ES2243043T3 - Metodo para separar particulas. - Google Patents

Abstract

La invención se refiere a un sistema y a un procedimiento de separación de partículas con diferentes velocidades de sedimentación. El sistema comprende una cámara de fluido destinada a separar las partículas unas de otras. Se prevén conductos destinados a alimentar la cámara de fluido con un líquido que transporta partículas, y a mezclar este líquido con un líquido de dilución. También se prevé una estructura que permite separar las partículas de los líquidos, después de la separación de las partículas en la cámara de fluido. Los procedimientos de la invención consisten en formar un lecho fluidizado saturado de primeras partículas que permite retener segundas partículas en la cámara de fluido. Se mezcla con el líquido que transporta partículas, un líquido de dilución cuya densidad es inferior a la de las partículas, para reducir la densidad global de sustancias en la cámara de fluido, y así reducir las turbulencias de Coriolis de los líquidos en la cámara de fluido.

Description

Método para separar partículas.

La presente invención se refiere a un sistema y método para separar partículas. La invención tiene ventajas particulares con respecto a la separación de células tumorales de componentes sanguíneos, tales como glóbulos rojos y/o células pluripotenciales.

En muchos campos diferentes, se deben filtrar o procesar líquidos que llevan sustancias particuladas para obtener un producto final líquido purificado o un producto final particulado purificado. En su sentido más amplio, un filtro es cualquier dispositivo capaz de extraer o separar partículas de una sustancia. Así, el término "filtro", como se usa aquí, no se limita a un material poroso, sino que incluye muchos tipos diferentes de procesos en los que las partículas se separan entre sí o de un líquido.

En el campo médico, a menudo es necesario filtrar sangre. La sangre completa consiste en diversos componentes líquidos y componentes particulados. A veces, los componentes particulados se denominan "elementos formes". La parte líquida de la sangre está compuesta en gran medida de plasma, y los componentes particulados incluyen principalmente glóbulos rojos (eritrocitos), glóbulos blancos (que incluyen leucocitos) y plaquetas (trombocitos). Aunque estos constituyentes tienen densidades similares, su relación de densidades medias, en orden de densidad decreciente, es la siguiente: glóbulos rojos, glóbulos blancos, plaquetas y plasma. Además, los constituyentes particulados se relacionan según su tamaño, en orden de tamaño decreciente, como sigue: glóbulos blancos, glóbulos rojos y plaquetas.

Además de glóbulos rojos y blancos (y sus subgrupos, tales como células T y células pluripotenciales), plasma y plaquetas, la sangre también incluye en algunos casos células tumorales. Estas células tienen densidades sustancialmente similares, pero velocidades de sedimentación diferentes. En general, las células pluripotenciales tienen una velocidad de sedimentación mayor que la de las células T y menor que la de las células tumorales.

Los dispositivos de purificación más habituales dependen de las diferencias de densidad y tamaño o de las características químicas superficiales para separar y/o filtrar componentes sanguíneos destinados a transfusión o reinfusión. Típicamente, los componentes sanguíneos se separan o se recogen de otros componentes sanguíneos usando una centrifugadora. La centrifugadora hace girar un depósito de sangre para separar los componentes dentro del depósito usando la fuerza centrífuga. En la práctica, la sangre entra en el depósito mientras éste está girando a gran velocidad, y la fuerza centrífuga estratifica los componentes sanguíneos, de forma que se pueden extraer por separado componentes particulares. Aunque algunas técnicas de separación mediante centrifugación son efectivas para separar algunos componentes sanguíneos entre sí, muchos procesos de separación mediante centrifugación no son capaces de producir un producto final de gran pureza.

En un tipo de procedimiento de separación, se purifica una extracción de sangre periférica (tomada de una arteria o vena) o una extracción de sangre de médula ósea en un proceso de separación mediante centrifugación, para aislar lo que se conoce como una extracción de células periféricas o una extracción de células de médula ósea, respectivamente. La extracción de células periféricas o extracción de células de médula ósea incluye principalmente plasma, glóbulos rojos, células pluripotenciales y células T, y también puede incluir células tumorales si la sangre del donante incluía tales células.

Después de someterse a un tratamiento terapéutico, tal como quimioterapia o radioterapia, para eliminar las células tumorales cancerosas los pacientes de cáncer reciben a menudo una transfusión de una extracción de células periféricas o de una extracción de células de médula ósea para reemplazar a las células pluripotenciales destruidas como efecto secundario del tratamiento. Para reducir los riesgos asociados a la infusión de componentes sanguíneos procedentes de un donante ajeno, algunas de estas transfusiones son autólogas, en las que los componentes sanguíneos extraídos del paciente se reinfunden más tarde al paciente. Sin embargo, los componentes sanguíneos extraídos inicialmente de pacientes de cáncer pueden incluir células tumorales cancerosas, que después se infunden otra vez al paciente de cáncer durante la reinfusión. Esta reinfusión de células tumorales puede disminuir la efectividad de los tratamientos terapéuticos destinados a reducir las células tumorales cancerosas en el organismo de un paciente. La eliminación de las células tumorales de una extracción de células periféricas o de una extracción de células de médula ósea antes de la transfusión, sin embargo, es extremadamente difícil.

Los intentos anteriores para separar células pluripotenciales de células tumorales antes de la reinfusión han tenido un éxito limitado. En un método de separación, se introduce un anticuerpo selectivo en una muestra de componentes sanguíneos extraídos, después de separar un número sustancial de plaquetas y glóbulos rojos de la muestra. El anticuerpo selectivo se une químicamente a las células pluripotenciales para "marcarlas". Para separar las células pluripotenciales marcadas del resto de los componentes sanguíneos, los componentes sanguíneos extraídos se hacen pasar entre perlas estacionarias revestidas con un material que se une químicamente al anticuerpo selectivo. Estos enlaces químicos retienen las células pluripotenciales marcadas sobre las perlas para filtrarlas del resto de componentes sanguíneos.

Para extraer las células pluripotenciales marcadas de las perlas, el operador agita las perlas o hace fluir una disolución química a través de las perlas para romper los enlaces químicos entre el material y el anticuerpo selectivo. Este proceso de separación, sin embargo, es extremadamente caro, tedioso y requiere mucho tiempo. Además, las perlas no extraen un número significativo de células pluripotenciales, y a menudo permanece un número sustancial de células tumorales en el producto final separado.

En otro tipo de procedimiento de separación, se añaden partículas o fluidos magnéticos que tienen unido un anticuerpo a una extracción de componentes sanguíneos. El anticuerpo se une químicamente a las células pluripotenciales de la muestra para unir las partículas magnéticas con las células pluripotenciales. Para separar las células pluripotenciales, se usa un separador magnético para atraer la sustancia magnética y las células pluripotenciales unidas, y después se añade una sustancia para romper los enlaces químicos entre las células pluripotenciales y la sustancia magnética.

Aunque este procedimiento de separación es capaz de separar algunas células pluripotenciales y células tumorales, es caro y laborioso. Un número significativo de células tumorales permanece en el producto final separado, y un número considerable de células pluripotenciales no se recupera. Además, las sustancias añadidas a la muestra de sangre tanto en el proceso de separación con perlas como en el proceso de separación magnética son potencialmente tóxicas si se infunden junto con los componentes sanguíneos separados.

La elutriación centrífuga es otro proceso usado para separar células tumorales de células pluripotenciales. Este proceso separa células suspendidas en un medio líquido sin el uso de anticuerpos químicos. En una forma común de elutriación, se introduce una carga de células en un flujo de tampón de elutriación líquido. Este líquido, que lleva la carga de células en suspensión, se introduce después en una cámara en forma de embudo localizada en una centrifugadora que gira. A medida que fluye disolución tampón líquida adicional a través de la cámara, el líquido arrastra las células de menor tamaño que sedimentan más despacio hacia un límite de elutriación dentro de la cámara, mientras las células de mayor tamaño que sedimentan más rápido migran a un área de la cámara que tiene la mayor fuerza centrífuga.

Cuando la fuerza centrífuga y la fuerza generada por el flujo de fluido se equilibran, el flujo de fluido se incrementa para obligar a salir a las células que sedimentan más despacio por una abertura de salida de la cámara, mientras las células que sedimentan más rápido se retienen en la cámara. Si se incrementa el flujo de fluido a través de la cámara, se pueden extraer de la cámara células progresivamente mayores que sedimentan más rápido.

Así, la elutriación centrífuga separa partículas que tienen diferentes velocidades de sedimentación. La ley de Stokes describe la velocidad de sedimentación (VS) de una partícula esférica como sigue:

VS = \frac{2r^{2}(\rho_{p}-\rho_{m})g}{9\eta}

en la que r es el radio de la partícula, \rho_{p} es la densidad de la partícula, \rho_{m} es la densidad del medio líquido, \eta es la viscosidad del medio y g es la aceleración gravitatoria o centrífuga. Debido a que el radio de la partícula se eleva a la segunda potencia en la ecuación de Stokes y la densidad de la partícula no, el tamaño de una célula, más que su densidad, influye enormemente en su velocidad de sedimentación. Esto explica por qué las partículas mayores permanecen generalmente en la cámara durante la elutriación centrífuga mientras las partículas menores salen, si las partículas tienen densidades similares.

Como se describe en la patente de EE.UU. nº 3.825.175 de Sartory, la elutriación centrífuga tiene varias limitaciones. En la mayoría de estos procesos, las partículas se deben introducir dentro de un flujo de medio líquido en cargas discontinuas separadas para permitir una separación suficiente de las partículas. Así, algunos procesos de elutriación permiten solamente la separación por cargas de partículas y necesitan un medio líquido adicional para transportar las partículas. Además, las fuerzas de flujo se deben equilibrar de forma precisa contra la fuerza centrífuga para permitir una separación apropiada de las partículas.

Además, cuando el líquido y las partículas fluyen a una cámara de elutriación desde un campo centrífugo elevado hacia un campo centrífugo inferior tiene lugar un efecto de formación de chorro de Coriolis. El líquido y las partículas chocan de forma turbulenta con la pared interior de la cámara orientada en la dirección rotacional de la centrifugadora. Este fenómeno mezcla las partículas dentro de la cámara y reduce la efectividad del proceso de separación. La formación de chorro de Coriolis también desvía el flujo de líquido y partículas a lo largo de la pared interior de la cámara de elutriación desde la entrada directamente hasta la salida. Así, las partículas pasan alrededor del campo de elutriación para contaminar el producto final.

Si la densidad combinada de las partículas y el líquido en la cámara de elutriación es significativamente mayor que la densidad del líquido que entra a la cámara, se incrementa la formación de chorro de Coriolis. Esto es debido a que el líquido de densidad relativamente baja que entra a la cámara de elutriación encuentra fuerzas de flotación incrementadas que tienden a acelerar el flujo de líquido hacia la salida de la cámara de elutriación. Cuando el flujo acelerado de líquido encuentra las fuerzas tangenciales de la cámara, el flujo de líquido puede formar un chorro de Coriolis capaz de llevar a las partículas mayores, que sedimentan relativamente más rápido, tales como las células tumorales, alrededor del campo de elutriación y a través de la salida de la cámara.

La mezcla de partículas debido a la inversión de la densidad de las partículas es un problema adicional encontrado en algunos procesos anteriores de elutriación. El fluido que fluye dentro de la cámara de elutriación tiene una velocidad decreciente a medida que fluye en la dirección centrípeta desde el orificio de entrada hacia una sección transversal incrementada de la cámara. Debido a que las partículas tienden a concentrarse dentro de un líquido que fluye en las áreas con velocidad de flujo inferior, en vez de en las áreas de velocidad de flujo alta, las partículas se concentran cerca del área transversal incrementada de la cámara. De forma correspondiente, ya que la velocidad de flujo es mayor junto al orificio de entrada, la concentración de partículas se reduce en esta área. La inversión de densidad de las partículas tiene lugar cuando la fuerza centrífuga empuja a las partículas desde la concentración elevada de partículas en la parte transversal incrementada hacia el orificio de entrada. Este movimiento de partículas reduce la efectividad de la separación de partículas mediante elutriación.

La adhesión de partículas es otro problema asociado a la elutriación y otros tipos de procesos de separación de partículas. Dos tipos de adhesión de partículas reducen la efectividad de la separación de partículas. En el primer tipo de adhesión de partículas, las partículas individuales se unen entre sí de forma que actúan como grupos de partículas. Cuando una sustancia que incluye este tipo de grupos de partículas se separa en un proceso de elutriación o en otros procesos de separación en los que el tamaño de partícula es un factor, cada grupo de partículas actúa como una partícula mayor, y se separa junto con las partículas mayores, en vez de separarse con las partículas individuales menores. En el segundo tipo de adhesión de partículas, las partículas se adhieren al instrumental usado durante el procedimiento de separación, tal como los tubos de plástico o la cámara de elutriación. Esto disminuye el rendimiento total de partículas, en especial cuando se separa un pequeño número de partículas.

Por estas y otras razones, existe la necesidad de mejorar la separación de partículas.

En consecuencia, la presente invención se dirige a un método y sistema que evita sustancialmente una o más de las limitaciones de la técnica relacionada. Para conseguir estas y otras ventajas, y según el propósito de la invención, como se realiza y se describe en general aquí, la invención incluye un método para separar primeras partículas y segundas partículas que tienen velocidades de sedimentación diferentes. En el método, se hace girar una cámara de fluido alrededor de un eje de rotación y se hace pasar un primer líquido que lleva las primeras y segundas partículas a la cámara de fluido. Se forma un lecho fluidizado saturado que incluye las primeras partículas en la cámara de fluido. El lecho fluidizado saturado retiene las segundas partículas en la cámara de fluido. El método también incluye hacer fluir a la cámara de fluido un segundo líquido, que tiene una densidad menor que la de las primeras y segundas partículas, de forma que el segundo líquido reduce la densidad total de las sustancias en la cámara de fluido, y por ello reduce la formación de chorro de Coriolis de al menos uno del primer y el segundo líquido en la cámara de fluido. Se permite que el primer líquido, el segundo líquido y al menos una parte de las primeras partículas fluyan al exterior de la cámara de fluido.

Se entiende que tanto la descripción general anterior como la descripción detallada siguiente son ejemplares, y pretenden proporcionar una explicación adicional de la invención tal como se reivindica.

Los dibujos adjuntos se incluyen para proporcionar un entendimiento adicional de la invención, y se incorporan y constituyen una parte de esta memoria descriptiva. Los dibujos ilustran una realización de la invención y, junto con la descripción, sirven para explicar los principios de la invención. En los dibujos,

La Fig. 1 es un diagrama esquemático de un sistema de separación de partículas útil según una realización de la invención;

La Fig. 2 es una vista en perspectiva de una cámara de fluido y un recipiente de separación montados en un rotor de centrifugadora como se representa en la Fig. 1; y

La Fig. 3 es una vista esquemática de un lecho de partículas fluidizado saturado formado en la cámara de fluido de la Fig. 1 durante un procedimiento de separación de componentes sanguíneos.

A continuación se hará referencia con detalle a la presente realización preferida de la invención, ejemplo de la cual se ilustra en los dibujos adjuntos. Donde sea posible, se usan los mismos números de referencia en los dibujos y en la descripción para referirse a las mismas o similares piezas.

La realización de la presente invención incluye preferiblemente una centrifugadora de componentes sanguíneos COBE® SPECTRA^{TM} fabricada por Cobe Laboratories de Colorado. La centrifugadora COBE® SPECTRA^{TM} incorpora una conexión de tubos sin junta uno-omega/dos-omega como se revela en la patente de EE.UU. nº 4.425.112. Aunque la realización de la invención se describe en combinación con la centrifugadora COBE® SPECTRA^{TM}, esta referencia se hace solamente a efectos de ejemplo y no pretende limitar la invención de ninguna forma.

Cómo será aparente para alguien que tenga experiencia en la técnica, la presente invención se puede usar de forma ventajosa en una diversidad de dispositivos de centrifugación comúnmente usados para separar la sangre en sus componentes. En particular, la presente invención se puede usar con cualquier aparato de centrifugación, independientemente de si el aparato emplea o no una conexión de tubos sin junta uno-omega/dos-omega.

Como se realiza aquí y se ilustra en la Fig. 1, la presente invención usa un sistema de separación de partículas 10 que tiene un rotor 12 de centrifugadora. Preferiblemente, el rotor 12 de centrifugadora se acopla a un motor (no mostrado) por medio de un brazo 14, mostrado en la Fig. 2, de forma que el rotor 12 de centrifugadora gira alrededor de su eje de rotación A-A.

Como se muestra en la Fig. 2, se proporciona un soporte 16 en una superficie superior del rotor 12. El soporte 16 sujeta de forma extraíble una cámara de fluido 18 en el rotor 12, de forma que se coloca una salida 20 de la cámara de fluido 18 más cerca del eje de rotación A-A que la entrada 22 de la cámara de fluido 18. El soporte 16 orienta preferiblemente la cámara de fluido 18 en el rotor 12 con el eje longitudinal de la cámara de fluido 18 en un plano transversal del eje de rotación A-A del rotor. Además, el soporte 16 se dispone preferiblemente para sujetar la cámara de fluido 18 en el rotor 12 con la salida 20 de la cámara de fluido orientada hacia el eje de rotación A-A. Aunque el soporte 16 mantiene la cámara de fluido 18 en una superficie superior del rotor 12, la cámara de fluido 18 se puede fijar también al rotor 12 en posiciones alternativas, tal como debajo de la superficie superior del rotor 12.

La cámara de fluido 18 se construye preferiblemente de forma similar o idéntica a una de las cámaras de fluido reveladas en la patente de EE.UU. nº 5.674.173, anteriormente mencionada, y en la solicitud de patente de EE.UU. con número de serie 08/423.583. Como se muestra en las Figs. 1 y 2, la entrada 22 y la salida 20 de la cámara de fluido 18 se disponen a lo largo de un eje longitudinal de la cámara de fluido 18. La pared de la cámara de fluido 18 se extiende entre la entrada 22 y la salida 20, y define por ello la entrada 22, la salida 20 y el interior de la cámara de fluido 18.

La cámara de fluido 18 incluye dos secciones de forma troncocónica unidas entre sí en un área transversal máxima de la cámara de fluido 18. El interior de la cámara de fluido 18 se estrecha (disminuye en sección transversal) desde el área transversal máxima en direcciones opuestas hacia la entrada 22 y la salida 20. Aunque la cámara de fluido 18 se representa con dos secciones que tienen formas interiores troncocónicas, el interior de cada sección puede ser parabólico, o de cualquier otra forma que tenga un área transversal mayor que el área de la entrada o la salida.

El volumen de la cámara de fluido 18 debería ser al menos lo suficientemente grande como para albergar la formación de un lecho de partículas fluidizado saturado (descrito más adelante) para un intervalo particular de caudales, tamaños de partícula y velocidades de giro del rotor 12 de centrifugadora. La cámara de fluido 18 se puede construir a partir de una única pieza de plástico o a partir de piezas separadas unidas entre sí para formar las secciones separadas de la cámara de fluido 18. La cámara de fluido 18 se puede formar de plástico de copoliéster transparente o traslúcido, tal como PETG, para permitir la visión del contenido en el interior de la cámara con la ayuda de un estroboscopio opcional (no mostrado) durante el procedimiento de separación.

Como se muestra en la Fig. 1, se forma un canal 24 en la superficie interior de la cámara de fluido 18 en la posición de máxima área transversal. El canal 24 está definido por las superficies superior e inferior de la pared orientadas sustancialmente de forma perpendicular al eje longitudinal de la cámara de fluido 18, y una superficie interior de la cámara de fluido 18 orientada hacia el eje longitudinal. Preferiblemente, el canal 24 es anular, sin embargo, el canal 24 también puede rodear parcialmente el eje longitudinal de la cámara de fluido 18.

El canal 24 ayuda a dispersar la formación de chorro de Coriolis dentro de la cámara de fluido 18. Los incrementos repentinos del caudal de líquido durante un procedimiento de separación de partículas pueden limitar la capacidad del lecho de partículas fluidizado saturado de obstruir el paso de las partículas. El líquido que fluye a la cámara de fluido 18 puede sufrir un efecto de formación de chorro de Coriolis. Este flujo en chorro reduce la efectividad de filtración del lecho de partículas fluidizado saturado formado en la cámara de fluido 18, porque el líquido y las partículas pueden pasar entre el lecho de partículas fluidizado saturado y la superficie de la pared interior de la cámara de fluido 18 en vez de por el propio lecho. La cámara de fluido 18 que incluye el canal 24 contrarresta estos efectos canalizando el flujo del chorro de Coriolis en una dirección circular parcialmente alrededor del eje de la cámara de fluido 18. Por lo tanto, el canal 24 mejora la capacidad de obstrucción de partículas del lecho saturado, especialmente cuando los caudales de líquido se incrementan.

Se forma preferiblemente una diversidad de escalones 26 en la superficie interior de la cámara de fluido 18 entre la sección transversal máxima de la cámara 18 y la entrada 22. Cada escalón 26 tiene una superficie base orientada sustancialmente de forma perpendicular al eje longitudinal de la cámara de fluido 18, así como una superficie lateral situada de forma ortogonal a la superficie base. Aunque la Fig. 1 representa un ángulo en el que la superficie lateral y la superficie base intersecan, un canal cóncavo puede reemplazar este ángulo. En una realización preferida, cada escalón 26 es anular y rodea al eje de la cámara 18 completamente para delimitar un área de forma cilíndrica. De forma alternativa, los escalones 26 pueden rodear parcialmente el eje de la cámara 18.

La inclusión de escalones 26 en la cámara de fluido 18 también mejora las características de obstrucción de partículas de un lecho de partículas fluidizado saturado formado en la cámara de fluido 18, en particular durante los incrementos del caudal de fluido. Los escalones 26 proporcionan esta mejora proporcionando superficies que desvían y redirigen el momento para reducir la formación de chorro de Coriolis en la cámara de fluido 18. Cuando tiene lugar la formación de chorro de Coriolis, el líquido y las partículas del chorro se desplazan a lo largo de una superficie interior de la cámara de fluido 18 que está orientada hacia la dirección de giro de la centrifugadora. Por lo tanto, el chorro puede transportar partículas entre la superficie interior de la cámara de fluido y el lecho de partículas fluidizado saturado o el campo de elutriación situado en la cámara de fluido 18. Así, las partículas que se desplazan en el chorro pueden salir de la cámara de fluido 18 sin separarse.

Los escalones 26 dirigen o alteran el momento del flujo del chorro de Coriolis de líquido y partículas, en general en una dirección circular alrededor del eje de la cámara de fluido 18. Así, un número sustancial de partículas que originalmente fluyen en el chorro deben entrar en el lecho fluidizado saturado o en el campo de elutriación para separarse.

El canal 24 y los escalones 26 se proporcionan para facilitar los incrementos de caudal de fluido, así como para mejorar el rendimiento del estado estacionario de la cámara de fluido 18. Durante la separación de componentes sanguíneos, el canal 24 y los escalones 26 reducen enormemente el número de células filtradas, tales como células tumorales, que de otra forma evitarían el lecho de partículas fluidizado saturado formado en la cámara de fluido 18.

Como se muestra en la Fig. 1, el sistema 10 incluye además un primer conducto 28, un segundo conducto 30, un tubo 32 de entrada en comunicación con la entrada 22 de la cámara de fluido 18, y un conector 34 de tres vías que tiene tres soportes para conectar el primer conducto 28, el segundo conducto 30 y el tubo 32 de entrada. El primer conducto 28 incluye un acoplador 36 para conectar el primer conducto 28 con una primera fuente 38 que contiene el líquido que lleva las partículas a separar entre sí. De forma similar, el segundo conducto 30 incluye acopladores 40 para conectar el segundo conducto 30 con una segunda fuente 42 que contiene un líquido diluyente. Los acopladores 36 y 40 son preferiblemente cualquier tipo de dispositivos de acoplamiento médico comunes, tales como conectores perforadores o conectores de tubos estériles.

Como se muestra en la Fig. 1, el primer conducto 28 incluye un primer bucle 44 de tubo, y el segundo conducto 30 incluye un segundo bucle 46 de tubo. Durante el uso, el primer y segundo bucles 44 y 46 de tubo se montan en bombas peristálticas (no mostradas) para bombear respectivamente el fluido a separar y el líquido diluyente desde la primera y segunda fuentes 38 y 42, respectivamente.

Se proporciona un tubo 47 para continuar el flujo de líquido diluyente hacia el primer conducto 28 después de que la primera fuente 38 y la parte superior del primer conducto 28 estén vacíos. La comunicación de la parte superior del primer conducto 28 y el tubo 47 con la parte inferior del primer conducto 28 se controla preferiblemente mediante válvulas de pinza (no mostradas). El flujo continuo de líquido diluyente hacia el primer conducto 28 permite arrastrar cualquier partícula que quede en el primer conducto 28 hacia la cámara de fluido 18, y permite la perfusión continua de la cámara de fluido 18 con líquido diluyente para continuar con el proceso de separación en la cámara de fluido 18.

Preferiblemente, la densidad del líquido diluyente de la segunda fuente 42 es menor que la densidad tanto de las partículas como del líquido de la primera fuente 38. Como se describe más adelante, el fluido a separar y el líquido diluyente se mezclan entre sí en el conector 34 de tres vías, y el líquido diluyente regula (disminuye) la densidad total de las sustancias que fluyen en la cámara de fluido 18.

Preferiblemente, el líquido y las partículas de la primera fuente 38 son una suspensión celular que incluye componentes sanguíneos, tales como una extracción de células periféricas o una extracción de células de médula ósea, que principalmente incluyen plasma, glóbulos rojos, células pluripotenciales y células T. Si la sangre del donante original incluía células tumorales, la extracción de células de la primera fuente 38 también incluiría células tumorales.

En una realización preferida, el líquido diluyente de la segunda fuente 40 es una disolución que incluye electrolitos. Para asegurar que la disolución diluyente no es perjudicial para los componentes sanguíneos, la disolución de electrolitos tiene un pH preferiblemente de 5,0 a 8,0, más preferiblemente de 7,0 a 7,8, y lo más preferiblemente 7,4. Por ejemplo, la disolución de electrolitos es una solución salina convencional, disolución de lactato de Ringer o solución salina con dextrosa que tiene un pH de 7,4.

Preferiblemente, el líquido diluyente es una sustancia conocida como ISOLYTE® S de pH de 7,4 (Multi-Electrolyte Injection) fabricada por McGaw, Inc. Esta sustancia tiene las siguientes cantidades de electrolitos en unidades de mEq/litro:

	Na^{+}	..............	141		Mg^{2+}	..............	3		Fosfato
	K^{+}	..............	5		Cl^{-}	..............	98		(HPO_{4}) .................... 1
					Acetato	..............	27		(0,5 mmoles P/L)
									Gluconato .............. 23

Cada 100 ml de ISOLYTE® contiene 0,53 g de cloruro sódico USP, 0,5 g de gluconato sódico USP, 0,37 g de acetato sódico \cdot3H_{2}O USP, 0,037 g de cloruro potásico USP, 0,03 g de cloruro magnésico \cdot6H_{2}O USP, 0,012 g de fosfato sódico dibásico \cdot7H_{2}O USP, 0,00082 g de fosfato potásico monobásico NF y agua de inyección USP c.s. Además, esta sustancia puede incluir también ácido acético glacial USP o hidróxido sódico NF para ajustar el pH de forma que el pH es 7,4. ISOLYTE® tiene una osmolaridad calculada de 295 mOsm/litro, una densidad de 1,005 mg/ml a 25 grados Celsius y una viscosidad de 1,02 cp a 22 grados Celsius.

Opcionalmente, el líquido y las partículas de la primera fuente 38 y/o el líquido diluyente de la segunda fuente 40 incluyen hasta alrededor del 2% en peso de un material polimérico para reducir la adherencia de las partículas entre sí y para reducir la adherencia de las partículas con los componentes del sistema 10. Por ejemplo, este material polimérico es un copolímero tribloque de poli(óxido de etileno)-poli(óxido de propileno)-poli(óxido de etileno) que tiene la fórmula química HO-(CH_{2}CH_{2}O)_{A}-(CHCH_{3}CH_{2}O)_{B}- (CH_{2}CH_{2}O)_{A}-H, en la que A cumple la expresión
0\leq A \leq150 y B cumple la expresión 0\leq B \leq100. En una realización preferida, A es 75 ó 76 y B es 30. Por ejemplo, el material polimérico es preferiblemente PLURONIC® F68 ó PLURACARE® F68 Prill fabricado por BASF Corp. Como se describe más adelante, el uso de estos materiales poliméricos mejora la separación de partículas en la cámara de fluido 18 e incrementa el rendimiento de las partículas separadas, en particular cuando las partículas separadas son pocas.

El líquido y las partículas de la primera fuente 38 y el líquido diluyente de la segunda fuente 40 fluyen respectivamente a través del primer conducto 28 y del segundo conducto 30 hacia el conector de tres vías 34. Estas sustancias se mezclan en el conector de tres vías 34 y fluyen a través del tubo 32 de entrada hacia la cámara de fluido 18. En la cámara de fluido 18, que gira con el rotor 12, las partículas se separan según las diferencias en la velocidad de sedimentación, dejando las partículas que sedimentan más rápido en la cámara de fluido 18 y permitiendo que las partículas que sedimentan más despacio fluyan al exterior de la cámara de fluido 18, como se describe más adelante.

Después de separar las partículas en la cámara de fluido 18, el líquido y las partículas que tienen una velocidad de sedimentación relativamente más lenta fluyen a través de la salida 20 de la cámara de fluido hacia el tubo 48. Como se muestra en las Figs. 1 y 2, el tubo 48 se conecta a una entrada 50 de un recipiente de separación 52 montado en el rotor 12 de la centrifugadora. Como se describe más adelante, el recipiente de separación 52 separa las partículas del líquido.

El recipiente de separación 52 tiene un pozo de recogida 54, adyacente a una parte exterior del rotor 12 de centrifugadora, para recoger las partículas que fluyen al recipiente de separación 52. El giro del rotor 12 de la centrifugadora sedimenta las partículas hacia el pozo de recogida 54, mientras el líquido que sedimenta más despacio y posiblemente algunas partículas que sedimentan más despacio permanecen por encima de un límite superior del pozo de recogida 54.

El pozo de recogida 54 tiene una salida de concentrado de partículas 56 conectada a un tubo de concentrado de partículas 58. El tubo de concentrado de partículas 58 extrae las partículas retenidas en el pozo de recogida 54 junto con una pequeña parte de líquido. El recipiente de separación 52 también incluye una salida de líquido 60 conectada a un tubo 62 de salida de líquido. El tubo 62 de salida de líquido extrae el líquido que fluye por encima de un límite superior del pozo de recogida 54. Además, el tubo 62 de salida de líquido puede extraer algunas partículas que sedimentan más despacio que fluyen más allá del pozo de recogida 54.

Preferiblemente, la salida de líquido 60 está localizada en, o adyacente a, un extremo del recipiente de separación 52, y la entrada 50 está localizada en, o adyacente a, un extremo opuesto del recipiente de separación 52. Esta separación asegura un tiempo suficiente para la separación de las partículas del líquido, la recogida de un número sustancial de partículas en el pozo de recogida 54, y la extracción correspondiente de un número sustancial de partículas a través del tubo de concentrado de partículas 58.

Como se muestra en la Fig. 2, el recipiente de separación 52 se coloca en un canal 64 formado en el rotor 12. Preferiblemente, el recipiente de separación 52 es un canal formado de un material semirrígido, de forma que el valle 66 de la pared exterior del canal 64 forma el pozo de recogida 54 cuando el recipiente de separación 52 se expande en respuesta al líquido y partículas que sufren fuerzas centrífugas en el recipiente de separación 52. Como se muestra en la Fig. 2, la superficie superior del rotor 12 incluye preferiblemente canales de retención para contener el primer y segundo conducto 28 y 30, el conector de tres vías 34, el tubo 32 de entrada, el tubo 48, el tubo de concentrado de partículas 58 y el tubo 62 de salida de líquido.

Como se muestra en la Fig. 1, el tubo 62 de salida de líquido se acopla a un depósito de recogida de líquido 66 para recoger el líquido extraído del recipiente de separación 52, y el tubo de concentrado de partículas 58 se acopla a uno o más depósitos de recogida de partículas 70 para recoger las partículas extraídas del recipiente de separación 52. Preferiblemente, el tubo de concentrado de partículas 58 incluye un bucle 72 de tubo capaz de montarse en una bomba peristáltica para bombear las partículas a través del tubo de concentrado de partículas 58. La bomba para el bucle 72 de tubo regula el caudal y la concentración de partículas en el tubo de concentrado de partículas 58. Para controlar los caudales de sustancias y la velocidad de giro del rotor 12 durante la operación del sistema 10, un controlador (no mostrado) controla las bombas (no mostradas) para bombear sustancias a través del primer conducto 28, el segundo conducto 30 y el tubo de concentrado de partículas 58, y controla un motor (no mostrado) para hacer girar el rotor 12 de centrifugadora.

De forma alternativa, los componentes de sistema 10, tales como el primer conducto 28, el segundo conducto 30, el tubo 32 de entrada, la cámara de fluido 18, el tubo 48, el recipiente de separación 52 y el tubo de concentrado de partículas 58, están formados al menos de forma parcial por un material polimérico para reducir la adherencia de las partículas a los componentes del sistema 10. Por ejemplo, este material polimérico puede incluir el copolímero tribloque de poli(óxido de etileno)-poli(óxido de propileno)-poli(óxido de etileno), descrito anteriormente, que tiene la fórmula química HO-(CH_{2}CH_{2}O)_{A}-(CHCH_{3}CH_{2}O)_{B}- (CH_{2}CH_{2}O)_{A}-H, en la que A cumple la expresión 0 \leq A \leq 150 y B cumple la expresión 0 \leq B \leq 100. En una realización preferida, A es 75 ó 76 y B es 30. Por ejemplo, el material polimérico es preferiblemente PLURONIC® F68 ó PLURACARE® F68 Prill fabricado por BASF Corp. El uso de estos materiales poliméricos para los componentes del sistema 10 mejora la separación de partículas en la cámara de fluido 18 e incrementa el rendimiento de las partículas separadas, especialmente cuando las partículas separadas son pocas.

Un método preferido para separar los componentes de la sangre y separar las células tumorales de una suspensión celular se discute más adelante con referencia a las Figs. 1-3. Aunque la invención se describe con respecto a un proceso de separación de componentes sanguíneos y a un proceso de separación de células tumorales, se debería entender que en su sentido más amplio la invención no se limita a esto. La invención se puede usar para separar varios tipos diferentes de partículas.

Inicialmente, se extrae sangre periférica o sangre de médula ósea de un paciente, y esta sangre se purifica en un proceso de separación centrífugo para aislar lo que se conoce como una extracción de células periféricas o una extracción de células de médula ósea, respectivamente. Durante este proceso de centrifugación inicial, se separa de la sangre plasma rico en plaquetas y una parte de los glóbulos rojos y los glóbulos blancos más densos para obtener una extracción de células periféricas o una extracción de células de médula ósea, que principalmente incluyen plasma, glóbulos rojos, células pluripotenciales y células T. Además, esta extracción incluye muy probablemente algunas plaquetas y células tumorales, si la sangre del donante incluía tales células. Como se describe con más detalle más adelante y se muestra en la Fig. 3, se usan partículas particulares, tales como glóbulos rojos "R" y posiblemente algunas células T "T", para formar un lecho de partículas fluidizado saturado en la cámara de fluido 18. Si el número de glóbulos rojos "R" de la extracción de células periféricas es insuficiente para formar el lecho saturado, se añaden preferiblemente glóbulos rojos adicionales a la primera fuente 38, de forma que el número de glóbulos rojos excede el número de células pluripotenciales, células T y cualquier célula tumoral de la primera fuente 38.

La separación inicial de sangre periférica o de médula ósea se realiza preferiblemente en una centrifugadora (no mostrada) independiente del sistema 10, tal como un separador centrífugo de etapa doble o etapa simple. En una realización alternativa, el rotor 12 de centrifugadora puede incluir una estructura para proporcionar una separación inicial de componentes sanguíneos en el rotor 12 de centrifugadora, como se revela en la patente de EE.UU. nº 5.674.173 anteriormente mencionada.

La extracción de células periféricas separadas o la extracción de células de médula ósea separadas se coloca en la primera fuente 38, mostrada en la Fig. 1, y la primera fuente 38 se acopla al primer conducto 28. Además, la segunda fuente 42 que contiene el líquido diluyente se acopla al segundo conducto 30. El rotor 12 de centrifugadora se hace girar alrededor del eje de rotación A-A, y los componentes sanguíneos y el líquido diluyente se bombean desde la primera y segunda fuentes 38 y 42 y a través del primer y segundo conductos 28 y 30, respectivamente.

Por ejemplo, el rotor 12 de centrifugadora se hace girar a una velocidad de alrededor de 2.400 RPM para generar alrededor de 776 g en la entrada 20 de la cámara de fluido y alrededor de 466 g en la salida 22 de la cámara de fluido. Si es posible, se usa la máxima velocidad rotacional posible del rotor 12 para maximizar el intervalo dinámico de caudales usado en el proceso. Los caudales de equilibrio están relacionados con el cuadrado de la velocidad de giro.

A medida que los componentes sanguíneos y el líquido diluyente fluyen al conector de tres vías 34, se mezclan entre sí y fluyen a la cámara de fluido 18 por medio del tubo 32 de entrada. Aunque los componentes sanguíneos y el líquido diluyente se mezclan preferiblemente en el conector de tres vías 34 durante el procedimiento de separación, las sustancias se podrían mezclar de diferentes formas. Por ejemplo, el líquido diluyente se podría añadir a la primera fuente 38 para mezclar el líquido diluyente y los componentes sanguíneos en la primera fuente 38. Esta mezcla se podría realizar también antes, o al principio, del procedimiento de separación.

El giro del rotor 12 de centrifugadora y el caudal de las sustancias que entran a la cámara de fluido 18 se controlan para acumular las partículas en la cámara de fluido 18, mientras los líquidos, tales como el plasma y el líquido diluyente, fluyen al exterior de la cámara de fluido 18. Como se muestra esquemáticamente en la Fig. 3, con el tiempo se forma un lecho de partículas fluidizado, que incluye glóbulos rojos "R" y posiblemente algunas células T "T", en la parte transversal mayor de la cámara de fluido 18. Cuando fluyen más glóbulos rojos "R" y células T "T" al lecho de partículas, éste alcanza un estado de saturación.

Como se muestra en la Fig. 3, el plasma, el líquido diluyente y las plaquetas que sedimentan más despacio fluyen a través del lecho de partículas saturado, mientras el lecho de partículas retiene las células pluripotenciales "S" y las células tumorales "M" que sedimentan relativamente más rápido en una parte de la cámara de fluido 18 localizada entre el lecho y la entrada 22 de la cámara de fluido. Las células pluripotenciales "S" permanecen justo debajo del lecho fluidizado saturado, y las células tumorales "M" que sedimentan más rápido permanecen más cerca de la entrada 22. Además de las células pluripotenciales "S", que normalmente expresan un anticuerpo conocido como CD34+, el lecho de partículas fluidizado saturado también puede retener un número sustancial o todas las otras partículas sanguíneas que expresan el anticuerpo CD34+, porque estas partículas tienen normalmente velocidades de sedimentación similares. Algunas células pluripotenciales "S" más pequeñas pueden permanecer en el lecho de partículas fluidizado saturado o fluir a través del lecho junto con el plasma y el líquido diluyente, en vez de permanecer por debajo del lecho.

A medida que los glóbulos rojos "R" y las células T "T" continúan fluyendo a la cámara de fluido 18 y entran en el lecho fluidizado saturado, los glóbulos rojos "R" y las células T "T" fluyen desde la salida 20. Debido a que el lecho de partículas fluidizado está saturado, la velocidad a la que los glóbulos rojos "R" y las células T "T" entran por la entrada 22 es igual a la velocidad a la que los glóbulos rojos "R" y las células T "T" pasan a través de la salida 20. El flujo de glóbulos rojos "R" y células T "T" también lleva consigo cierta parte de células pluripotenciales "S". En general, un número mayor de células pluripotenciales "S" salen de la cámara de fluido 18 cuando el número inicial de glóbulos rojos "R" y/o glóbulos blancos es mayor.

Ya que el líquido diluyente tiene una densidad inferior a la del plasma y otros componentes sanguíneos que fluyen a través del primer conducto 28, la mezcla del líquido diluyente y los componentes sanguíneos en el conector de tres vías 34 disminuye la densidad total de la suspensión combinada de los líquidos y las partículas en la cámara de fluido 18. Esto reduce la formación de chorro de Coriolis del plasma y líquido diluyente que fluyen a través de la cámara de fluido 18, porque el líquido compuesto tiene una densidad más parecida a la densidad total de las sustancias de la cámara de fluido 18. En otras palabras, el hacer la densidad total de las sustancias de la cámara de fluido 18 más parecida a la densidad de los líquidos que entran a la cámara de fluido 18 reduce las fuerzas de flotación que tienden a mover el líquido hacia la salida 20 de la cámara de fluido.

Por contraste, cuando la densidad total de las sustancias en la cámara de fluido 18 es relativamente alta, las fuerzas de flotación provocan que los líquidos de densidad inferior fluyan en un chorro de Coriolis a lo largo de la superficie de la pared interior de la cámara de fluido orientada hacia la dirección de giro del rotor 12. Esta formación de chorro de Coriolis de los líquidos lleva partículas que sedimentan más rápido, tales como las células tumorales "M", hacia la salida 20 de la cámara de fluido, y por ello permite que estas partículas fluyan al exterior de la cámara de fluido 18 y se mezclen con las partículas que sedimentan más despacio, tales como glóbulos rojos, células T y células pluripotenciales. Debido a que la formación de chorro de Coriolis se reduce con la presente invención, se pueden separar más células tumorales "M" que sedimentan más rápido de las partículas de los componentes sanguíneos.

El diluir los componentes sanguíneos con líquido diluyente permite que los componentes sanguíneos del primer conducto 38 se bombeen a la cámara de fluido 18 y se separen a un caudal más rápido y más constante mientras las partículas están entrando en la cámara de fluido 18, y después mientras el líquido diluyente puro está entrando en la cámara de fluido 18. Por contraste, cuando los componentes sanguíneos se separan en la cámara de fluido 18 sin dilución, la viscosidad y densidad del plasma no permite caudales tan altos. Además, algunas de las células tumorales pueden ser empujadas o llevadas a través de la salida 20 de la cámara de fluido, debido a las altas densidades de suspensión en la cámara combinadas con la baja densidad del líquido diluyente puro que sigue a las últimas células hacia la cámara 18.

Durante la separación de partículas, el bombeo de los componentes sanguíneos en el primer conducto 28 y el bombeo del líquido diluyente en el segundo conducto 30 se controlan de forma que el caudal de líquido diluyente excede el caudal de componentes sanguíneos. Por ejemplo, la proporción del caudal de líquido diluyente respecto del caudal de componentes sanguíneos es preferiblemente de alrededor de 1 a alrededor de 20, más preferiblemente de alrededor de 2 a alrededor de 8, y lo más preferiblemente alrededor de 6. El diluir mucho los componentes sanguíneos con el líquido diluyente permite la separación de las células tumorales y las partículas sanguíneas a un caudal incrementado.

Aunque el líquido diluyente y los componentes sanguíneos se mezclan preferiblemente en el conector de tres vías 34 durante el procedimiento de separación de partículas, son posibles otras configuraciones de mezcla. Por ejemplo, la cámara de fluido 18 se podría modificar para incluir entradas separadas para los componentes sanguíneos y el líquido diluyente. Además, el líquido diluyente se podría añadir solamente durante ciertas partes del proceso de separación. El líquido diluyente se podría también añadir a los componentes sanguíneos en la primera fuente 38 antes, o al principio, del procedimiento de separación.

Con el tiempo, todos los componentes sanguíneos fluyen desde la primera fuente 38 a la cámara de fluido 18, y la primera fuente 38 alcanza un estado de vacío. A continuación, se pasa una cantidad de líquido diluyente solamente a la cámara de fluido 18 para reducir la densidad total de las sustancias en la cámara de fluido 18 aún más, y por ello se reduce la formación de chorro de Coriolis. Por ejemplo, se pasan 250 ml de líquido diluyente puro a la cámara de fluido 18 después de que se vacíe la primera fuente 38. El líquido diluyente arrastra algunas de las partículas deseadas de la cámara de fluido 18.

Después de que los componentes sanguíneos se agoten en la primera fuente 38, y de que el líquido diluyente haya arrastrado un número suficiente de células deseadas de la cámara 18, para disminuir adicionalmente la densidad de la suspensión en la cámara 18, se recogen las células pluripotenciales "S" restantes y otras partículas deseadas de la cámara de fluido 18. Durante la recogida, el caudal de líquido diluyente se incrementa gradualmente en incrementos de forma que las partículas que tienen velocidades de sedimentación relativamente más lentas se arrastran de la cámara de fluido 18. El caudal del líquido diluyente se incrementa preferiblemente de forma relativamente lenta y gradual y a una velocidad relativamente constante (lineal). El incrementar lentamente el caudal de líquido diluyente de esta manera reduce la probabilidad de formación de chorro de Coriolis causada por los incrementos de caudal repentinos.

A medida que la recogida continúa, el caudal de líquido diluyente se incrementa hasta que es de alrededor del 50% a alrededor del 100% mayor que el caudal combinado de componentes sanguíneos y líquido diluyente anterior a la recogida, por ejemplo. Preferiblemente, un lecho fluidizado de partículas permanece durante una parte sustancial de la recogida. La densidad total reducida de las sustancias de la cámara de fluido 18 reduce la probabilidad de formación de chorro de Coriolis durante la recogida de partículas. Preferiblemente, el incremento de caudal continúa hasta justo antes de que las células tumorales "M" comiencen a salir por la salida 20 de la cámara de fluido.

El líquido diluyente, plasma, glóbulos rojos, células T, células pluripotenciales y cualquier otro material que fluya por la salida 20 de la cámara de fluido pasa a través del tubo intermedio 48 hacia la entrada 50 del recipiente de separación 52. En el recipiente de separación 52, la fuerza centrífuga causada por el giro del rotor 12 retiene las partículas en el pozo de recogida 54, mientras que el líquido diluyente y el plasma fluyen a través de la salida de líquido 60 y el tubo de salida de líquido 62. Esto separa los glóbulos rojos, células pluripotenciales y otras partículas del líquido diluyente y el plasma.

Las partículas y una parte de los líquidos fluyen a través del tubo de concentrado de partículas 58 a uno o más envases de recogida de partículas 70, y el líquido diluyente y el plasma fluyen a través del tubo de recogida de líquido 62 hacia el envase de recogida de líquido 66. Después de que la primera fuente 38 esté vacía, y las células deseadas se hayan recuperado en los envases de recogida 70, un operador finaliza el giro del rotor 12 y opcionalmente extrae las células tumorales y otras células de la cámara de fluido 18 para análisis u otros propósitos.

Cuando los componentes sanguíneos de la primera fuente 38 y/o el líquido diluyente de la segunda fuente 42 incluyen el polímero anteriormente mencionado que tiene la fórmula química HO-(CH_{2}CH_{2}O)_{A}- (CHCH_{3}CH_{2}O)_{B}-(CH_{2}CH_{2}O)_{A}-H, el polímero reduce la adherencia de al menos algunas de las partículas, tales como glóbulos rojos, células T y células pluripotenciales. En particular, el polímero reduce la agregación de los glóbulos rojos entre sí. Esto mejora la separación de las partículas en la cámara de fluido 18 porque las partículas individuales no se adhieren entre sí o a componentes del sistema 10. Por lo tanto, el uso del polímero incrementa el número de glóbulos rojos, células T y/o células pluripotenciales recogidas en los envases de recogida de partículas 70, especialmente cuando la primera fuente 38 incluye inicialmente un pequeño número de estas partículas.

El polímero se puede usar para mejorar la separación de partículas cuando las partículas se separan en la cámara de fluido 18 según diferencias en la velocidad de sedimentación sin formar un lecho de partículas fluidizado saturado en la cámara de fluido 18. Por ejemplo, el polímero se puede usar cuando las partículas se separan en la cámara de fluido 18 mediante elutriación.

Cuando la presente invención se usa para separar partículas que incluyen glóbulos rojos, los glóbulos rojos actúan como partículas que sedimentan de forma individual e independiente, sin agregación significativa de los glóbulos rojos. El uso del líquido diluyente reduce la densidad y viscosidad de las sustancias que fluyen en la cámara de fluido 18, y por ello limita la presencia de agregación de glóbulos rojos. El añadir el copolímero tribloque anteriormente mencionado a las sustancias que fluyen en la cámara de fluido 18 también limita la tendencia de agregación de los glóbulos rojos reduciendo la adhesión de los glóbulos rojos entre sí. Debido a que la agregación de los glóbulos rojos se reduce, los glóbulos rojos forman al menos parte del lecho de partículas fluidizado saturado en vez de actuar como partículas que sedimentan más rápido.

En la presente invención, los glóbulos rojos en el lecho saturado bloquean el paso de células tumorales que sedimentan más rápido. Debido a que los glóbulos rojos que forman el lecho se comportan como si tuvieran una velocidad de sedimentación más rápida que las células pluripotenciales, los glóbulos rojos permiten que las células pluripotenciales pasen a través del lecho saturado. La recuperación de células pluripotenciales y la filtración de células tumorales mejoran cuando se usan grandes cantidades de glóbulos rojos. Por contraste, en la elutriación los glóbulos rojos típicamente se extraen antes de la separación basada en el caudal.

Será aparente para los expertos en la técnica que se pueden hacer diversas modificaciones y variaciones a la estructura y metodología de la presente invención. Por ejemplo, la presente invención se podría usar para separar células tumorales de glóbulos rojos, y la suspensión celular de la primera fuente 38 puede no incluir células T y/o células pluripotenciales.

Claims (17)

1. Un método para separar primeras partículas y segundas partículas que tienen velocidades de sedimentación diferentes, que comprende las etapas de:

hacer girar una cámara de fluido alrededor de un eje de rotación;

hacer pasar a la cámara de fluido un primer líquido que lleva las primeras y segundas partículas;

formar en la cámara de fluido un lecho fluidizado saturado que incluye las primeras partículas, para de ese modo retener las segundas partículas en la cámara de fluido;

hacer fluir a la cámara de fluido un segundo líquido, que tiene una densidad inferior de la de las primeras y segundas partículas, de forma que el segundo líquido reduce la densidad total de las sustancias en la cámara de fluido, y por ello limita la formación de chorro de Coriolis de al menos uno del primer y el segundo líquido en la cámara de fluido; y

permitir que el primer líquido, el segundo líquido y al menos una parte de las primeras partículas fluyan al exterior de la cámara de fluido.

2. El método de la reivindicación 1, que comprende además la etapa de mezclar el primer líquido y el segundo líquido que lleva las primeras y segundas partículas, de forma que al menos parte de las etapas de hacer pasar y fluir se realizan de forma simultánea.

3. El método de la reivindicación 1, que comprende además las etapas de hacer fluir el primer líquido, el segundo líquido y la parte de las primeras partículas desde la cámara de fluido a un recipiente de separación, separar las primeras partículas del primer y segundo líquido en el recipiente de separación, y recoger al menos las primeras partículas en un envase.

4. El método de la reivindicación 1, en el que el primer líquido incluye plasma, las primeras partículas incluyen al menos uno de glóbulos rojos, células T y células pluripotenciales, y las segundas partículas incluyen células tumorales, y en el que las primeras partículas que forman el lecho fluidizado saturado incluyen al menos glóbulos rojos.

5. El método de la reivindicación 4, en el que el segundo líquido es una disolución de electrolitos que tiene un pH de 7,0 a 7,8.

6. El método de la reivindicación 5, en el que el segundo líquido es solución salina que tiene un pH de 7,4.

7. El método de la reivindicación 4, que comprende además la etapa de incrementar el caudal del segundo líquido hacia la cámara de fluido de forma que las células pluripotenciales son arrastradas al exterior de la cámara de fluido, y la densidad total reducida de las sustancias en la cámara de fluido limita la formación de chorro de Coriolis del segundo líquido.

8. El método de la reivindicación 1, que comprende además la etapa de añadir, a al menos uno del primer líquido y el segundo líquido, un polímero que tiene la fórmula química HO-(CH_{2}CH_{2}O)_{A}-(CHCH_{3}CH_{2}O)_{B}- (CH_{2}CH_{2}O)_{A}-H, en la que A cumple la expresión 0 \leq A \leq 150 y B cumple la expresión 0\leq B \leq100.

9. El método de la reivindicación 8, en el que A cumple la expresión 75 \leq A \leq 76 y B es 30.

10. El método de cualquiera de las reivindicaciones 1 a 9, en el que dichas primeras partículas son células tumorales y dichas segundas partículas son células de una suspensión celular.

11. El método de la reivindicación 10, en el que la suspensión celular incluye al menos plasma y células pluripotenciales, y en el que el método comprende además las etapas de hacer fluir el segundo líquido, plasma y células pluripotenciales desde la cámara de fluido hacia un recipiente de separación, separar al menos las células pluripotenciales del segundo líquido y el plasma en el recipiente de separación, y recoger al menos las células pluripotenciales en un envase.

12. El método de la reivindicación 10, en el que las primeras células incluyen al menos uno de glóbulos rojos y células T, y en el que la etapa de formación incluye establecer un lecho fluidizado saturado con al menos uno de glóbulos rojos y células T.

13. El método de la reivindicación 10, en el que el segundo líquido es una disolución de electrolitos que tiene un pH de 7,0 a 7,8.

14. El método de la reivindicación 13, en el que el segundo líquido es una solución salina que tiene un pH de 7,4.

15. El método de la reivindicación 10, en el que la suspensión celular incluye al menos células pluripotenciales, y en el que el método comprende además arrastrar las células pluripotenciales desde la cámara de fluido con el segundo líquido, que debido a la densidad total reducida de las sustancias en la cámara de fluido limita la formación de chorro de Coriolis del segundo líquido.

16. El método de la reivindicación 10, en el que la suspensión celular comprende componentes sanguíneos, y en el que el método comprende además la etapa de separar el plasma rico en plaquetas y los glóbulos rojos de la sangre periférica para obtener los componentes sanguíneos.

17. El método de la reivindicación 10, en el que la suspensión celular comprende componentes sanguíneos, y en el que el método comprende además la etapa de separar plasma rico en plaquetas y glóbulos rojos de sangre de médula ósea para obtener los componentes sanguíneos.