microscopie à contraste de phase après 4 jours de culture à 37°C en atmosphère contenant 5% C02. Les titres neutralisants de chaque sérum ont été calculés d'après la méthode de Kàrber. Les titres sont donnés sous la forme de la dilution la plus importante inhibant l'effet cytopathique pour 50 % des cupules. Les titres sont exprimés en log10- Le titre minimum ainsi trouvé a été de 0,7 log10 VN50. Chaque sérum a été titré au moins deux fois, de préférence trois fois. La Figure 9 donne l'ensemble des titres neutralisants obtenus lors des séroneutralisations croisées effectuées entre ces 18 souches FCV et ces 18 sérums.Il doit être bien compris que l'invention définie par les revendications annexées n'est pas limitée aux modes de réalisation particuliers indiqués dans la description ci-dessus, mais englobe les variantes qui ne sortent ni du cadre ni de l'esprit de la présente invention. Revendications
1. Fragment d'ADN comprenant la séquence nucléotidique représentée à la SEQ -ID NO : 6 ou un fragment de cette séquence codant pour un épitope, peptide ou polypeptide conservant substantiellement l'activité immunogène de la protéine codée par la séquence complète.
2. Fragment selon la revendication 1 , comprenant la séquence nucléotidique représentée à la SEQ ID NO : 6 et des éléments de régulation de sa transcription.
3. Fragment d'acide nucléique codant pour la protéine de capside représentée à la SEQ ID NO : 7 ou un fragment immunologiquement actif de cette protéine.
4. Vecteur d'expression in vivo ou in vitro comprenant un fragment d'acide nucléique selon l'une des revendications 1 à 3.
5. Vecteur d'expression in vivo selon la revendication 4, caractérisé en ce qu'il ' est choisi dans le groupe constitué des poxvirus, adénovirus et herpèsvirus.
6. Vecteur d'expression in vivo selon la revendication 4, caractérisé en ce qu'il s'agit d'un piasmide.
7. Vecteur d'expression in vivo selon l'une quelconque des revendications 4 à 6, caractérisé en ce qu'il comprend en outre un fragment d'ADN comprenant tout ou partie de la séquence nucléotidique représentée à la SEQ ID NO : 4.
8. Fragment d'ADN comprenant tout ou partie de la séquence nucléotidique représentée à la SEQ ID NO : 4 ou un fragment de cette séquence codant pour un peptide ou polypeptide conservant substantiellement l'activité immunogène de la protéine codée par la séquence complète.
9. Fragment selon la revendication 8, comprenant la séquence nucléotidique représentée à la SEQ ID NO : 4 et des éléments de régulation de sa transcription.
10. Fragment d'acide nucléique codant pour la protéine de capside représentée à la SEQ ID NO : 5 ou un fragment immunologiquement actif de cette protéine.
1 1. Vecteur d'expression in vivo selon l'une quelconque des revendications 4 à 6, caractérisé en ce qu'il comprend en outre un fragment d'acide nucléique selon l'une des revendications 8 à 10.
12. Vecteur d'expression selon l'une quelconque des revendications 4 à 7 et 11 , caractérisé en ce qu'il comprend en outre une séquence nucléotidique d'un immunogène, ou fragment immunologiquement actif, d'un autre pathogène félin.
13. Vecteur d'expression selon la revendication 12, caractérisé en ce que l'autre pathogène félin est choisi dans le groupe consistant en le virus de la rhinotrachéite féline (nommé aussi herpèsvirus félin, FHV), le virus de la leucémie féline (FeLV), les parvovirus félins (FPV), le virus de la péritonite infectieuse féline (FIPV), le virus de l'immunodéficience féline (FIV), le virus de la rage, Chlamydia.
14. Préparation immunogène ou vaccin contre la calicivirose féline, dans lequel l'antigène est une protéine, un peptide, un polypeptide ou un épitope capable d'induire in vivo chez l'espèce féline, en particulier chez le chat, des anticorps capables de séroneutraliser au moins 13 souches FCV parmi celles d'un panel constitué des 18 souches FCV suivantes : RMI1 , RMI2, RMI3, RMI5, RMI6, RMI7, RMI9, A2, F1 , G1 , G3, F3031 , H3-2, H1 -4, 431 , 388b, 337 et J5, préférentiellement au moins 14 desdites 18 souches, et de manière encore plus préférée au moins 15 desdites 18 souches.
15. Préparation immunogène ou vaccin contre la calicivirose féline, dans lequel l'antigène est une protéine, un peptide, un polypeptide ou un épitope d'une souche FCV reconnue par l'anticorps monoclonal 44 déposé à la CNCM sous le numéro d'accès 1-2282.
16. Préparation immunogène ou vaccin selon la revendication 14 ou 15, caractérisé en ce qu'il comprend un vecteur d'expression in vivo dans lequel est insérée une séquence d'ADNc type FCV codant pour l'antigène.
17. Préparation immunogène ou vaccin selon la revendication 16, caractérisé en ce qu'il comprend un vecteur d'expression in vivo selon l'une des revendications 4 à 7 et 1 1 , et un véhicule ou excipient acceptable sur le plan vétérinaire, et éventuellement un adjuvant.
18. Préparation immunogène ou vaccin contre la calicivirose féline et contre au moins un autre pathogène félin, caractérisé en ce qu'il comprend un vecteur d'expression in vivo selon l'une des revendications 4 à 7 et 1 1 et un vecteur d'expression in vivo dans lequel est insérée une séquence codant pour un - immunogène d'un autre pathogène félin.
19. Préparation immunogène ou vaccin multivalent contre la calicivirose féline et contre au moins un autre pathogène félin, caractérisé en ce qu'il comprend un vecteur d'expression in vivo selon la revendication 12 ou 13, et un véhicule ou excipient acceptable sur le plan vétérinaire, et éventuellement un adjuvant.
20. Préparation immunogène ou vaccin selon l'une quelconque des revendications 15 à 19, caractérisé en ce que l'un au moins des vecteurs d'expression in vivo est un piasmide et en ce que l'adjuvant est un lipide cationique contenant un sel d'ammonium quaternaire, de formule : 1 C
CH,
R. - O - CH - CH - CH, N Θ -R„ - X
OR1 CH3 dans laquelle R1 est un radical aliphatique linéaire, saturé ou insaturé, ayant de 12 à 18 atomes de carbone, R2 est un autre radical aliphatique, renfermant 2 ou 3 atomes de carbone, et X un groupement hydroxyle ou aminé.
21. Préparation immunogène ou vaccin selon la revendication 20, caractérisé en ce que l'adjuvant est le DMRIE, de préférence couplé avec un lipide neutre, le DOPE pour former le DMRIE-DOPE
22. Préparation immunogène ou vaccin selon l'une quelconque des revendications 15 à 19, caractérisé en ce que l'un au moins des vecteurs d'expression in vivo est un poxvirus, de préférence un canarypox, et en ce que l'adjuvant est un polymère de l'acide acrylique ou méthacrylique, de préférence un carbomère.
23. Préparation immunogène ou vaccin selon l'une quelconque des revendications 15 à 22, caractérisé en ce qu'il comprend en outre un vecteur plasmidique d'expression in vivo dans lequel est inséré le gène codant pour le GM-CSF félin.
24. Préparation immunogène ou vaccin selon la revendication 14, caractérisé en ce qu'il comprend une protéine capside de la souche FCV 431 , éventuellement assemblée sous forme de capsides vides, cette protéine ayant la séquence SEQ ID NO : 7, ou un fragment ou épitope immunologiquement actif de cette protéine.
25. Préparation immunogène ou vaccin selon la revendication 14 ou 24, caractérisé en ce qu'il comprend une protéine capside de la souche FCV G1 , éventuellement assemblée sous forme de capsides vides, cette protéine ayant la séquence SEQ ID NO : 5 ou un fragment ou épitope immunologiquement actif de cette protéine.
26. Protéine de capside isolée, purifiée ou synthétique, ayant la séquence SEQ ID NO : 7.
27. Protéine de capside isolée, purifiée ou synthétique, ayant la séquence SEQ ID NO : 5.
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