PL218746B1

PL218746B1 - Sposób dezintegracji biofilmu w środowisku wodnym oraz sposób usuwania biofilmu z podłoża w środowisku wodnym

Info

Publication number: PL218746B1
Application number: PL379619A
Authority: PL
Inventors: Michael Ludensky; Philip Gerdon Sweeny
Original assignee: Lonza Ag
Priority date: 2002-12-20
Filing date: 2003-06-06
Publication date: 2015-01-30
Also published as: CN101239747B; US7407590B2; AU2003243419B2; BR0317589B1; NO20052726D0; CA2507978C; NZ540823A; SI1578695T1; EP1578695B8; CN101239747A; US20060049119A1; JP2006512197A; ES2433016T3; HK1124304A1; HK1087094A1; EP1578695B1; PL379619A1; WO2004060818A1; EP1578695A4; JP2011251977A

Abstract

Wynalazek obecny zapewnia sposób usuwania biofilmu, objętościowego kłaczkowatego szlamu lub objętościowego biologicznie czynnego szlamu z układu wodnego. Sposób obejmuje dodawanie do układu wodnego jednej lub więcej niż jednej chlorowanej hydantoiny, takiej jak dichloro- lub monochlorodialkilohydantoina. Alternatywnie, chlorowaną hydantoinę można wytwarzać in situ wprowadzając oddzielnie źródło chloru oraz alkilowaną hydantoinę do układu wodnego. Wynalazek jest szczególnie korzystny z powodu wyjątkowej fotostabilności chlorowanej hydantoiny, nawet wówczas, gdy jest ona wystawiona na działanie światła słonecznego.

Description

Opis wynalazku

Przedmiotem wynalazku jest sposób dezintegracji biofilmu w środowisku wodnym oraz sposób usuwania biofilmu z podłoża w środowisku wodnym.

Stan techniki

Biofilm można zdefiniować jako niepożądane nagromadzenie mikroorganizmów na powierzchni oraz w kłaczkowatych masach. Ocenia się, że ponad 99% wszystkich bakterii na naszej planecie żyje we wspólnotach biofilmów. Biofilm składa się z komórek unieruchomionych na podłożu, często osadzonych w matrycy organicznego polimeru pochodzącego od mikroorganizmów, który może ograniczać dyfuzję substancji oraz wiązać środki mikrobobójcze. W środowiskach wody płynącej, biofilm składa się z lepkiej i absorpcyjnej matrycy polisacharydowej otaczającej mikroorganizmy. Bakterie z biofilmu są odmienne pod względem morfologicznym i metabolicznym od bakterii swobodnie przepływających. Ich strukturalna organizacja jest cechą charakterystyczną i odróżnia kultury z biofilmu od konwencjonalnych organizmów planktonowych.

Biofilmy stanowią problem dla przemysłu począwszy od korodowania instalacji wodnych po wadliwą pracę chipów komputerowych. Wszelkie wytworzone przez człowieka obiekty i urządzenia, zanurzone w środowisku wodnym są podatne na kolonizację przez biofilm mikrobowy. Przykładowo, biofilm może występować na powierzchni den statków, przemysłowych rurociągów, rur domowych, a także sztucznych stawów biodrowych. Dla wytwórców przemysłowych, skupiska biofilmu stanowią źródło szczepów mikroorganizmów wprowadzanych do układu i mogą powodować problemy związane z niedrożnością. W stacjach uzdatniania wody, powstawanie biofilmu tworzącego zawiesinę prowadzi do pojawiania się objętościowych mas biologicznego szlamu, który słabo sedymentuje i jest trudny do zagęszczenia w procesie klarowania. Występują zarówno włókniste, jak i niewłókniste formy objętościowe, w których liczne bakterie przenikają kłaczki. Poza ich rolą jako czynników tworzących naloty, biofilmy mogą mieć również szkodliwy wpływ na ludzi, przejawiający się między innymi w zmianie ich odporności na antybiotyki i w oddziaływaniu na system odpornościowy. Tak więc, istnieje w stanie techniki zapotrzebowanie na opracowanie skutecznych sposobów usuwania biofilmu.

Dynamiczna natura biofilmów sprawia, że trudno jest mierzyć i monitorować powstawanie bionalotów. Biofilmy często zawierają zagnieżdżone w nich cząstki nieorganiczne, takie jak osady (powstałe przez sedymentację), naloty kamienia kotłowego oraz naloty korozyjne. Ponadto, biofilmy w sposób ciągły zmieniają swoją grubość, rozmieszczenie na powierzchni, populacje mikroorganizmów oraz skład chemiczny, a także odpowiadają na zmiany warunków otoczenia, takich jak temperatura wody, skład chemiczny środowiska wodnego oraz warunki powierzchni. Tak więc, złożoność biofilmów ogranicza skuteczność działań zaradczych oraz strategii usuwania biofilmów.

Chociaż większość mikroorganizmów w instalacjach przemysłowych jest związana z biofilmem, historycznie rzecz ujmując mikroorganizmom tym poświęcono mniej uwagi niż mikroorganizmom planktonowym. Jednakże wykazano, że rozmaite środki biobójcze są mniej skuteczne przeciwko biofilmom niż przeciw rozproszonym komórkom tego samego organizmu. Najpowszechniejszymi środkami biobójczymi stosowanymi do kontroli biofilmu są czyste donory wolnego chloru, takie jak NaOCl oraz NaOCl/NaOBr. Jednakże produkty te muszą być stosowane w dużych ilościach, jeśli mają być skuteczne. Ponadto, w kilku ostatnich pracach poświęconych ocenie skuteczności chlorowców w stosunku do biofilmu wykazano wzrastającą odporność na dezynfekcję wolnym chlorem unieruchomionych bakterii. Działanie wolnym chlorem w stężeniach zwykle skutecznych przeciw mikroorganizmom planktonowym ma niewielki wpływ na szereg unieruchomionych bakterii, bądź na ich aktywność metaboliczną. Dane te wskazują, że transport wolnego chloru w głąb biofilmu jest głównym czynnikiem ograniczającym sprawność, a podwyższanie stężeń nie powoduje zwiększenia skuteczności biobójczej. Griebe, T., Chen, C.I., Srinavasan, R., Stewart P., „Analysis of Biofilm Disinfection by Monochloramine and Free Chlorine”, Biofouling and Biocorrosion In Industrial Water Systems (redakcja: G. Geesey, Z. Lewandowski oraz H-C. Flemming), str. 151-161, Lewis Publishers (1994).

Nadmierna reaktywność czystych donorów wolnych chlorowców została pokonana przez stosowanie bromochlorodimetylohydantoiny (BCDMH). W opublikowanej pracy autorstwa M. Ludyansky i F. Himpler zatytułowanej „The Effect of Halogenated Hydantoins on Biofilms”, NACE, Artykuł 405 (1997), wykazano wyższą skuteczność wobec biofilmów w porównaniu z czystymi donorami wolnego chlorowca. Jednakże, mimo skuteczności, środek ten nadal nie jest wydajnym źródłem chlorowca, gdy stosowany jest do biofilmu.

PL 218 746 B1

Inni próbowali tłumić wzrost biofilmu w układach wodnych stosując utleniający chlorowiec z dodatkiem adiuwanta. W patencie nr US 4,976,874 udzielonym na rzecz Gannon et al., włączonym tu na zasadzie odnośnika literaturowego, ujawniono sposób oraz formulację do kontroli śluzowatych bioosadów, wykorzystującą utleniający chlorowiec w połączeniu z nieutleniającym czwartorzędowym halogenkiem amoniowym. Jednakże to rozwiązanie kreuje problemy związane z ochroną środowiska.

Tak więc, kontrola biofilmu w środowiskach wodnych typowo obejmowała dodawanie utleniających oraz nieutleniających środków biobójczych do masy przepływającej wody. Jednakże, trzeba stosować duże ilości tych kosztownych chemikaliów, bowiem ich skuteczność ulega gwałtownemu obniżeniu w wyniku wystawienia ich na działanie różnorodnych warunków fizycznych i chemicznych, w określonych zastosowaniach, ponieważ stężenie tych środków biobójczych ulega znacznemu obniżeniu zanim środki te dotrą do biofilmu.

Istota wynalazku

Sposób dezintegracji biofilmu w środowisku wodnym, według wynalazku polega na tym, że obejmuje dodawanie do wskazanego środowiska wodnego, zawierającego biofilm, bądź wytwarzanie w tym środowisku, jednej lub więcej chlorowanych hydantoin, wybranych spomiędzy monochlorodimetylohydantoiny, dichlorodimetylohydantoiny lub ich mieszanin, w ilości wystarczającej do uzyskania stężenia tych chlorowanych hydantoin od 20 do 100 ppm (wyrażonego jako Cl2) w tym środowisku wodnym.

W sposobie według wynalazku, chlorowaną hydantoinę dodaje się do środowiska wodnego w postaci roztworu lub wodnej papki.

Alternatywnie, zgodnie z wynalazkiem, chlorowaną hydantoinę dodaje się do układu wodnego także w postaci stałej.

Sposób według wynalazku korzystnie stosuje się także, gdy środowisko wodne poddawane zabiegowi jest wystawione na działanie światła słonecznego.

Alternatywnie, chlorowaną hydantoinę wytwarza się in situ w wyniku dodania do środowiska wodnego chloru ze źródła chloru oraz alkilowanej hydantoiny w stosunku molowym chloru do alkilowanej hydantoiny od 1:100 do 100:1.

Korzystnie, stosunek molowy chloru do alkilowanej hydantoiny wynosi od 1:10 do 10:1.

W szczególnym przypadku, zgodnie z wynalazkiem, środowisko wodne obejmuje biofilm przylegający do podłoża.

Korzystnie, chlorowane hydantoiny dodaje się wraz ze środkami poprawiającymi działanie.

Dodatkami poprawiającymi działanie są środki dyspergujące, środki biodyspergujące, środki kontroli osadzania kamienia kotłowego, inhibitory korozji, środki powierzchniowo czynne, środki biobójcze (biocydy), środki czyszczące oraz ich mieszaniny.

Zgodnie z wynalazkiem, środowiskiem wodnym jest środowisko wodne w układzie obiegu wody chłodzącej, układzie wytwarzania pulpy lub papieru, układzie płuczek powietrza, rolniczym systemie wody pitnej oraz odwadniania, systemie przetwórstwa i oczyszczenia żywności, instalacjach przemysłu naftowego, układzie rozprowadzania wody pitnej, a także w związanych z wodą układach do użytku domowego lub instytucjonalnego.

Wynalazek odnosi się także do sposobu usuwania biofilmu z podłoża w środowisku wodnym. Zgodnie z wynalazkiem sposób ten cechuje się tym, że obejmuje dodanie do wskazanego środowiska wodnego lub wytworzenie w tym środowisku monochlorodimetylohydantoiny, dichlorodimetylohydantoiny lub ich mieszaniny, przy czym ilość tych chlorowanych hydantoin wynosi od 20 do 25 ppm (wyrażona jako Cl2).

Korzystnie, chlorowaną dimetylohydantoinę wytwarza się in situ w wyniku dodania do wskazanego środowiska wodnego chloru ze źródła chloru oraz dimetylohydantoiny w stosunku molowym chloru do dimetylohydantoiny od 1:10 do 10:1.

Korzystnie, źródłem chloru jest podchloryn sodu lub gazowy chlor.

Jak podano wyżej, obecny wynalazek dotyczy sposobu dezintegracji biofilmu obecnego w środowisku wodnym. Sposób ten obejmuje dodawanie jednej lub więcej niż jednej chlorowanej hydantoiny, zwłaszcza monochlorodimetylohydantoiny (MCDMH) lub dichlorodimetylo-hydantoiny (DCDMH), do wskazanego środowiska wodnego. Szczególne znaczenie ma fakt, że aktywność chlorowanych hydantoin w stosunku do biofilmu nie ulega obniżeniu w obecności światła słonecznego, ponieważ stabilizowane chlorowcem roztwory aktywnego chloru są uderzająco fototrwałe. Stężenie chlorowanych hydantoin (wyrażone jako Cl2), utrzymywane w wodnym środowisku, zgodnie z wynalazkiem generalnie zawiera się w zakresie od 20 do 100 ppm przy dezintegracji biofilmu.

PL 218 746 B1

W koncentracie, stężenie chlorowanych hydantoin zawiera się generalnie w zakresie od około 0,1 do 100% wag. w przeliczeniu na całkowitą masę koncentratu.

Obecny wynalazek ma zastosowanie zasadniczo do wszystkich układów wodnych zawierających biofilm bądź zagrożonych występowaniem biofilmu. Mogą to być obiegi wody chłodzącej, układy wytwarzania pulpy lub papieru, uzdatniania wody białej, łącznie z tymi, które zawierają aktywowany szlam w całej masie; układy płuczek powietrza, a także rolnicze systemy wody pitnej oraz systemy odwadniania, jak również systemy przetwórstwa żywności i oczyszczenia instalacji przemysłu spożywczego, instalacje browarnicze, instalacje mleczarskie, systemy rzeźni i przetwórni mięsa, instalacje przemysłu naftowego. Układy wodne obejmują także wszelkie systemy związane z wodą przeznaczoną do spożycia, w tym systemy rozprowadzania wody pitnej, a także system korzystania z wody w celach rekreacyjnych takie jak baseny oraz spa; związane z wodą urządzenia i układy stosowane w gospodarstwie domowym, takie jak muszle klozetowe, odwodnienia, rury kanalizacyjne, prysznice, wanny oraz zlewy i umywalki, jak i instytucjonalne systemy związane z wodą, instalacje szpitalne, dentystyczne oraz wszelkie systemy, w których przyrządy medyczne są w kontakcie ze środowiskiem wody; ozdobne fontanny, akwaria, zbiorniki rybackie, aqua-parki oraz wszelkie inne obiekty i układy narażone na rozwój biofilmu. Biofilm może przyjmować różne formy oraz zawierać różne gatunki patogennych mikroorganizmów, jak przykładowo Legionella pneumophila, które mogą być przyczepione lub nieprzyczepione do powierzchni takich jak maty, kłaczki oraz szlam.

Krótki opis rysunków

Fig. 1 ilustruje wpływ NaOCl na odporność na transfer ciepła (HTR), skorelowaną z tworzeniem i akumulacją biofilmu oraz na poziom rozpuszczonego tlenu (DO) w układzie wodnym.

Fig. 2 ilustruje wpływ NaOBr na odporność na transfer ciepła (HTR) oraz na poziom rozpuszczonego tlenu (DO) w układzie wodnym.

Fig. 3 ilustruje wpływ BCDMH/MEH na odporność na transfer ciepła (HTR) oraz na poziom rozpuszczonego tlenu (DO) w układzie wodnym.

Fig. 4 ilustruje wpływ MCDMH na odporność na transfer ciepła (HTR) oraz na poziom rozpuszczonego tlenu (DO) w układzie wodnym.

Fig. 5 ilustruje wpływ DCDMH na odporność na transfer ciepła (HTR) oraz na poziom rozpuszczonego tlenu (DO) w układzie wodnym.

Szczegółowy opis wynalazku

Zakres i charakter usuwania oraz dezintegracji biofilmu zmienia się i zależy oczywiście od kontekstu, w jakim problem biofilmu się pojawia. Zróżnicowany charakter problemu oraz różnorodność środowisk, w jakich biofilm wzrasta wymagają stosowania zróżnicowanych taktyk i strategii przy usuwaniu biofilmu. W odniesieniu do istniejącego biofilmu często pożądane jest raczej jego usunięcie niż prosta sterylizacja i pozostawienie in situ. Ponadto, może być ważne, aby zabić komórki tworzące biofilm i przeciwdziałać ich rozprzestrzenieniu do innych miejsc. Zatem, na potrzeby obecnego zgłoszenia termin „dezintegracja biofilmu” obejmuje usuwanie i niszczenie istniejącego biofilmu oraz zapobieganie ponownemu wzrostowi mikroorganizmów tworzących biofilm w poddawanym zabiegowi układzie. Jest to trudniejsze zadanie niż „kontrola biofilmu”, która obejmuje zarówno zapobieganie narastaniu biofilmu w czystym systemie, jak również zapobieganie kontynuacji wzrostu biofilmu w poddawanym zabiegowi układzie, w którym biofilm już się ukształtował.

Określenie „chlorowana hydantoina” odnosi się do hydantoiny, która może występować w formie czystego związku, takiego jak monochlorodimetylohydantoina lub jako mieszanina hydantoin, to znaczy, jako mieszaniny monochlorodimetylohydantoiny oraz dichlorodimetylohydantoiny.

Do odpowiednich chlorowanych hydantoin zalicza się, lecz nie wyłącznie: dichloro-5,5-dimetylohydantoinę (DCDMH), monochloro-5,5-dimetylohydantoinę (MCDMH), a także dowolne kombinacje wyżej wymienionych związków. Chlorowana hydantoina może mieć postać stałą, ciekłą, postać papki lub żelu. Określenie postać „stała” obejmuje proszki, granulki, tabletki, brykiety oraz papki.

Koncentraty chlorowanej hydantoiny mają stężenia składników aktywnych wyższe niż typowe koncentraty do kontroli biofilmu. Przykładowo, stały koncentrat chlorowanej hydantoiny typowo zawiera 70% wag. aktywnego składnika (wyrażonego jako CI2) w przeliczeniu na 100% całkowitej masy koncentratu. Dla kontrastu, ciekłe koncentraty podchlorynu sodu zawierają jedynie około 12% wag. składnika aktywnego w przeliczeniu na 100% całkowitej masy koncentratu. Ponadto, chlorowane hydantoiny według obecnego wynalazku są stabilne, odmiennie niż większość środków bielących aktualnie dostępnych na rynku.

PL 218 746 B1

Podczas gdy powyższa dyskusja odnosi się do zabiegów, jakim poddawane są układy wodne zawierające biofilm przy użyciu chlorowanej hydantoiny, uwzględnia się również i takie rozwiązanie, że środowisko wodne zostanie wprowadzone dopiero po tym, jak suchy biofilm lub biofilm w środowisku niewodnym zostanie skontaktowany ze stałą lub zgranulowaną chlorowcowaną hydantoiną. W takim przypadku środowisko wodne można wprowadzić przez dodanie wody lub pary wodnej do dwóch stałych lub bezwodnych materiałów.

Ilość chlorowanej hydantoiny dodawanej do środowiska wodnego jest wystarczająca, aby zdezintegrować istniejący biofilm. Ilość ta (wyrażona jako CI2) generalnie zawiera się w zakresie od 20 do 100 ppm.

Poza dodaniem chlorowcowanej hydantoiny w postaci pre-formulacji do układu wodnego, może być pożądane, aby wytworzyć chlorowcowaną hydantoinę in situ. Można to przeprowadzić wprowadzając hydantoinę oraz osobno środek chlorowcujący do układu wodnego zawierającego biofilm w odpowiednim stosunku molowym. Dla przykładu podchloryn metalu alkalicznego (przykładowo NaOCl) lub gazowy chlor, bądź inne źródło aktywnego chloru oraz dimetylohydantoinę można dodać w stosunku molowym dostatecznym dla wytworzenia in situ pożądanej ilości halohydantoiny. Stosunek molowy chloru (ze źródła chloru) do alkilowanej hydantoiny zawiera się w szerokich granicach od 1:100 do 100:1, korzystnie od 1:10 do 10:1.

W niektórych układach, takich jak instalacja obiegu wody chłodzącej, zawsze stosuje się dodatki. W innych układach, takich jak baseny, dodatki poprawiające działanie mogą nie być stosowane.

Dodatki poprawiające działanie (to znaczy) kompozycje, które wzmagają jakość oraz działanie stosowanych chlorowanych hydantoin) obejmują, lecz nie wyłącznie: środki czyszczące, środki biodyspergujące, środki modyfikujące rozpuszczalność, środki wspomagające zagęszczanie, wypełniacze, środki powierzchniowo czynne, barwniki, środki zapachowe, środki dyspergujące, środki smarne, środki ułatwiające wyjmowanie z formy, wypełniacze aktywne (środki zwiększające efekt piorący mydeł), inhibitory korozji, środki chelatujące, stabilizatory, źródła bromu oraz środki kontroli osadzania się kamienia kotłowego. Ważnym wymogiem jest, aby materiał był kompatybilny z kompozycją chlorohydantoiny.

Opisane tu środki modyfikujące rozpuszczalność, które można dodawać do chlorowanych hydantoin obejmują, przykładowo, kwaśny węglan sodu, wodorotlenek glinu, tlenek magnezu, wodorotlenek baru oraz węglan sodu. Zobacz patent nr US 4,537,697. Środki modyfikujące rozpuszczalność można stosować w obecnych kompozycjach w ilości w zakresie od 0,01% do 50% wagowych.

Przykładowymi środkami wspomagającymi zagęszczanie są sole nieorganiczne zawierające kationy litu, sodu, potasu, magnezu oraz wapnia tworzące związki z węglanami, kwaśnymi węglanami, boranami, krzemianami, fosforanami, nadwęglanami oraz nadfosforanami. Zobacz patent nr US 4,677,130. Środki wspomagające zagęszczanie można stosować w kompozycjach w ilości w zakresie od 0,01% do 50% wagowych.

Wypełniacze, które można dodać do chlorohydantoin obejmują, przykładowo, sole nieorganiczne, takie jak zawierające kationy litu, sodu, potasu, magnezu oraz wapnia połączone z anionami siarczanowymi oraz chlorkowymi, a także inne substancje nieorganiczne takie jak glinki oraz zeolity. Wypełniacze stosuje się w kompozycjach w celu obniżenia kosztów wytwarzania i mogą być one dodawane w ilości w zakresie od 0,01% do 50% wagowych.

Środek biodyspergujący zwiększa skuteczność chlorowanej hydantoiny, jako środka kontroli biofilmu i pomaga utrzymać czystość powierzchni w zbiorniku, w którym dane środowisko wodne się znajduje. Środki tego rodzaju są typowo środkami powierzchniowo czynnymi i nie mają biobójczego działania na mikroorganizmy oraz biofilmy. Przykłady środków biodyspergujących obejmują Aerosol OTB (dioktylosulfosukcynian sodu), laurylosulfosukcynian disodowy, sulfooctan sodowolaurylowy, a także inne sulfoniany. Środki powierzchniowo czynne stosowane są w obecnych kompozycjach w celu zwiększenia działania czyszczącego i mogą być dodawane w ilości w zakresie od 0,01% do 20% wagowych. Generalnie, taka mieszanina zawiera od około 80% do około 99,99% wagowych chlorowanej hydantoiny oraz od około 0,01% do około 20% wagowych środka biodyspergującego, w przeliczeniu na 100% całej masy mieszaniny; korzystnie, od około 90 do około 99,99% wagowych chlorowanej hydantoiny oraz od około 0,01% do około 10% wagowych środka biodyspergującego.

Wodny roztwór pożądanej niechlorowanej hydantoiny (lub pożądanych niechlorowanych hydantoin) w pożądanych proporcjach molowych można wytworzyć metodami opisanymi w patencie nr US 4,560,766, oraz w: Petterson, R. C., i Grześkowiak, V., J. Org. Chem., 24,1414 (1959), oraz Corral, R. A., i Orazi, O. O, J. Org. Chem., 28, 1100 (1963).

PL 218 746 B1

P r z yk ł a d 1

Skuteczność kontroli inhibitowania biofilmu

Skuteczność środków biobójczych oraz środków biobójczych i dyspergujących oceniano na podstawie redukcji suchej masy biofilmu w kolbach doświadczalnych, w porównaniu z kolbami kontrolnymi nie poddawanymi zabiegowi. Rozwój biofilmu oznaczano grawimetrycznie sposobami opisanymi w pracy: Ludyansky, M., Colby, S., A Laboratory Method for Evaluating Biocidal Efficacy on Biofilms, Cooling Tower Institute, Artykuł TP96-07 (1996).

W przeprowadzonych próbach użyto jako mikroorganizm osłonięty Sphaerotilus natans (ATCC 15291), o którym wiadomo, że jest bardzo odporny na wszelką kontrolę chemiczną i może być spotkany w różnych warunkach bądź zastosowaniach (obieg wody chłodzącej, roztwory z papierni oraz procesy utylizacji i oczyszczalnie ścieków).

Prowadzono hodowlę powyższej bakterii w temperaturze 25-30°C w 5% pożywce CGY zawierającej: 5 g hydrolizatu kazeiny o nazwie handlowej Casitone (Difco), 10 g glicerolu oraz 1 g drożdżowego autolizatu (Difco) na litr wody destylowanej DI. Do inokulacji pożywki użyto roztworu o około 10⁶komórek na mililitr. Do kolb o pojemności 2,37x10^-4 m³ (8 uncji) wprowadzono 150 ml pożywki 5% CGY oraz 1 ml roztworu posiewowego Sphaerotilus natans. Do kolb wprowadzono badane środki biobójcze, a mianowicie, NaOCl, NaOBr, MCDMH. Dodatkowe kolby, nie zawierające środka biobójczego, służyły jako kontrola. Kolby umieszczono w wytrząsarce i utrzymywano w temperaturze 22-30°C obracając z prędkością 100-200 obrotów/minutę przez 48-72 godzin. Zawartość suszono przez 5 godzin w temperaturze 105°C i ochłodzono przez noc. Różnica między masą kolby zawierającej wysuszoną biomasę a masą kolby (tara) wyznaczała masę suchego biofilmu.

Skuteczność zapobiegania rozwojowi biofilmu obliczano, jako wyrażoną w procentach zmianę wzrostu wyznaczoną w oparciu o różnicę między średnią masą suchego biofilmu w kolbach kontrolnych nie poddawanych zabiegowi zabezpieczającemu i w kolbach poddawanych takiemu zabiegowi, według następującego wzoru:

B średnia masa kontroli - B średnia masa próby

E% =---^y x 100%

B średnia masa kontroli gdzie:

E% = wyrażona w procentach redukcja wzrostu biofilmu;

B średnia masa próby = masa biofilmu, zaś

B _{średnia masa kontroli} = masa biofilmu w kolbie kontrolnej.

Wyniki prób, łącznie ze stężeniem środków biobójczych, zebrano w poniższej Tabeli 1.

T a b e l a 1

Środek biobójczy	Stężenie, [ppm]	Biofilm ^B średnia masa próby [g]	Kontrola ^B średnia masa kontroli [g]	E [%]
NaOCl	10	0,0028	0,0185	84,86
NaOBr	10	0,0013	0,0185	92,97
MBDMH	10	0,0008	0,0185	95,7
MCDMH	10	0,0005	0,0185	97,3
DCDMH	10	0,0005	0,0173	97,1
NaOCl	5	0,009	0,0144	37,5
NaOBr	5	0,0021	0,0144	85,4
MBDMH	5	0,0081	0,0152	46,7
MCDMH	5	0,0007	0,0144	95,1
DCDMH	5	0,0009	0,0173	94,8

Powyższe wyniki wskazują, że chlorowana hydantoina (MCDMH) była lepszym środkiem inhibitowania biofilmu, aniżeli substancje dostarczające wolny chlorowiec (NaOCl lub NaOBr).

PL 218 746 B1

Pr zyk ła d 2

Skuteczność kontroli usuwania biofilm

W badaniach opisanych poniżej stosowano Sphaerotilus natans (ATCC 15291), jak w Przykładzie 1. System do prób z biofilmem

Zastosowano system typu on-line do badań skuteczności chlorowanych środków biobójczych, zapewniający niedestrukcyjne monitorowanie biofilmu w czasie rzeczywistym oraz dokonywanie pomiarów. System monitoruje odporność na transfer ciepła (HTR), która koreluje z tworzeniem i akumulacją biofilmu oraz poziom rozpuszczonego tlenu (DO) w masie wody, który koreluje ze zmianami w aktywności biofilmu. Projekt tego systemu, parametry oraz warunki wzrostu ujawniono w publikacji: Ludensky, M., „An Automated System for Biocide Testing on Biofilms”, Journal of Industrial Microbiology and Biotechnology, 20:109-115 (1998).

System składa się z pętli wymiennika ciepła z ciągłym przepływem, reaktora do prowadzenia wzrostu biologicznego (chemostatu) oraz z podsystemów do podtrzymywania życia, pomiarów biofilmu oraz kontroli pod kątem ochrony środowiska. Wszystkie parametry systemu, łącznie z przepływem wody, temperaturą, stopniem rozcieńczenia i stężeniem środka odżywczego zostały zoptymalizowane pod kątem szybkiego, intensywnego i powtarzalnego wzrostu biofilmu. W wodzie dopełniającej, wprowadzanej do systemu utrzymywano stały poziom nasycenia tlenem (poprzez stałe przedmuchiwanie powietrzem), stałą temperaturę oraz stałe warunki pH. Z tego względu, jakiekolwiek zmiany wartości stężenia DO lub poziomu pH w wodzie zawracanej do obiegu były uważane za wynikające z aktywności biofilmu. Wszystkie parametry monitoringu oraz kontroli były przetwarzane przez układ pozyskiwania danych, kontrolowany przez program komputerowy, opracowany z dostosowaniem do potrzeb użytkownika. Pomiarów dokonywano co 15 sekund i zachowywano wyniki, a wartości średnie były obliczane i odnotowywane co 3 do 60 minut w formie wykresu do późniejszej analizy graficznej. Program został zaprojektowany tak, że system mógł działać w sposób ciągły w stałych warunkach przez kilka tygodni. Badanie skuteczności środków biobójczych prowadzono w oparciu o analizę i porównanie kształtów i wartości odczytywanych z krzywych HTR oraz DO. Analiza opierała się na wzięciu pod uwagę kształtów krzywych odpowiadających działaniu środkiem biobójczym, jak również odbudowywania biofilmu (ponownego jego wzrostu).

Warunki wzrostu

Jako mikroorganizm do tworzenia i wzrostu biofilmu wybrano osłonięty Sphaerotilus natans (ATCC 15291), o którym wiadomo, że tworzy dobrze przyczepny biofilm na powie rzchniach wymienników ciepła w układach chłodzenia wody i maszynach do produkcji papieru. Roztwór do inokulacji wpompowano do reaktora do prowadzenia wzrostu mikroorganizmów i pozostawiono w temperaturze pokojowej przez noc. Następnego dnia, reaktor dopełniono wodą i dodano środek odżywczy (pożywka CGY). Wybór początkowych warunków wzrostu oraz parametrów systemu oparto na uprzednich doświadczeniach, ograniczeniach laboratoryjnych, geometrycznych rozmiarach elementów układu uwzględniając zamiar osiągnięcia promocji wzrostu biofilmu. Przesunięcie warunków wzrostu ze wzrostu planktonowego na włóknisty wzrost umiejscowiony (przyczepiony do podłoża) osiągnięto w wyniku obniżenia stężeń w środowisku do wartości mniejszej niż 5% oraz utrzymywania stopnia rozcieńczenia wyższego niż maksymalny stopień właściwy. Warunki testu przedstawiono w Tabeli 2.

T a b e l a 2

Warunki badania biofilmu w systemie on-line

Parametr	Warunki
1	2
PH	7,2-8,5
Temperatura krążącej wody	23,3-24,4°C (74-76°F)
Temperatura ściany	29,4°C (85°F)
Woda do dopełnienia	zawór Clintona
Stężenie substratu	CGY; 30-70 ppm
Mikroorganizm do posiewu	S. natans
Przepływ wody	0,91 m/s (3 stopy/sekundę)
Stopień rozcieńczenia	0,9

PL 218 746 B1 cd. Tabeli 2

1	2
Woda do dopełnienia	170 ml/minutę
Dodatek środków odżywczych	1 ml/minutę
Objętość układu	10 litrów

Skuteczność biobójcza badanych roztworów oznaczana była na podstawie analizy kształtu krzywych HTR oraz DO wykazujących odpowiedź biofilmu na działanie środkiem biobójczym.

Programy zabiegów

Podczas programów zabiegów system zasilano w sposób ciągły środkiem odżywczym oraz wodą dopełniającą (o stałym składzie chemicznym, poziomie tlenu i stałej temperaturze). Zbadano trzy modele zabiegów, a mianowicie: rzutowy, rzutowy plus ciągły oraz ciągły.

Zabieg rzutowy prowadzono dodając przygotowany roztwór zasobowy w uprzednio skalkulowanej ilości (na objętość wody cyrkulującej w układzie) do chemostatu. W modelu rzutowym plus ciągłym, zabieg z użyciem środka biobójczego prowadzono tak, że na początku wstrzykiwano wstępną dawkę, aby pokryć zapotrzebowanie na chlor, a następnie przez trzy godziny prowadzono zabieg w sposób ciągły przy stałym stężeniu opartym na udziale wody dopełniającej.

Preparaty biobójcze oraz monitorowanie

Wszystkie pięć środków biobójczych: NaOCl, NaOBr, MCDMH, BCDMH/MEH oraz DCDMH, przygotowano w postaci roztworów zasobowych zawierających 1000 ppm świeżego CI2. Stężenia używane w trakcie zabiegów, obliczono dla wszystkich środków biobójczych na podstawie pomiaru wolnego chlorowca oraz całkowitej pozostałości chlorowca zgodnie z testem DPD na CI2, przeprowadzanym bezpośrednio przed zabiegiem.

Testy obejmujące powtarzające się zabiegi w modelu rzutowym plus ciągłym przy wzrastających początkowych stężeniach (10, 15 oraz 20 ppm) przeprowadzono w ciągu trzech kolejnych dni stosując NaOCl, NaOBr, MCDMH, BCDMH/MEH oraz DCDMH. Szybkość transferu ciepła oraz poziomy tlenu rozpuszczonego w układzie były monitorowane automatycznie, a dynamika zmian była przedmiotem analizy. W oparciu o uzyskane parametry, sformułowano następujące wnioski: NaOCl, NaOBr oraz BCDMH/MEH nie były zdolne do usunięcia biofilmu w żadnym spośród badanych stężeń. Odbudowę biofilmu obserwowano 24 godziny po rozpoczęciu każdego zabiegu, a wartości HTR były wyższe niż wartości odnotowane na początku każdego zabiegu, jak to zilustrowano na rysunku Fig. 1, 2 oraz 3.

Odpowiedź rozpuszczonego tlenu na zabieg biobójczy była najsilniejsza w przypadku DCDMH, a najsłabsza - w przypadku NaOCl. Na podstawie analizy kształtu krzywej (Fig. 1 - Fig. 5), stwierdzono, że kontrola ponownego wzrostu biofilmu mogłaby być osiągnięta przy zabiegu zgodnie z modelem rzutowym plus ciągłym z użyciem BCDMH/MEH w stężeniach 15 ppm lub NaOBr - w stężeniu 20 ppm, jak to przedstawiono na rysunku Fig. 2 oraz Fig. 3. Jednakże, żaden z tych środków biobójczych nie był zdolny do usunięcia biofilmu.

Badanie chlorowanych hydantoin: MCDMH oraz DCDMH wykazało unikalny skutek; zniszczenie biofilmu, nastąpiło wkrótce po dodaniu 20 ppm MCDMH bądź DCDMH. Wyniki przeprowadzonych badań zebrano w i przedstawiono na rysunku Fig. 4 oraz Fig. 5. Taki wpływ nie był powszechny w przypadku jakiegokolwiek innego utleniającego środka biobójczego.

Obserwacje przedstawione powyżej zostały podsumowane w poniższej tabeli 3.

T a b e l a 3

Zabieg zgodny z modelem rzutowym plus ciągłym

Środek biobójczy	Kontrola biofilmu	Usuwanie biofilmu
	HTR	DO	HTR
NaOCl	nie skuteczny	najsłabszy	nie usuwa
NaOBr	skuteczny przy 20 ppm	umiarkowany	nie usuwa
BCDMH/MEH	skuteczny przy 15 ppm	umiarkowany	nie usuwa
MCDMH	skuteczny przy 15 ppm	umiarkowany	usuwa przy 20 ppm
DCDMH	skuteczny przy 15 ppm	najsilniejszy	usuwa przy 20 ppm

PL 218 746 B1

P r z yk ł a d 3

Niniejszy przykład wykazuje wzmożoną fotostabilność MCDMH w porównaniu z NaOCl w warunkach eksponowania badanych roztworów na symulowane światło słoneczne.

Roztwory do badań sporządzono przez dodanie do wody kranowej o temperaturze 22°C i pH 7,8 odpowiednio NaOCl oraz MCDMH w stężeniach podanych w poniższej Tabeli 4. Roztwory te zostały oświetlone światłem flourescencyjnym UVA-340 symulującym spektralne promieniowanie słoneczne na powierzchni ziemi. Badane próbki przykryto płytkami kwarcowymi przezroczystymi dla światła nadfioletowego, w celu zapobieżenia parowaniu, całkowite stężenia chlorowca były mierzone w funkcji czasu. Generowane krzywe rozpadu analizowano stosując algorytmy kinetyki pierwszego rzędu i obliczono odpowiednie wartości okresu półtrwania aktywnego chlorowca. Wyniki przedstawiono w tabeli 4.

Jak to wynika z Tabeli 4, MCDMH ma dramatycznie wyższą fotostabilność w porównaniu z NaOCl. Obserwowany okres półtrwania aktywnego chlorowca w przypadku MCDMH wynosił 108 godzin w porównaniu z okresem 1,1 godziny dla NaOCl.

T a b e l a 4

Fotoliza roztworów MCDMH oraz NaOCl

Upływ czasu (h)	Łączna ilość chlorowca (ppm as CI2)
NaOCl	MCDMH
0	4,0	5,9
1,5	1,1	5,6
6,5	0,07	5,3
29,5	-	4,1
52,5	-	3,1
100	-	2,3
187	-	1,5
267	-	1,0
Okres półtrwania pierwszego rzędu (h)	108	1,14

Powyższe dane wyraźnie pokazują, że aktywność MCDMH spada w sposób pomijalny w ciągu pierwszych 6,5 godzin i przez cały czas trwania testu zachowuje istotny poziom, podczas gdy aktywność NaOCl spadła gwałtownie w obecności symulowanego światła słonecznego. Stanowiące podstawę porównania, okresy półtrwania dodatkowo potwierdzają wyjątkową fotostabilność chlorowanej hydantoiny.

P r z yk ł a d 4

Roztwory aktywnego chloru stabilizowane hydantoiną można również uzyskać łącząc hydantoiny z NaOCl. Jak wykazano w Tabeli 2, połączenia DMH i NaOCl zapewniają fotostabilność wyższą nawet niż połączenia z kwasem cyjanurowym, powszechnie znanym fotostabilizatorem chloru dla rynku wody rekreacyjnej. Warunki testu były takie same jak podane w Przykładzie 3.

T a b e l a 5

Fotostabilność roztworów podchlorynu stabilizowanych hydantoiną i kwasem cyjanurowym

Upływ czasu (h)	Łączna ilość chlorowca (ppm as CI2)
NaOCl + 30 ppm DMH	NaOCl + 30 ppm kwasu cyjanurowego
1	2	3
0	4,6	4,3
1,5	4,3	4,1
6,5	4,05	3,6
29,5	3,6	2,0

PL 218 746 B1 cd. Tabeli 5

1	2	3
52,5	3,0	0,78
100	2,2	0,07
187	1,68	-
267	1,19	-
Okres półtrwania pierwszego rzędu (h)	141	17

Dane zebrane w Tabeli 5 wykazują, że DMH dramatycznie wzmaga fotostabilizację NaOCl, a to połączenie funkcjonuje lepiej niż kombinacja NaOCl i kwasu cyjanurowego. Obserwowany okres półtrwania aktywnego chlorowca dla roztworu NaOCl stabilizowanego DMH wynosił 141 godzin w porównaniu z 17 godzinami dla NaOCl stabilizowanego kwasem cyjanurowym.

Claims

1. Sposób dezintegracj i biofilmu w środowisku wodnym, znamienny tym, że obejmuje dodawanie do wskazanego środowiska wodnego, zawierającego biofilm, bądź wytwarzanie w tym środowisku, jednej lub więcej chlorowanych hydantoin, wybranych spomiędzy monochlorodimetylohydantoiny, dichlorodimetylohydantoiny lub ich mieszanin, w ilości wystarczającej do uzyskania stężenia tych chlorowanych hydantoin od 20 do 100 ppm (wyrażonego jako CI2) w tym środowisku wodnym.

2. Sposób według zastrz. 1, znamienny tym, że chlorowaną hydantoinę dodaje się do środowiska wodnego w postaci roztworu lub wodnej papki.

3. Sposób według zastrz. 1, znamienny tym, że chlorowaną hydantoinę dodaje się do środowiska wodnego w postaci stałej.

4. Sposób według zastrz. 1, znamienny tym, że środowisko wodne poddawane zabiegowi jest wystawione na działanie światła słonecznego.

5. Sposób według zastrz. 1, znamienny tym, że chlorowaną hydantoinę wytwarza się in situ w wyniku dodawania do środowiska wodnego chloru ze źródła chloru oraz alkilowanej hydantoiny w stosunku molowym chloru do alkilowanej hydantoiny od 1:100 do 100:1.

6. Sposób według zastrz. 5, znamienny tym, że stosunek molowy chloru do alkilowanej hydantoiny wynosi od 1:10 do 10:1.

7. Sposób według zastrz. 1, znamienny tym, że środowisko wodne zawiera biofilm przylegający do podłoża.

8. Sposób według zastrz. 1, znamienny tym, że chlorowane hydantoiny dodaje się wraz ze środkami poprawiającym działanie.

9. Sposób według zastrz. 8, znamienny tym, że dodatkami poprawiającymi działanie są środki dyspergujące, środki biodyspergujące, środki kontroli osadzania kamienia kotłowego, inhibitory korozji, środki powierzchniowo czynne, środki biobójcze (biocydy), środki czyszczące oraz ich mieszaniny.

10. Sposób według zastrz. 1, znamienny tym, że środowiskiem wodnym jest środowisko wodne w układzie obiegu wody chłodzącej, układzie wytwarzania pulpy lub papieru, układzie płuczek powietrza, rolniczym systemie wody pitnej oraz odwadniania, systemie przetwórstwa lub oczyszczenia żywności, instalacjach przemysłu naftowego, układzie rozprowadzania wody pitnej, a także w związanych z wodą układach do użytku domowego lub instytucjonalnego.

11. Sposób usuwania biofilmu z podłoża w środowisku wodnym, znamienny tym, że obejmuje dodanie do wskazanego środowiska wodnego lub wytworzenie w tym środowisku monochlorodimetylohydantoiny, dichlorodimetylohydantoiny lub ich mieszanin, przy czym ilość tych chlorowanych hydantoin wynosi od 20 do 25 ppm (wyrażona jako CI2).

12. Sposób według zastrz. 11, znamienny tym, że chlorowaną dimetylohydantoinę wytwarza się in situ w wyniku dodawania do wskazanego środowiska wodnego chloru ze źródła chloru oraz dimetylohydantoiny w stosunku molowym chloru do dimetylohydantoiny od 1:10 do 10:1.

13. Sposób według zastrz. 12, znamienny tym, że źródłem chloru jest podchloryn sodu lub gazowy chlor.