ES2197941T3

ES2197941T3 - Procedimiento para la produccion de plantulas.

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Publication number: ES2197941T3
Application number: ES96890147T
Authority: ES
Inventors: Norbert Mag. Fuchs
Original assignee: Vis Vitalis Lizenz & Handels; VIS-VITALIS LIZENZ- und HANDELS AG
Current assignee: Vis Vitalis Lizenz & Handels; VIS-VITALIS LIZENZ- und HANDELS AG
Priority date: 1995-10-09
Filing date: 1996-09-23
Publication date: 2004-01-16
Anticipated expiration: 2016-09-23
Also published as: CA2305818A1; PT770324E; CA2185623A1; EP0770324A2; ATA166895A; USRE36824E; US5773681A; CA2185623C; AT403641B; ATE240034T1; DK0770324T3; US6028251A; JPH09107904A; EP0770324B1; EP0770324A3; DE59610438D1

Abstract

LA INVENCION SE REFIERE A GERMENES CON ALTO CONTENIDO EN ELECTROLITOS CONTRA LA GERMINACION EN AGUA CORRIENTE ASI COMO UN PROCEDIMIENTO PARA LA ELABORACION DE ESTOS GERMENES, EN DONDE LAS SEMILLAS CON CAPACIDAD DE GERMINAR SE APLICAN PARA SU GERMINACION EN UN SOLUCION DE ELECTROLITO.

Description

Procedimiento para la producción de plántulas.

La invención trata de un procedimiento para la producción de plántulas según la reivindicación 1.

La oferta alimentaria actual, así como el comportamiento de consumo, se caracterizan por alimentos con un alto contenido en calorías y, al mismo tiempo, con bajas proporciones de fibra y una baja densidad de sustancias nutritivas (bajos contenidos en vitaminas, macroelementos, oligoelementos, sustancias vegetales bioactivas, etc.). De este modo, los alimentos consumidos con preferencia, tales como los productos de harina fina (pan, bollería, pastas fabricadas con huevos, productos de pastelería), azúcar y alimentos con contenido en azúcar (dulces, limonadas con contenido en azúcar), platos de comida rápida y alimentos con una alta proporción de proteínas animales, sólo cubren de forma insuficiente las necesidades de fibra, pero sobre todo de vitaminas, macroelementos y oligoelementos. La consecuencia de este comportamiento de consumo es un aumento constante de las afecciones debidas a la alimentación y dependientes de la alimentación, tales como sobrepeso, problemas de evacuación crónicos, hipertensión con valores aumentados de grasa en sangre y triglicéridos, trastornos del metabolismo de azúcares, afecciones hepáticas y de la vesícula biliar, trastornos de circulación, afecciones de los órganos digestivos, caries, afecciones reumáticas, gota, afecciones cutáneas, alergias y trastornos del sistema inmune.

Paralelamente a la desvitaminación y desmineralización de los alimentos básicos consumidos con frecuencia (por ejemplo, por refinado de diferentes harinas de trigo y aceites vegetales) se constata estadísticamente una contaminación constantemente creciente de los alimentos básicos con sustancias extrañas y nocivas (compuestos organohalogenados, agentes químicos para agricultura tales como pesticidas, reguladores del crecimiento, inhibidores de gérmenes y fertilizantes, metales pesados, residuos de fármacos, venenos vegetales, etc.).

No en último lugar se añade a los alimentos básicos por razones de la técnica de producción colorantes, conservantes, antioxidantes, emulsionantes, estabilizantes, espesantes, gelificantes, almidones modificados, acidulantes, reguladores de la acidez, antiaglomerantes, agentes de recubrimiento, masas de inmersión, potenciadores del sabor, aromas, sustitutos de azúcar, edulcorantes artificiales y demás sustancias tecnológicas.

Para contrarrestar este empeoramiento de la situación alimentaria o esta evolución negativa del comportamiento alimentario, cada vez más consumidores están interesados en cambiar estas costumbres alimentarias y consumir más alimentos más naturales que permitan un abastecimiento suficiente de fibra, minerales y oligoelementos, vitaminas, proteínas vegetales, etc. (la denominada ``alimentación completa'').

La alimentación completa consta predominantemente de alimentos vegetales de producción ecológica en los que se evitan en la medida de lo posible los productos aislados o refinados.

Las plántulas cumplen los principios de la alimentación completa, tanto desde el punto de vista fisiológico-nutritivo como ecológico. En comparación con la semilla que no ha germinado, la plántula presenta una mayor calidad de proteínas, un mayor contenido en ácidos grasos poliinsaturados, una mayor biodisponibilidad de minerales esenciales y un mayor contenido en vitaminas y fibra. Además, numerosos ingredientes de la semilla que se consideran negativos, tales como inhibidores de tripsina, hemaglutininas, saponinas, sustancias flatulentas, etc., disminuyen a medida que aumenta la duración de la germinación.

Las plántulas constituyen, por lo tanto, un valioso enriquecimiento de la alimentación, especialmente porque en comparación con, por ejemplo, las verduras son económicas, siempre frescas, independientes de la temporada, ricas en fibra, ricas en vitaminas y minerales y, además, sabrosas y de fácil digestión.

En general, la planta que crece a partir de una semilla se denomina plántula en los primeros días de germinación. La plántula preformada en la semilla se encuentra, antes de la germinación, en un estado de reposo en el que todos los procesos metabólicos están reducidos a un mínimo y no se produce crecimiento. El proceso de hinchamiento comienza con la absorción de agua en la semilla y estimula de este modo la actividad de los procesos metabólicos.

La cáscara de la semilla, hasta entonces impermeable al oxígeno, comienza a respirar, en el embrión se sintetizan fitohormonas (especialmente ácido guiberélico) que a su vez estimulan la síntesis de enzimas de actividad específica. Estas enzimas degradan las sustancias de reserva almacenadas en la semilla en cantidades específicas de cada especie (Meier-Ploeger ``Die Bedeutung von Sprossen und Keimen in der Vollwerternährung'', Ernährung/Nutrition (6) (1990), 317-323).

Se han realizado numerosos estudios sobre los cambios en el contenido de ingredientes en la plántula en comparación con la semilla, siendo estos estudios a menudo contradictorios. No está claro hasta qué punto estas discrepancias se deben a diferencias en la naturaleza del material de partida, en las condiciones de germinación o en la metodología usada para determinar el valor nutritivo (Harmuth-Hoene y col., ``Der Einfluss der Keimung auf den Nährwert von Weizen, Mungobohnen und Kichererbsen'', Z. Lebensm. Unters. Forsch., 185 (1987), 386- 393).

También son contradictorios los datos sobre los cambios en el contenido de minerales en las plántulas. Parece que existe acuerdo en que durante la germinación pueden aparecer pérdidas muy diferentes de minerales dependiendo de la solubilidad de los minerales. Así, diferentes autores han observado una disminución de hierro de 9 a 20%, de potasio de 27% y de cobre entre 12 y 17% (Hartmuth-Hoene (1987)).

Asimismo se informó también de grandes pérdidas de calcio y magnesio en el curso de la germinación.

Por lo tanto, la presente invención se propone el objetivo de proporcionar plántulas mejoradas nutritivo-fisiológicamente frente a las plántulas convencionales.

Este objetivo se alcanza de acuerdo con la invención mediante plántulas con un contenido en electrolitos aumentado frente a la germinación en agua del grifo, que pueden obtenerse por germinación en una solución de electrolitos que contiene 1 mg/l o más de iones cinc, hierro, calcio y/o magnesio, 0,5 mg/l o más de iones cobre, manganeso, estroncio y/o litio y 0,1 mg/l o más de iones selenio, molibdeno, cromo, arsénico, vanadio y/o cobalto.

Las plántulas de acuerdo con la invención presentan un contenido al menos 10 a 20% mayor, preferentemente al menos 1,5 a 3 veces mayor, en especial al menos 5 a 10 veces mayor de uno o varios electrolitos, preferentemente de iones cinc, hierro, potasio, magnesio, cobre, manganeso, estroncio, selenio, molibdeno, cromo, arsénico, vanadio y/o cobalto, que las semillas germinadas de forma convencional.

En la germinación convencional de las semillas, en la que las semillas se hacían germinar en agua destilada o en agua del grifo, hasta ahora siempre aparecían en parte considerables pérdidas de estos componentes importantes para la alimentación. Según se comprobó en los estudios relacionados con la presente invención, estas pérdidas se debían tanto a que comenzaba el proceso metabólico de la plántula misma como también a la naturaleza del agente hinchante, el agua, el cual contribuía a una lixiviación adicional de los electrolitos de la plántula puesto que, al contrario que en el estado de reposo (semilla), la cáscara de la plántula es bien accesible a una lixiviación de electrolitos.

Asimismo se ha observado que las plántulas enriquecidas en electrolitos de acuerdo con la invención no sólo presentan una mayor concentración de minerales sino que también, debido al mayor contenido en minerales, están mejoradas en general respecto a sus ingredientes, presentando, por ejemplo, un mayor contenido en vitaminas.

Las plántulas de acuerdo con la invención se producen introduciendo las semillas capaces de germinar en una solución de electrolitos que contiene 1 mg/l o más de iones cinc, hierro, potasio y/o magnesio, 0,5 mg/l o más de iones cobre, manganeso, estroncio y/o litio y 0,1 mg/l o más de iones selenio, molibdeno, cromo, arsénico, vanadio y/o cobalto, e incubando las plántulas en la solución de electrolitos a una temperatura adecuada durante un periodo de tiempo suficiente para lograr en las plántulas un enriquecimiento de electrolitos.

Resultó sorprendente que usando la solución de electrolitos de acuerdo con la invención, es decir, una solución que al contrario que las soluciones de germinación convencionales (agua del grifo o agua destilada o esterilizada) contiene una mayor concentración de iones, se pudieron compensar las pérdidas de electrolitos producidas en el curso de la germinación, o incluso se pudieron invertir en sentido opuesto mediante un flujo de electrolitos desde la solución de germinación a las plántulas, generándose así plántulas que en parte presentaban incluso un contenido mayor en electrolitos que la semilla.

Por solución de electrolitos se entiende por lo demás una solución acuosa a la que se ha añadido o que está enriquecida en uno o más electrolitos según se define a continuación.

La concentración iónica en la solución de electrolitos debe ser en el procedimiento de producción de acuerdo con la invención al menos 10 a 20% superior a la del agua del grifo convencional, preferentemente la concentración iónica en la solución de electrolitos es, respecto a los iones hierro y/o cobre y/o manganeso y/o estroncio y/o litio y/o molibdeno, al menos dos veces, muy preferentemente al menos cinco veces, especialmente al menos diez veces la del agua del grifo convencional.

La temperatura adecuada para la realización de la germinación difiere evidentemente de un tipo de semilla a otro. En principio, para el procedimiento de acuerdo con la invención se ha de usar la temperatura de germinación que se describe en el estado de la técnica para el tipo de semilla correspondiente. Esta temperatura se encuentra preferentemente entre 10 y 50ºC, en especial entre 20 y 30ºC.

El tiempo necesario para lograr en las plántulas un enriquecimiento suficiente de electrolitos también difiere de un tipo de plántula a otro; también depende de los valores de electrolito que se han de alcanzar en la plántula.

También en este caso son válidos como valores de orientación para una especie determinada los tiempos de germinación que se describen en el estado de la técnica; por lo tanto, la germinación se realiza preferentemente durante un periodo de tiempo de aproximadamente 12 a 120 horas, en especial de aproximadamente 60 a 100 horas.

Se entiende que tanto la temperatura de germinación como el tiempo de germinación pueden ser optimizados sin problemas para cada sistema por un experto mediante ensayos sencillos y pueden ser también, para determinadas especies, superiores o inferiores a los valores de orientación antes indicados.

Como plántulas preferidas se prevén de acuerdo con la invención las plántulas de alimentos vegetales habituales, en especial las plántulas de legumbres y de semillas de cereales. Las plántulas especialmente preferidas son, por lo tanto, plántulas de trigo, trigo sarraceno, quinoa, judías mung, alholva, rábano, alfalfa, maíz, calabaza, centeno, cebada, arroz, judías adzuki, guisantes, mijo, garbanzos, berro, linaza, lentejas, mostaza, sésamo, habas de soja, girasol y amaranto.

Según una forma de realización preferida, la solución de electrolitos usada en el procedimiento de acuerdo con la invención contiene 10 mg/l o más, en especial 50 mg/l o más, de iones cinc y/o hierro y/o potasio y/o magnesio, 5 mg/l o más, en especial 25 mg/l o más, de iones cobre y/o manganeso y/o estroncio y/o litio, 1 mg/l o más, en especial 5 mg/l o más, de iones selenio y/o molibdeno y/o cromo y/o arsénico y/o vanadio y/o cobalto, con la condición de que la concentración iónica de al menos una especie iónica en la solución de electrolitos se diferencie de la concentración iónica en el agua del grifo en al menos 10 a 20%.

Una solución de electrolitos especialmente preferida contiene al menos 0,5 mg/l de iones cobre y/o 1 mg/l de iones cinc y/o 0,1 mg/l de iones cobalto y preferentemente al menos 0,1 mg/l de iones molibdeno y/o 0,5 mg/l de iones litio y/o 1 mg/l de iones selenio y/o 1 mg/l de iones vanadio.

Después de su producción, y dependiendo de la finalidad de uso, las plántulas de acuerdo con la invención enriquecidas en electrolitos se pueden lavar, secar y, dado el caso, procesar posteriormente de forma adecuada para la venta. Se prefiere especialmente el procesamiento de las plántulas de acuerdo con la invención para proporcionar alimentos frescos, alimentos para untar en el pan, productos de panificación y pastelería o tentempiés, o suplementos nutricionales en forma de mueslis, comprimidos masticables, cápsulas o líquidos.

La invención se explica adicionalmente en los siguientes ejemplos y en los dibujos correspondientes que, sin embargo, no deben limitarla.

Muestran:

la Fig. 1 el enriquecimiento de oligoelementos durante la germinación de trigo;

la Fig. 2 el enriquecimiento de oligoelementos durante la germinación de trigo sarraceno;

la Fig. 3 el enriquecimiento de oligoelementos durante la germinación de quinoa; y

la Fig. 4 la determinación cromatográfica de la vitamina B1 en una solución patrón con 104 \mug/g de hidrocloruro de tiamina y en la muestra BoS6 (plántulas de alholva tras un tiempo de germinación de 3 días).

Ejemplos 1. Enriquecimiento de oligoelementos durante la germinación de trigo, trigo sarraceno y quinoa 1.1. Germinación

Para los ensayos de germinación se usaron semillas de trigo (Triticum aestivum), trigo sarraceno (Fogpyrum esculentum) y quinoa (Chenopodium quinoa) capaces de germinar. Se hicieron germinar aproximadamente 90 g de cada una de las tres semillas de cereales diferentes con cinco soluciones diferentes: (1) agua bidestilada, (2) agua del grifo, (3) solución de electrolitos 1, (4) solución de electrolitos 2 y (5) solución de electrolitos 3 (véase la Tabla 1). Para la preparación de las soluciones de electrolitos se usaron únicamente reactivos químicos p.a. y agua bidestilada.

TABLA 1 Concentraciones de oligoelementos en las soluciones de electrolitos usadas

\catcode`\#=12\nobreak\centering\begin{tabular}{cccccccc}  
\+\multicolumn{3}{c}{Soluciones de }\+ 
\+\multicolumn{3}{c}{Soluciones de}\\  
\+\multicolumn{3}{c}{electrolitos }\+ 
\+\multicolumn{3}{c}{electrolitos}\\  Sustancia 
\+\multicolumn{3}{c}{c[mg/l] }\+ Elemento 
\+\multicolumn{3}{c}{c[mg/l]}\\   \+ 1  \+ 2  \+ 3  \+  \+ 1 
\+ 2  \+ 3 \\\hline  Sulfato de  \+ 4,40  \+ 44,0  \+ 220  \+ Zn  \+
1,0  \+ 10  \+ 50 \\  cinc x7H _{2} O \+ \+ \+ \+ \+ \+ \+ \\ 
citrato de  \+ 8,95  \+ 89,5  \+ 447  \+ Fe  \+ 1,0  \+ 10  \+ 50 \\
 amonio y \+ \+ \+ \+ \+ \+ \+ \\  hierro(III) \+ \+ \+ \+ \+
\+ \+ \\  Cloruro de  \+ 1,48  \+ 14,8  \+ 74  \+ Mn  \+ 0,5  \+ 5 
\+ 25 \\  manganeso \+ \+ \+ \+ \+ \+ \+ \\  Gluconato  \+ 3,57  \+
35,7  \+ 178  \+ Cu  \+ 0,5  \+ 5  \+ 25 \\  de cobre \+ \+ \+ \+ \+
\+ \+ \\  Selenato de  \+ 0,24  \+ 2,4  \+ 12  \+ Se  \+ 0,1  \+ 1 
\+ 5 \\  sodio \+ \+ \+ \+ \+ \+ \+ \\  Molibdato  \+ 0,25  \+ 1,5 
\+ 12,5  \+ Mo  \+ 0,1  \+ 1  \+ 5 \\  de sodio \+ \+ \+ \+ \+ \+ \+
\\  Cloruro de  \+ 0,51  \+ 5,1  \+ 25,5  \+ Cr  \+ 0,1  \+ 1  \+ 5
\\  cromo(III) \+ \+ \+ \+ \+ \+ \+ \\  Lactato de  \+ 1,69 
\+ 16,9  \+ 84,5  \+ Sr  \+ 0,5  \+ 5  \+ 25 \\  estroncio \+ \+ \+
\+ \+ \+ \+ \\  Carbonato  \+ 2,68  \+ 26,8  \+ 134  \+ Li  \+ 0,5 
\+ 5  \+ 25 \\  de litio \+ \+ \+ \+ \+ \+ \+ \\  Arsenato de  \+
0,56  \+ 5,6  \+ 28  \+ As  \+ 0,1  \+ 1  \+ 5 \\  disodio \+ \+ \+
\+ \+ \+ \+ \\  Vanadato  \+ 0,23  \+ 2,3  \+ 11,5  \+ V  \+ 0,1  \+
1  \+ 5 \\  amónico \+ \+ \+ \+ \+ \+ \+ \\  Cloruro de  \+ 0,40  \+
4,0  \+ 20  \+ Co  \+ 0,1  \+ 1  \+ 5 \\  cobalto \+ \+ \+ \+ \+ \+
\+ \\  x6H _{2} O \+ \+ \+ \+ \+ \+ \+
\\\hline\end{tabular}\par\vskip.5\baselineskip

Antes de la fase de germinación real la semilla de trigo se puso en remojo durante 12 horas y la semilla de quinoa durante 8 horas en las soluciones correspondientes. La semilla de trigo sarraceno se usó sin remojo previo.

La germinación se llevó a cabo a temperatura ambiente (19 a 21ºC) y en condiciones de luz-oscuridad normales en aparatos germinadores comerciales compuestos por cuencos de plástico transparentes, dispuestos uno encima de otro, con dispositivo de evacuación. El tiempo de germinación total (tiempo de remojo + tiempo de germinación) ascendió para el trigo y la quinoa a 96 horas y para el trigo sarraceno a 72 horas. Durante la germinación las plántulas se regaron dos veces al día con las soluciones correspondientes (250 ml/90 g). Tras la cosecha, todas las plántulas se lavaron a conciencia con agua bidestilada (3 x con aproximadamente 800 ml) y se dividieron en alícuotas. Una parte de la muestra se envasó inmediatamente en saquitos de plástico y se congeló a -18ºC. La otra parte de la muestra se lavó otra vez, antes de la congelación, con agua del grifo calentada a 70ºC (3 x con aproximadamente 800 ml) (véase la Tabla 2).

TABLA 2 Relación de muestras

\catcode`\#=12\nobreak\centering\begin{tabular}{lccc}   \+
Trigo  \+ Trigo  \+ Quinoa \\   \+  \+ sarraceno \+ \\\hline 
Semilla  \+ WS0  \+ BS0  \+ QS0 \\  Germinación con agua  \+ WS1  \+
BS1  \+ QS1 \\  destilada \+ \+ \+ \\  Plántulas lavadas en  \+ WS1H
 \+ BS1H  \+ QS1H \\  caliente \+ \+ \+ \\  Germinación con agua del
 \+ WS2  \+ BS2  \+ QS2 \\  grifo \+ \+ \+ \\  Plántulas lavadas en 
\+ WS2H  \+ BS2H  \+ QS2H \\  caliente \+ \+ \+ \\  Germinación con
solución  \+ WS3  \+ BS3  \+ QS3 \\  de electrolitos 1 \+ \+ \+ \\ 
Plántulas lavadas en  \+ WS3H  \+ BS3H  \+ QS3H \\  caliente \+ \+
\+ \\  Germinación con la  \+ WS4  \+ BS4  \+ QS4 \\  solución de
lectrolitos 2 \+ \+ \+ \\  Plántulas lavadas en  \+ WS4H  \+ BS4H 
\+ QS4H \\  caliente \+ \+ \+ \\  Germinación con la  \+ WS5  \+ BS5
 \+ QS5 \\  solución de electrolitos 3 \+ \+ \+ \\  Plántulas
lavadas en  \+ WS5H  \+ BS5H  \+ QS5H \\  caliente \+ \+ \+
\\\hline\end{tabular}\par\vskip.5\baselineskip

1.2. Preparación de las muestras

Las muestras se secaron en una instalación de liofilización (CHRIST ALFA 1-4 con control de la instalación LDC-1M) de la siguiente manera: Las plántulas (en cada caso aproximadamente 50 g) se congelaron primero a -30ºC (arca congeladora) y a continuación a -45ºC (cámara de condensación de la instalación de liofilización). Después se llevó a cabo el secado principal a -15ºC y a una presión de 0,31 mbar (presión de seguridad 5 mbar). Al cabo de 36 h se aumentó la temperatura de secado (temperatura del plato de muestras de la instalación) a 0ºC. Al cabo de un tiempo total de 72 horas las muestras estaban completamente secas y se pudieron usar para la preparación posterior de las muestras. Durante todo el proceso de secado quedó asegurado que las muestras no se descongelaron en ningún momento. Las plántulas secas se homogeneizaron a continuación en un molino de análisis no contaminado (Retsch ZM 1000, con rotor de titanio y tamiz de titanio; tamaño de grano 0,25 mm).

1.3. Determinación de las concentraciones de oligoelementos con ICP-MS y GFAAS Mineralización

En un recipiente de teflón se pesaron con exactitud aproximadamente 200 mg de muestra, se añadieron 3 ml de HNO_{3} bidest. y 0,5 ml de H_{2}O_{2} y se mineralizaron en el aparato de tratamiento con microondas (MLS, 1200 mega, equipado con un rotor para 10 muestras) con el siguiente programa de energía: 2 min a 250 W, 0,5 min a 0 W, 10 min a 250 W, 0,5 min a 0 W, 5 min a 450 W, 0,5 min a 0 W, 7 min a 600 W, 1 min a 500 W. Tras el enfriamiento, las soluciones tratadas se transfirieron a matraces aforados (10 ml) y se llenaron con H_{2}O nanopuro. Cada muestra se trató dos veces. Cada solución tratada se midió tres veces, corrigiéndose las concentraciones medidas con las concentraciones de un blanco tratado. Para verificar el análisis se analizaron paralelamente a las muestras dos materiales de referencia patrón con una composición de la matriz similar (SRM-NIST 157S Pine Needles y SRM-BCR 62 Olive Leaves).

Medición con GFAAS

Las concentraciiones de selenio y arsénico se determinaron con un GFAAS Hitachi Z9000. Las condiciones experimentales se resumen en la Tabla 3. Se cuantificó mediante curvas de calibración externas.

TABLA 3 Parámetros experimentales para la determinación de las concentraciones de Se y As con GFAAS

\catcode`\#=12\nobreak\centering\small\begin{tabular}{lcclr}  
\+ Se  \+ As  \+\multicolumn{2}{c}{Se/As}\\\hline  Corriente de la 
\+ 12 mA  \+ 12 mA  \+ Patrón 1  \+ 0  \mu g/l \\  lámpara \+ \+ \+
\+ \\  Longitud de onda  \+ 195 nm  \+ 196  \+ Patrón 2  \+ 20
 \mu g/l \\  Ranura  \+ 1,2 nm  \+ 1,3 nm  \+ Patrón 3  \+ 50
 \mu g/l \\  Cubeta  \+ Tubo  \+ Tubo  \+ Patrón 4  \+ 100  \mu g/l
\\  Modificador  \+ Ni(NO _{3} ) _{2}  al 2%  \+
Ni(NO _{3} ) _{2}  al 2%  \+ Patrón 5   \+ 200
 \mu g/l \\  Volumen  \+ 20  \mu l  \+ 20  \mu l \+ \+
\\\end{tabular}\par\vskip.5\baselineskip

\catcode`\#=12\nobreak\centering\begin{tabular}{lcccccc}\multicolumn{7}{c}{Programa
de temperaturas}\\   \+  \+ Se  \+  \+  \+ As \+ \\  Seco  \+ 80ºC 
\+ 120ºC  \+ 30 s  \+ 80ºC  \+ 120ºC  \+ 30 s \\  Seco  \+ 120ºC  \+
400ºC  \+ 10 s  \+ 120ºC  \+ 500ºC  \+ 20 s \\  Ceniza  \+ 700ºC  \+
700ºC  \+ 30 s  \+ 800ºC  \+ 800ºC  \+ 30 s \\  Átomo  \+ 2.400º  \+
2.400ºC  \+ 10 s  \+ 2.000ºC  \+ 2.000ºC  \+ 10 s \\  Puro  \+
3.000º  \+ 3.000ºC  \+ 5 s  \+ 3.000ºC  \+ 3.000ºC  \+ 5 s \\  Gas
portador  \+  \+ 200  \+  \+  \+ 200 \+ \\   \+  \+ ml/min  \+  \+ 
\+ ml/min \+ \\  Gas inter.  \+  \+ 30 ml/min  \+  \+  \+ 30 ml/min
\+
\\\hline\end{tabular}\par\vskip.5\baselineskip

Medición con ICP-MS

Las concentraciones de los oligoelementos Cr, Cu, Ni, Pb, Sr, Li, Fe, Zn, Mn, Cd, Co, Mo y V se determinaron con un ICP-MS de la empresa Fisons, modelo PlasmaQuad II+. Los parámetros experimentales se resumen en la Tabla 4. Antes de la medición las soluciones tratadas se diluyeron 1:5 con H_{2}O. Para corregir las oscilaciones internas del aparato se añadieron a las soluciones tratadas y a las soluciones patrón 50 ppb de indio, 50 ppb de galio y 50 ppm de renio como patrón interno. Se cuantificó mediante curvas de calibración externas.

TABLA 4 Parámetros experimentales para la determinación de las concentraciones de los oligoelementos con ICP-MS

\catcode`\#=12\nobreak\centering\small\begin{tabular}{llll}\multicolumn{4}{c}{ICP-MS
PlasmaQuad II+}\\\hline  Potencia rf  \+ 1,3 kW  \+ Tiempo/  \+ 1,22
s \\   \+  \+ Exploración \+ \\  Gas de  \+ 13,5 l/min  \+ Tiempo de
 \+ modo de recuento \\  refrigeración  \+  \+ permanencia  \+ de
pulsos 320  \mu s \\  Gas coadyuvante  \+ 1,1 l/min  \+ Registro de 
\+ modo de salto de \\   \+  \+ datos  \+ picos \\  Gas nebulizador 
\+ 0,88 l/min  \+ Tiempo de  \+ 60 s \\   \+  \+ resgisto \+ \\ 
Nebulizador  \+ Meinhard  \+ Tiempo de  \+ 3 x 60 s \\   \+
Tr-30-A3  \+ medición \+ \\  Cámara
de  \+ doble paso  \+ Tiempo de lavado  \+ 60 s \\  pulverización 
\+ modelo Scott \+ \+ \\   \+ (-2ºC) \+ \+ \\  Cono de  \+ Níquel,
orificio \+ \+ \\  muestreo  \+ 1,00 mm \+ \+ \\  Cono del  \+
Níquel,  \+ Patrón 1  \+ blanco \\  absorbedor de  \+ orificio \+ \+
\\  aceite  \+ 0,75 mm \+ \+ \\  Vacío: expansión  \+ 1,6 mbar  \+
Patrón 2  \+ 5  \mu g/l \\  Vacío:  \+ 1,0 x 10 ^{-4}  mbar  \+
Patrón 3  \+ 10  \mu g/l \\  intermedio \+ \+ \+ \\  Vacío  \+ 2,1 x
10 ^{4}  mbar  \+ Patrón 4  \+ 50  \mu g/l \\  analizador \+ \+ \+
\\\hline\end{tabular}\par\vskip.5\baselineskip

Los resultados se resumen en las Tablas 5 y 6 junto con las Fig. 1-3. En ellas se aprecia claramente que la germinación de las semillas en una solución de electrolitos produce un notable aumento del contenido de electrolitos en las plántulas, mientras que la germinación en agua destilada o agua del grifo conllevaba en muchas especies iónicas una reducción de la concentración de estas especies iónicas.

TABLA 5 Concentraciones de oligoelementos en semillas y plántulas de trigo, trigo sarraceno y quinoa.

Datos en mg/kg de peso seco

\catcode`\#=12\nobreak\centering\begin{tabular}{lrrrrrr}   \+
WS0  \+ WS1  \+ WS2  \+ WS3  \+ WS4  \+ WS5 \\\hline  Li  \+ 0,05 
\+  <0,01  \+  <0,01  \+ 3,80  \+ 24,2  \+ 64,3 \\  V  \+ 0,53
 \+ 1,74?  \+ 0,63  \+ 0,99  \+ 3,11  \+ 6,03 \\  Cr  \+ 0,63  \+
0,59  \+ 0,72  \+ 0,95  \+ 2,10  \+ 4,58 \\  Fe  \+ 53,2  \+ 54,1 
\+ 63,0  \+ 70,0  \+ 108  \+ 146 \\  Mn  \+ 29,9  \+ 26,8  \+ 29,1 
\+ 35,8  \+ 83,4  \+ 129 \\  Co  \+ 0,06  \+ 0,01  \+  <0,01  \+
0,96  \+ 4,80  \+ 9,82 \\  Ni  \+ 0,05  \+ 0,16  \+ 0,14  \+ 0,23 
\+ 0,50  \+ 0,64 \\  Cu  \+ 4,68  \+ 4,80  \+ 4,76  \+ 7,88  \+ 23,9
 \+ 44,4 \\  Zn  \+ 28,6  \+ 33,9  \+ 29,5  \+ 41,2  \+ 95,2  \+ 155
\\  AS  \+  <0,3  \+  <0,3  \+  <0,3  \+  <0,3  \+ 1,1 
\+ 4,5 \\  Se  \+  <0,3  \+  <0,3  \+  <0,3  \+  <0,3 
\+ 1,7  \+ 5,4 \\  Sr  \+ 1,93  \+ 1,50  \+ 1,21  \+ 8,60  \+ 50,2 
\+ 107 \\  Mo  \+ 1,08  \+ 1,00  \+ 1,01  \+ 1,28  \+ 3,10  \+ 6,26
\\  CD  \+ 0,04  \+ 0,05  \+ 0,05  \+ 0,06  \+ 0,06  \+ 0,06 \\  Pb 
\+ 0,04  \+ 0,09  \+ 0,05  \+ 0,16  \+ 0,04  \+ 0,02
\\\hline\end{tabular}\par\vskip.5\baselineskip

\catcode`\#=12\nobreak\centering\begin{tabular}{lrrrrrr}   \+
BS0  \+ BS1  \+ BS2  \+ BS3  \+ BS4  \+ BS5 \\\hline  Li  \+ 0,19 
\+ 0,09  \+ 0,05  \+ 5,25  \+ 39,8  \+ 164 \\  V  \+ 0,27  \+ 0,17 
\+ 0,50  \+ 0,44  \+ 3,21  \+ 11,4 \\  Cr  \+ 0,95  \+ 0,84  \+ 1,08
 \+ 0,98  \+ 3,67  \+ 11,9 \\  Fe  \+ 67,0  \+ 74,5  \+ 79,5  \+
71,4  \+ 125  \+ 280 \\  Mn  \+ 16,2  \+ 18,8  \+ 19,2  \+ 24,6  \+
68,5  \+ 184 \\  Co  \+ 0,07  \+ 0,09  \+ 0,09  \+ 0,76  \+ 5,56  \+
18,2 \\  Ni  \+ 3,14  \+ 4,18  \+ 3,56  \+ 3,25  \+ 3,58  \+ 3,99 \\
 Cu  \+ 7,29  \+ 9,18  \+ 8,60  \+ 9,73  \+ 26,2  \+ 71,3 \\  Zn  \+
25,8  \+ 38,6  \+ 32,6  \+ 38,2  \+ 98,7  \+ 247 \\  As  \+  <0,3
 \+  <0,3  \+  <0,3  \+  <0,3  \+ 3,0  \+ 9,6 \\  Se  \+
0,3  \+ 0,3  \+ 0,3  \+ 0,5  \+ 3,4  \+ 14,7 \\  Sr  \+ 0,47  \+
0,94  \+ 0,42  \+ 6,80  \+ 49,2  \+ 181 \\  Mo  \+ 0,73  \+ 0,97  \+
0,91  \+ 1,21  \+ 4,07  \+ 17,0 \\  Cd  \+ 0,06  \+ 0,08  \+ 0,06 
\+ 0,07  \+ 0,08  \+ 0,13 \\  Pb  \+  <0,01  \+ 0,05  \+ 0,08  \+
0,03  \+ 0,03  \+ 0,06
\\\hline\end{tabular}\par\vskip.5\baselineskip

TABLA 5 (continuación)

\catcode`\#=12\nobreak\centering\small\begin{tabular}{lrrrrrr} 
 \+ QS0  \+ QS1  \+ QS2  \+ QS3  \+ QS4  \+ QS5 \\\hline  Li  \+
5,55  \+ 2,15  \+ 2,79  \+ 7,18  \+ 64,4  \+ 244 \\  V  \+ 0,44  \+
0,47  \+ 0,45  \+ 0,58  \+ 3,75  \+ 13,0 \\  Cr  \+ 0,82  \+ 1,13 
\+ 0,94  \+ 1,21  \+ 4,26  \+ 12,8 \\  Fe  \+ 84,3  \+ 89,7  \+ 85,7
 \+ 101  \+ 187  \+ 375 \\  Mn  \+ 20,0  \+ 16,5  \+ 18,7  \+ 11,2 
\+ 78,9  \+ 287 \\  Co  \+ 0,05  \+ 0,06  \+ 0,05  \+ 0,97  \+ 7,30 
\+ 26,2 \\  Ni  \+ 0,12  \+ 0,10  \+ 0,08  \+ 0,09  \+ 0,52  \+ 1,52
\\  Cu  \+ 5,88  \+ 7,68  \+ 7,31  \+ 11,9  \+ 42,4  \+ 123 \\  Zn 
\+ 27,1  \+ 37,3  \+ 31,6  \+ 42,0  \+ 138  \+ 419 \\  As  \+ 
<0,3  \+  <0,3  \+  <0,3  \+ 0,4  \+ 3,7  \+ 10,8 \\  Se 
\+  <0,3  \+  <0,3  \+  <0,3  \+  <0,3  \+ 4  \+ 18,5 \\
 Sr  \+ 3,16  \+ 4,46  \+ 4,11  \+ 14,0  \+ 55,7  \+ 252 \\  Mo  \+
0,52  \+ 0,49  \+ 0,46  \+ 0,70  \+ 3,34  \+ 15,7 \\  Cd  \+ 0,07 
\+ 0,06  \+ 0,08  \+ 0,05  \+ 0,09  \+ 0,15 \\  Pb  \+ 0,03  \+ 0,12
 \+ 0,10  \+ 0,10  \+ 0,08  \+ 0,07
\\\hline\end{tabular}\par\vskip.5\baselineskip

TABLA 6 Concentraciones de oligoelementos en semillas y plántulas tras el lavado con agua caliente

Datos en mg/kg de peso seco

\catcode`\#=12\nobreak\centering\small\begin{tabular}{lrrrrrr} 
 \+ WS5  \+ WS5H  \+ BS5  \+ BS5H  \+ QS5  \+ QS5H \\\hline  Li  \+
64,3  \+ 56,6  \+ 164  \+ 139  \+ 244  \+ 138 \\  V  \+ 6,03  \+
5,27  \+ 11,4  \+ 16?  \+ 13,0  \+ 10,2 \\  Cr  \+ 4,58  \+ 4,44  \+
11,9  \+ 11,3  \+ 12,8  \+ 10,4 \\  Fe  \+ 146  \+ 171  \+ 280  \+
259  \+ 375  \+ 332 \\  Mn  \+ 129  \+ 134  \+ 184  \+ 154  \+ 287 
\+ 244 \\  Co  \+ 9,82  \+ 9,83  \+ 18,2  \+ 12,7  \+ 26,2  \+ 20,3
\\  Ni  \+ 0,64  \+ 0,77  \+ 3,99  \+ 3,22  \+ 1,52  \+ 1,27 \\  Cu 
\+ 44,4  \+ 44,3  \+ 71,3  \+ 61,7  \+ 123  \+ 102 \\  Zn  \+ 155 
\+ 165  \+ 247  \+ 203  \+ 419  \+ 372 \\  As  \+ 4,5  \+ 3,3  \+
9,6  \+ 8,2  \+ 10,8  \+ 9,3 \\  Se  \+ 5,4  \+ 5,0  \+ 14,7  \+
12,2  \+ 18,5  \+ 14,1 \\  Sr  \+ 107  \+ 106  \+ 181  \+ 155  \+
252  \+ 221 \\  Mo  \+ 6,26  \+ 5,90  \+ 17,0  \+ 20,0  \+ 15,7  \+
9,40 \\  Cd  \+ 0,06  \+ 0,07  \+ 0,13  \+ 0,12  \+ 0,15  \+ 0,13 \\
 Pb  \+ 0,02  \+ 0,02  \+ 0,06  \+ 0,10  \+ 0,07  \+ 0,05
\\\hline\end{tabular}\par\vskip.5\baselineskip

\catcode`\#=12\nobreak\centering\small\begin{tabular}{lrrrrrrrr}
  \+ WS1H  \+ WS2H  \+ WS3H  \+ WS4H  \+ BS1H  \+ BS2H  \+ BS3H  \+
BS4H \\\hline  Li  \+ 0,18  \+ 0,06  \+ 2,64  \+ 18,50  \+ 0,57  \+
0,28  \+ 5,16  \+ 35,20 \\  V  \+ 1,52  \+ 0,78  \+ 1,15  \+ 2,62 
\+ 0,04  \+ 0,00  \+ 0,32  \+ 3,73 \\  Cr  \+ 0,84  \+ 0,72  \+ 0,82
 \+ 1,84  \+ 0,89  \+ 0,78  \+ 0,94  \+ 3,65 \\  Fe  \+ 74,0  \+
56,7  \+ 42,0  \+ 90,5  \+ 74,9  \+ 52,8  \+ 60,1  \+ 115,8 \\  Mn 
\+ 27,9  \+ 28,1  \+ 31,3  \+ 75,6  \+ 18,6  \+ 18,4  \+ 24,4  \+
64,2 \\  Co  \+ 0,01  \+ 0,00  \+ 0,66  \+ 4,20  \+ 0,09  \+ 0,06 
\+ 0,74  \+ 4,40 \\  Ni  \+ 0,09  \+ 0,05  \+ 0,17  \+ 0,34  \+ 3,96
 \+ 2,75  \+ 2,98  \+ 2,84 \\  Cu  \+ 4,87  \+ 4,31  \+ 6,31  \+
21,00  \+ 9,23  \+ 7,40  \+ 9,89  \+ 24,93 \\  Zn  \+ 35,2  \+ 28,2 
\+ 35,0  \+ 85,5  \+ 38,1  \+ 29,4  \+ 38,9  \+ 92,7 \\  As  \+ 
<0,3  \+  <0,3  \+  <0,3  \+ 0,8  \+  <0,3  \+  <0,3 
\+  <0,3  \+ 2,50 \\  Se  \+  <0,3  \+  <0,3  \+  <0,3 
\+ 1,5  \+ 0,50  \+ 0,40  \+ 0,50  \+ 3,00 \\  Sr  \+ 1,57  \+ 1,15 
\+ 6,48  \+ 44,80  \+ 1,04  \+ 0,50  \+ 7,26  \+ 49,70 \\  Mo  \+
1,02  \+ 1,01  \+ 1,21  \+ 2,62  \+ 1,09  \+ 0,99  \+ 1,25  \+ 3,97
\\  Cd  \+ 0,04  \+ 0,04  \+ 0,05  \+ 0,05  \+ 0,08  \+ 0,06  \+
0,06  \+ 0,07 \\  Pb  \+ 0,07  \+ 0,04  \+ 0,07  \+ 0,02  \+ 0,05 
\+ 0,05  \+ 0,07  \+ 0,04
\\\hline\end{tabular}\par\vskip.5\baselineskip

TABLA 6 (continuación)

\catcode`\#=12\nobreak\centering\begin{tabular}{lrrrr}   \+
QS1H  \+ QS2H  \+ QS3H  \+ QS4H \\\hline  Li  \+ 2,34  \+ 2,89  \+
5,47  \+ 39,23 \\  V  \+ 0,12  \+ 0,40  \+ 0,60  \+ 2,80 \\  Cr  \+
0,69  \+ 0,89  \+ 1,17  \+ 3,97 \\  Fe  \+ 84,0  \+ 107,0  \+ 115,0 
\+ 195,0 \\  Mn  \+ 15,4  \+ 20,0  \+ 11,1  \+ 74,0 \\  Co  \+ 0,05 
\+ 0,05  \+ 0,89  \+ 6,59 \\  Ni  \+ 0,47  \+ 0,67  \+ 0,59  \+ 0,76
\\  Cu  \+ 6,97  \+ 7,43  \+ 12,00  \+ 44,45 \\  Zn  \+ 35,2  \+
33,2  \+ 41,1  \+ 137,0 \\  As  \+  <0,3  \+  <0,3  \+ 
<0,3  \+ 3,10 \\  Se  \+  <0,3  \+  <0,3  \+  <0,3  \+
3,40 \\  Sr  \+ 3,85  \+ 3,95  \+ 13,50  \+ 55,60 \\  Mo  \+ 0,52 
\+ 0,53  \+ 0,67  \+ 2,56 \\  Cd  \+ 0,05  \+ 0,07  \+ 0,12  \+ 0,11
\\  Pb  \+ 0,10  \+ 0,11  \+ 0,09  \+ 0,06
\\\hline\end{tabular}\par\vskip.5\baselineskip

2. Determinación de la concentración de ácido ascórbico durante la germinación de quinoa

Para este estudio se hicieron germinar semillas de quinoa en agua destilada (QS1, QS1H), agua del grifo (QS2, QS2H) y solución de electrolitos 2 (QS4, QS4H) ó 3 (QS5, QS5H).

2.1. Extracción

En un tubo de centrífuga de 12 ml se pesaron con exactitud aproximadamente 0,8 g de muestra y se añadieron 5 ml de solución de extracción (ácido meta-fosfórico al 5%, ácido acético al 8% y EDTA 0,005 M). A continuación, el tubo se cerró bien y se agitó intensamente durante 4 min. Tras la extracción, la solución de muestra se centrifugó durante 5 min a 10.000 rpm. Antes del análisis por HPLC, la solución sobrenadante transparente se filtró a través de un filtro de nitrato de celulosa de 0,2 \mum.

2.2. Análisis por HPLC

La determinación de la concentración de vitamina C se llevó a cabo mediante HPLC de fase inversa de pares de iones y detección UV a 265 nm. Los parámetros cromatográficos se resumen en la Tabla 7. Se cuantificó mediante una curva de calibración externa. Como solución patrón se usó una solución madre de 1.000 mg/l (100 mg de vitamina C (Merck p.a.) en 100 ml de solución de extracción). Los patrones para la curva patrón (20, 50 y 100 mg/l) se prepararon mediante diluciones correspondientes con la solución de extracción.

TABLA 7 Parámetros cromatográficos para la determinación de la vitamina C

\catcode`\#=12\nobreak\centering\begin{tabular}{ll}\hline 
Columna:  \+ Hamilton PRPI; 10  \mu m, 4x250 mm \\  Fase móvil:  \+
Acetato sódico 0,2 M; \\   \+ Bromuro de tetrahexilamonio (THAB) 5
\\   \+ mM, pH 4,80 \\  Caudal:  \+ 1,5 ml/min (13.780 kPa) \\ 
Volumen de inyección:  \+ 100  \mu l \\  Detección:  \+ UV 265 nm
\\\hline\end{tabular}\par\vskip.5\baselineskip

\newpage

Los resultados se exponen en la Tabla 8. De ellos se desprende que la concentración de vitamina C en las plántulas aumentó en las semillas germinadas en electrolitos.

TABLA 8 Concentraciones de vitamina C en semillas y plántulas de quinoa

\catcode`\#=12\nobreak\centering\begin{tabular}{ll}  Quinoa  \+
c [mg/100 g] \\\hline  QS0  \+ n.m. \\  QS1  \+ 6,0 \\  QS1H  \+ 3,5
\\  QS2  \+ 7,4 \\  QS2H  \+ 2,9 \\  QS4  \+ 7,9 \\  QS4H  \+ 3,2 \\
 QS5  \+ 6,7 \\  QS5H  \+ 4,2
\\\hline\end{tabular}\par\vskip.5\baselineskip

n.m. = no medido

3. Determinación de la concentración de tiamina en plántulas de judías mung, alholva y rábano

3.1. Se pusieron en remojo durante 10 a 12 h semillas de judías mung, alholva y rábano en agua del grifo (MS2, BoS2, RS2) y en una solución de electrolitos 4 según la Tabla 9 (MS6, BoS6, RS6). Tras el remojo se llevó a cabo la germinación a temperatura ambiente y en condiciones de luz-oscuridad normales en aparatos germinadores comerciales compuestos por cuencos de plástico transparentes, dispuestos uno encima de otro, con dispositivo de evacuación. El tiempo de germinación medio fue de 3 días; las plántulas se lavaron a conciencia con agua del grifo dos veces al día. Tras la germinación las muestras se envasaron directamente en saquitos de plástico y se congelaron.

Las muestras de las plántulas tratadas con la solución de electrolitos 4 se lavaron antes del secado 3 veces con agua del grifo y a continuación 3 veces con agua tridestilada. Las plántulas germinadas en agua del grifo se secaron directamente sin tratamiento adicional. El secado se realizó como en el apartado 1.2.

TABLA 9 Concentraciones de oligoelementos y minerales de la solución de electrolitos usada para la germinación para determinar la concentración de tiamina (solución de electrolitos 4). (En la disolución en agua del grifo se formó un precipitado).

\catcode`\#=12\nobreak\centering\begin{tabular}{lccc} 
Sustancia  \+ c [mg/l]  \+ Elemento  \+ c [mg/l] \\\hline 
Hidrogenofosfato de potasio  \+ 1.605,6  \+ K  \+ 720 \\  Fosfato de
magnesio 30% H _{2} O  \+ 708  \+ Mg  \+ 100 \\  Sulfato de cinc
x7H _{2} O  \+ 22  \+ Zn  \+ 5 \\  Gluconato de hierro(II) 
\+ 44,7  \+ Fe  \+ 5 \\  Cloruro de manganeso  \+ 29,5  \+ Mn  \+ 10
\\  Gluconato de cobre  \+ 71,4  \+ Cu  \+ 10 \\  Selenito de sodio 
\+ 0,33  \+ Se  \+ 0,10 \\  Molibdato de sodio  \+ 0,25  \+ Mo  \+
0,10 \\  Cloruro de cromo(III)  \+ 0,51  \+ Cr  \+ 0,10 \\ 
Lactato de estroncio  \+ 16,85  \+ Sr  \+ 5 \\  Carbonato de litio 
\+ 26,75  \+ Li  \+ 5
\\\hline\end{tabular}\par\vskip.5\baselineskip

3.2. Proceso del análisis

Se realizaron 2 determinaciones de cada muestra.

Hidrólisis y disociación enzimática

Antes de la hidrólisis, las muestras secadas se homogeneizaron en un molino de análisis (Retsch). A continuación se pesaron con exactitud 0,50 g de muestra en un tubo de centrífuga de 12 ml (pirex). Se añadieron a la muestra 8,5 ml de HCl 9,1 M; los tubos se cerraron bien y se mantuvieron durante 30 min a 100ºC en el baño de agua, agitándolos varias veces. Tras enfriar los tubos se añadieron a la solución fuertemente ácida 0,5 ml de una solución de acetato sódico 2,5 M. De este modo el pH se ajustó a un valor de 4,5-4,6. Después se añadió 1 ml de la suspensión de enzima (1 g de diastasa, Merck 1.03604, en 10 ml de H_{2}O + 1 gota de antiespumante) y la muestra se agitó durante la noche a temperatura ambiente.

Oxidación de la tiamina a tiocromo

Tras la disociación enzimática, la solución de muestra se centrifugó durante 20 min a 3.000 rpm. Se pipeteó 1 ml de la solución sobrenadante en un tubo de poliestireno. A esta solución se añadieron 0,5 ml de oxidante (1 ml de una solución de K_{3}[Fe(CN)_{6}] al 1% + 10 ml de NaOH al 15%) y se mezcló a fondo (succionar 5 veces con una pipeta de transferencia de 0,5 ml). Después, la reacción de oxidación se detuvo por neutralización con 0,2 ml de ácido fosfórico al 40% (H_{3}PO_{4} 80%:H_{2}O 1:1 v/v).

Análisis por HPLC

Antes de la separación cromatográfica las soluciones de muestra oxidadas se centrifugaron durante 10 min a 10.000 rpm. Las soluciones transparentes se usaron para el análisis sin tratamiento adicional. Los parámetros cromatográficos se resumen en la Tabla 10.

TABLA 10 Parámetros cromatográficos para la determinación de tiamina

\dotable{\tabskip\tabcolsep#\hfil\+#\hfil\tabskip0ptplus1fil\dddarstrut\cr}{
 Columna: \+ Hamilton PRPI; 10  \mu m, 4x250 mm\cr  Fase móvil: \+
H _{2} O: MeOH 60:40 v/v\cr  Caudal: \+ 1 ml/min (17.225 kPa)\cr 
Volumen de inyección: \+ 100  \mu l\cr  Detector: \+ Fluorescencia
375/435\cr}

Preparación de la solución patrón

Como solución madre se pesaron con exactitud aproximadamente 100 mg de hidrocloruro de tiamina (Fluka 95160) en un matraz aforado de 50 ml. Éste se llenó hasta la marca de 50 ml y se agitó a fondo. Para la cuantificación por HPLC, esta solución se diluyó 1:10.000 y a continuación se oxidó con hexacianoferrato potásico de forma análoga a las soluciones de muestra. Para la elaboración de la curva de calibración, la solución oxidada se volvió a diluir 1:1 y 1:3 con agua.

3.3. Resultados

En la Fig. 4 se observan los cromatogramas de una solución patrón (104 \mug/l) y de la muestra BoS6 (plántulas de alholva). El pico de 10 min corresponde al tiocromo (forma oxidada e intensamente fluorescente de la tiamina). Las concentraciones de tiamina en cada muestra se resumen en la Tabla 11.

TABLA 11 Concentraciones de tiamina (respecto al hidrocloruro de tiamina) en plántulas y semillas; datos de concentración en mg/100 g.

\catcode`\#=12\nobreak\centering\begin{tabular}{llllll}\multicolumn{2}{c}{Judía
mung }\+\multicolumn{2}{c}{Alholva }\+\multicolumn{2}{c}{Rábano}\\ 
Muestra  \+ Vit. B _{1}   \+ Muestra  \+  Vit. B _{1}   \+ Muestra 
\+ Vit. B _{1}  \\\hline  MS0  \+ 0,03  \+ BoS0  \+  <0,02  \+
RS0  \+ n.d. \\  MS2  \+ 0,02  \+ BoS2  \+ 0,05  \+ RS2  \+ 
<0,02 \\  MS6  \+ 0,08  \+ BoS6  \+ 0,21  \+ RS6  \+ 0,02
\\\hline\end{tabular}\par\vskip.5\baselineskip

Se observó un claro aumento de la concentración de tiamina durante la germinación de alholva. En la semilla prácticamente no se pudo detectar vitamina B_{1} (<0,02 mg/100 g), mientras que las plántulas presentaban hasta 0,21 mg/100 g de vitamina B_{1}. La concentración de tiamina en la muestra de judía mung también aumentó durante la germinación. Resulta especialmente sorprendente que las plántulas de la solución de electrolitos presenten un aumento bastante mayor que las plántulas del agua del grifo.

Las plántulas de rábano contenían sólo una cantidad muy pequeña de tiamina. A falta del análisis de la semilla no se pudo determinar si la concentración de tiamina había disminuido para RS2 durante la germinación. Sin embargo, se pudo demostrar claramente un aumento de la concentración de tiamina en la muestra RS6.

Claims

1. Procedimiento para la producción de plántulas enriquecidas en electrolitos, caracterizado porque se introducen semillas capaces de germinar en una solución de electrolitos que contiene 1 mg/l o más de iones cinc, hierro, potasio y/o magnesio, 0,5 mg/l o más de iones cobre, manganeso, estroncio y/o litio y 0,1 mg/l o más de iones selenio, molibdeno, cromo, arsénico, vanadio y/o cobalto, y las plántulas se incuban en la solución de electrolitos a una temperatura adecuada durante un periodo de tiempo suficiente para lograr un enriquecimiento de electrolitos en las plántulas.

2. Procedimiento según la reivindicación 1, caracterizado porque las plántulas se seleccionan entre plántulas de trigo, trigo sarraceno, quinoa, judías mung, alholva, rábano, alfalfa, maíz, calabaza, centeno, cebada, arroz, judías adzuki, guisantes, mijo, garbanzos, berro, linaza, lentejas, mostaza, sésamo, habas de soja, girasol y amaranto.

3. Procedimiento según la reivindicación 1 ó 2, caracterizado porque se usa una solución de electrolitos que contiene:

-: 10 mg/l o más, en especial 50 mg o más, de iones cinc, hierro, potasio y/o magnesio,

-: 5 mg/l o más, en especial 25 mg/l o más, de iones cobre, manganeso, estroncio y/o litio,

-: 1 mg/l o más, en especial 5 mg/l o más, de iones selenio, molibdeno, cromo, arsénico, vanadio y/o cobalto.

4. Procedimiento según una de las reivindicaciones 1 a 3, caracterizado porque la incubación se lleva a cabo a una temperatura de 10 a 50ºC, preferentemente de 20ºC a 30ºC.

5. Procedimiento según una de las reivindicaciones 1 a 4, caracterizado porque la incubación se realiza durante un periodo de tiempo de aproximadamente 12 a 240 horas, preferentemente de aproximadamente 60 a 100 horas.

6. Procedimiento según una de las reivindicaciones 1 a 5, caracterizado porque las plántulas incubadas se lavan, se secan y, dado el caso, se procesan de forma adecuada para la venta.

7. Procedimiento según una de las reivindicaciones 1 a 6, caracterizado porque se usa una solución de electrolitos que contiene al menos 0,5 mg/l de iones cobre, 1 mg/l de iones cinc, 0,1 mg/l de iones cobalto y, preferentemente, al menos 0,1 mg/l de iones molibdeno, 0,5 mg/l de iones litio, 1 mg/l de selenio y 1 mg/l de iones vanadio.