ES2206510T3 - Esfingosomas para la administracion mejorada de medicamentos. - Google Patents
Esfingosomas para la administracion mejorada de medicamentos.Info
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Abstract
FORMULACIONES DE LIPOSOMAS QUE POSEEN UN TIEMPO DE CIRCULACION PROLONGADO IN VIVO Y UNA RETENCION DE FARMACO AUMENTADA ESTAN COMPUESTAS DE ESFINGOMIELINA Y COLESTEROL Y POSEEN UN PH INTRALIPOSOMAL ACIDICO. LAS FORMULACIONES POSEEN UNA ESTABILIDAD MEJORADA Y DE ESTE MODO SE EMPLEAN EN METODOS QUE PROPORCIONAN UNA DISTRIBUCION DE FARMACO MEJORADA Y UN TRATAMIENTO MAS EFICAZ. LA DISTRIBUCION DE FARMACOS ALCALOIDES, EN PARTICULAR SWAINSONINA, VINCRISTINA Y VINBLASTINA RESULTA SIGNIFICATIVAMENTE MEJORADA.
Description
Esfingosomas para la administración mejorada de
medicamentos.
Las formulaciones liposómicas de medicamentos
terapéuticamente activos tienen significativas ventajas respecto a
los medicamentos inyectados de forma libre. Weinstein,
Liposomes: From Biophysics to Therapeutics, (Ostro, M.J.,
ed), Marcel Dekker, Inc., NY, páginas 277-338,
(1987). Por ejemplo, las formulaciones liposómicas del alcaloide
anticáncer vincristina poseen una eficacia mayor contra las células
leucémicas L1210 que la vincristina libre y poseen una toxicidad
colateral reducida. Mayer et al., Cancer Chemother.
Pharmacol.33:17-24 (1993) y Mayer et
al., Cancer Res. 50:575-579 (1990). El
desarrollo de formulaciones liposómicas de los agentes terapéuticos
con potencial clínico y/o farmacológico depende de la combinación
liposoma/medicamento que posea tanto eficacia biológica como
estabilidad química a largo plazo. En general, la eficacia de un
agente liposómico puede mejorarse aumentando tanto el tiempo de
circulación del liposoma como la capacidad de éste para retener al
medicamento encapsulado. Mayer, ibid, y Boman et al.,
Cancer res. 54:2830-2833 (1994). Por tanto,
se han centrado muchos esfuerzos en el desarrollo de formulaciones
liposómicas de compuestos terapéuticos con tiempos de circulación
ampliados y retención potenciada de los medicamentos.
En los liposomas puede cargarse una amplia
variedad de agentes terapéuticos con eficiencias de encapsulación
que se aproximan al 100%, utilizando un gradiente transmembranal de
pH. Mayer et al., Biochim. Biophys. Acta
1025:143-151 (1990) y Madden et al., Chem.
Phys. Lipids 53: 37-46 (1990). La estabilidad
química de estas formulaciones, es decir, la retención efectiva de
los medicamentos que se han cargado en el interior de los liposomas
durante la circulación in vivo, necesita frecuentemente que
el pH intraliposómico sea del orden de entre 2,0 a 4,0. Sin
embargo, dentro de este intérvalo de pH, la hidrólisis ácida del
componente acilo de los liposomas puede desestabilizar las
membranas liposómicas y dar lugar a una fuga prematura del
medicamento.
Por ejemplo, la vincristina puede cargarse
eficientemente en los liposomas mediante un procedimiento de
encapsulación dependiente del gradiente de pH, que utiliza un pH
intraliposómico de 4,0. Mayer et al., Biochim. Biophys.
Acta 1025:143-151 (1990) y Mayer et al.,
Cancer Res, 50: 575-579 (1990). La
investigación con la vincristina liposómica se ha basado en
vesículas que contenían fosfatidilcolina (PC), habitualmente PC de
huevo o distearoil-PC, y colesterol. Mayer et
al., 1993, supra. El aumento de la eficacia antitumoral
de la vincristina liposómica tiene lugar cuando la retención in
vivo de la vincristina en los liposomas aumenta utilizando un
gradiente de pH transmembranal 100 veces superior (es decir, un pH
intraliposómico de 2,0). Boman et al. supra. Sin embargo, a
este pH la hidrólisis ácida del componente PC de los liposomas se
produce a una tasa significativa y limita gravemente la estabilidad
química de los liposomas. En particular, los ésteres carboxílicos
de ácidos grasos en las posiciones sn-1 y sn-2 son
especialmente susceptibles a la hidrólisis ácida para producir
liso-PC y ácidos grasos libres. Grit et al.,
Chem. Phys. Lipids 64:3-18 (1993). Los
liposomas que contienen proporciones significativas de
liso-PC son más permeables a los solutos, y por
tanto serían indeseables como vehículos para la administración
medicamentosa.
Se ha informado que la esfingomielina da lugar a
un aumento en el tiempo de circulación de los liposomas. Allen et
al., Biochim. Biophys. Acta 981:27-35 (1989)
y Allen et al., FEBS Lett. 223:42-46
(1987). Sin embargo, estos estudios utilizaron un soluto acuoso
atrapado (I^{125} - tiraminilinulina) como marcador lara la
distribución liposómica, y el aumento aparente en la longevidad
liposómica en presencia de la esfingomielina puede provenir por lo
menos en parte del aumento de la retención del soluto por la
esfigomielina. También ha habido diversos informes qrespecto a que
los liposomas que contienen esfingomielina son más tóxicos que los
liposomas que contienen PC. Weereratne et al., Brit. J.
Exp.Pathol., 64:670-676, Allen et al.,
J. Pharmacol. Exp. Therap. 229:267-275
(1984), y Allen et al., Res. Commun. Chem.Pathol.
Pharmacol. 50:281-290 (1985). Aunque no se
dispone de estudios que establezcan más conclusiones, la percepción
es que los liposomas que contienen esfingomielina se asocian con un
aumento del riesgo de toxicidad.
La patente WO88/04924 (Liposome Technology Inc.)
da a conocer un liposoma cargado con
^{125}Itiraminil-inulina. El liposoma comprende
esfingomielina y colesterol en una proporción de 2:1. Comparado con
un liposoma equivalente fosfatidilcolina:colesterol existe una
proporción significativamente más baja del compuesto marcado
radioactivamente que permanece in vivo 2 horas después de la
inyección.
La patente WO 88/06442 (The Liposome Company
Inc.) da a conocer composiciones liposómicas de agentes
antineoplásicos. Los liposomas están compuestos por fosfolípidos y
colesterol. También da a conocer un procedimiento para la carga de
los liposomas con agentes antineoplásicos mediante un gradiente de
pH.
La patente WO 90/14105 (The Liposome Company
Inc.) da a conocer liposomas que comprenden fosfatidilcolina y
colesterol. La carga de los agentes farmacéuticos en los liposomas
se mejora utilizando tampones que aumentan la solubilidad de los
agentes cuando están atrapados en el interior de los liposomas.
En la técnica, son necesarias formulaciones
liposómicas de los compuestos terapéuticos que muestren un aumento
en la estabilidad química y biológica. Como la eficacia de los
agentes liposómicos puede mejorarse aumentando el tiempo de
circulación de los liposomas y la capacidad de éstos para retener al
medicamento encapsulado, el desarrollo de formulaciones liposómicas
que presenten tales propiedades constituiría un añadido valioso
para los regímenes de tratamiento clínico. Sorprendentemente, la
presente invención satisface estas y otras necesidades
relacionadas.
La presente invención proporciona una composición
liposómica para la administración de un compuesto terapéutico a un
huésped mamífero, que comprende un liposoma con una o más membranas
que incluyen esfingomielina y colesterol, un interior liposómico
con un pH ácido que es menor que el del exterior del liposoma, y un
compuesto terapéutico que se contiene en el liposoma para
administrarlo al huésped. La esfingomielina y el colesterol se
encuentran típicamente en una proporción molar de 75/25% mol/% mol,
respectivamente, a 30/50% mol/% mol, respectivamente, y en un
ejemplo preferido, en una proporción de 55/45% mol/mol %,
respectivamente. El compuesto terapéutico puede ser un alcaloide,
tal como la vincristina, vinblastina, swainsonina, o etopósido o un
promedicamento suyo. El medicamento, tal como la vincristina, puede
encontrarse en una proporción medicamento/lípidos de aproximadamente
0,01/1,0 a 0,2/1,0 (peso/peso). La swainsonina puede encontrarse en
una proporción medicamento /lípidos de 0,01:1,1 a 0,5:1,0
(mol:mol). Los ligandos diana y otros lípidos pueden también
encontrarse como componentes del liposoma con tal que no afecten
adversamente a la estabilidad del medicamento y del liposoma. Los
liposomas pueden ser unilamelares o multilamelares, y tendrán
típicamente ddiámetros medios de 0,05 \mum (micras)
aproximadamente a 0,45 \mum (micras), y más preferentemente de
0,05 \mum (micras) a 0,2 \mum (micras). El interior del
liposoma tendrá típicamente un pH de aproximadamente 2 a 6, por
ejemplo, incluyendo un tampón citrato de alrededor de 4.
La invención proporciona asimismo liposomas para
la administración de un compuesto terapéutico, que se producen a
partir de una mezcla que comprende esfingomielina y colesterol en
una primera solución acuosa tamponada que tiene un pH ácido
superior a 2. El liposoma se suspende entonces en una segunda
solución tamponada que tiene un pH que es mayor que el de la primera
solución acuosa tamponada, formando por tanto un gradiente
transmembranal de pH que facilita la transferencia del compuesto
terapéutico al liposoma. En algunas formas de realización, pueden
utilizarse también en el procedimiento otros medios pasivos de
atrapamiento del medicamento a un pH intraliposómico bajo. Estos
procedimientos alternativos se asocian típicamente con una captación
del medicamento menos eficiente y por tanto, puede resultar
necesario prever una etapa adicional de separación del liposoma del
segundo tampón que contiene al medicamento libre.
La invención permite llevar a cabo procedimientos
para la administración mejorada de un compuesto terapéutico
lipofílico a un huésped, tal como un alcaloide, para tratamiento.
Al huésped que necesita el tratamiento, tal como un paciente que
sufra un tumor, se le administra la composición liposómica que
comprende un liposoma con una o más membranas que incluyen
esfingomielina y colesterol, un interior liposómico con un pH menor
que el del exterior liposómico, y un compuesto terapéutico que se
contiene en el liposoma para administrarlo al huésped, o su sal
farmacéuticamente aceptable. El gradiente del pH puede generarse
mediante un gradiente de concentración de etanolamonio ó
metilamonio. Típicamente, el colesterol se encontrará en la
composición liposómica en una proporción molar total del 30 al 50%,
y más preferentemente la esfingomielina y el colesterol se
encuentran en una proporción de 75/25% mol/% mol respectivamente, a
30/50% mol/% mol, respectivamente. La administración de un
compuesto alcaloide como la vincristina o la swainsonina es
particularmente apropiada en estos procedimientos. La vincristina y
la swainsonina pueden encontrarse en una proporción
medicamento/lípidos a aproximadamente 0,01/1,0 a 0,2/1,0
(peso/peso) y 0,01/1,0 a 0,5/1,0 (mol/mol), respectivamente. En
cualquier caso, la composición liposómica que contiene el
medicamento puede administrarse repetidamente al huésped, para
mantener una concentración suficiente del medicamento para inhibir
o tratar la enfermedad, por ejemplo, un tumor, pero inferior a una
cantidad que cause una toxicidad inaceptable al huésped. La
administración puede realizarse por diversas vías, pero los
alcaloides se administran preferentemente intravenosa o
arenteralmente. La swainsonina se administra convenientemente por
vía oral. Los liposomas que se administran al huésped pueden ser
unilamelares, con un diámetro medio de 0,05 a 0.45 \mum (micras),
más preferentemente de 0,05 a 0,2 \mum (micras).
La invención permite también procedimientos para
administrar a un huésped un compuesto alcaloide inmunomodulador en
una composición liposómica. El huésped puede soportar una
inmunosupresión inducida por quimioterapia y ser tratado, por
ejemplo, mediante una composición liposómica de swainsonina. La
composición liposómica comprende un liposoma con una o más
membranas que incluyen esfingomielina y colesterol, un interior
liposómico con un pH menor que el del exterior liposómico, y un
compuesto terapéutico que se contiene en el liposoma para
administrarlo al huésped, o su sal farmacéuticamente aceptable.
Preferentemente, la swainsonina se administra oral, intravenosa o
parenteralmente.
La Figura 1 muestra la hidrólisis de grandes
liposomas unilamelares de DSPC/Chol (55/45, mol/mol) (\medcirc)
SM/Chol (55/45, mol/mol) (\medbullet) a 37ºC en 0,3 M citrato, pH
2,0.
Las Figuras 2A y 2B muestran la cantidad de
lípidos que queda en la circulación en ratones BDF1 a los que se
inyectaron grandes liposomas unilamelares de DSPC/Chol (55/45,
mol/mol) (\medcirc), SM/Chol (55/45, mol/mol) (\medbullet) ó
SM/Chol/PEG-PE (55/40/5, mol/mol/mol)
(\blacksquare). Los liposomas que se inyectaron estaban vacíos
(Fig 2A) o cargados con vincristina con una proporción
medicamento/lípido de aproximadamente 0,1 (Fig 2B). La dosis
inyectada del lípido fue de 20 mg/kg, que correspondía a una
inyección total de aproximadamente 430 \mug de lípidos.
La Figura 3 muestra la proporción
vincristina/lípidos en el plasma de los ratones BDF1 a distintos
tiempos después de la inyección de grandes liposomas unilamelares
de DSPC/Chol (55/45, mol/mol) (\medcirc), SM/Chol (55/45, mol/mol)
(\medbullet) ó SM/Chol/PEG-PE (55/40/5,
mol/mol/mol) (\blacksquare). Los ratones se inyectaron con
liposomas en los que la proporción vincristina/lípidos era de
aproximadamente 0,1, que correspondía a una dosis de lípidos de 20
mg/kg y a una dosis de vincristina de 2,0 mg/kg. Las cantidades
totales inyectadas fueron aproximadamente de 430 \mug de lípidos y
de 43 \mug de vincristina.
La Figura 4 muestra la vincristina total que
permanecía en el plasma de ratones BDF1 a distintos tiempos después
de la inyección de grandes liposomas unilamelares de DSPC/Chol
(55/45, mol/mol) (\medcirc), SM/Chol (55/45, mol/mol)
(\medbullet) ó SM/Chol/PEG-PE (55/40/5,
mol/mol/mol) (\blacksquare). Los ratones se inyectaron con
liposomas en los que la proporción vincristina/lípidos era de
aproximadamente 0,1, que correspondía a una dosis de lípidos de 20
mg/kg y a una dosis de vincristina de 2,0 mg/kg. Las cantidades
totales inyectadas fueron aproximadamente de 430 \mug de lípidos y
de 43 \mug de vincristina.
La Figura 5 muestra la absorción de grandes
liposomas unilamelares de DSPC/Chol (55/45, mol/mol) y SM/Chol
(55/45, mol/mol) por los macrófagos peritoneales. Los liposomas que
contenían C^{14}-CHED marcado radioactivamente,
no metabolizado y no intercambiable, fueron inyectados
parenteralmente a 100 mg/kg. A las 4 horas, los macrófagos se
recuperaron mediante lavado, determinándose las células y los
lípidos mediante hemocitometría y contaje de centelleo líquido,
respectivamente.
La Figura 6 muestra la carga de vincristina en
los tumores P388. Administración de vincristina a los tumores P388
peritoneales en los ratones BDF1 después de inyección i.v. de
grandes liposomas unilamelares de DSPC/Chol (55/45, mol/mol)
(\medcirc), SM/Chol (55/45, mol/mol) (\medbullet) ó
SM/Chol/PEG-PE (55/40/5, mol/mol/mol)
(\blacksquare), que contenían vincristina en una proporción
medicamento/lípidos de 0,1 (peso/peso). La vincristina se inyectó a
una dosis de 20 mg/kg, representando una dosis de lípidos de 20
mg/kg.
Las Figuras 7A-7C muestran
colectivamente la eficacia antitumoral de formulaciones liposómicas
de vincristina. A los ratones BDF1 que contenían tumores P388 se
les inyectaron grandes liposomas unilamelares de DSPC/Chol (55/45,
mol/mol) (v), SM/Chol (55/45, mol/mol) (\square) ó
SM/Chol/PEG-PE (55/40/5, mol/mol/mol) (\Delta),
que contenían vincristina en una proporción medicamento/lípidos de
0,1 (peso/peso). Los ratones de control no recibieron inyección
(\medbullet). Las concentraciones liposómicas previas a la
inyección se ajustaron para alcanzar dosis de vincristina de 1,0
(Fig 7A), 2,0 (Fig 7B) y 4,0 (Fig 7C) mg/kg.
La Figura 8 muestra los efectos de los niveles
sanguíneos de swainsonina marcada radioactivamente en ratones
Balb/c a los que se administró como una formulación liposómica
(L-Im) o como una solución acuosa de los tres
medicamentos (F-Im). Las formulaciones se
administraron por vía oral mediante sonda nasogástrica (p.o.),
intraperitonealmente (i.p.) o intravenosamente (i.v.). Se tomaron
muestras de sangre a la 1, 3, 6, y 24 horas, después de la
dosis.
La Figura 9 muestra los efectos de
GM-CSF y de la swainsonina sobre la celularidad de
la médula ósea 14 días después de la administración
quimioterapéutica a los ratones C57BL/6.
Las figuras 10A y 10B ilustran, respectivamente,
la producción de TNF a partir de los esplenocitos estimulados por
LPS, y la producción de IL-2 a partir de los
esplenocitos estimulados por ConA, recuperados a partir de los
ratones C57BL/6 14 días después del tratamiento
quimioterapéutico.
Las Figuras 11A y 11B muestran los niveles de
vincristina en (A) el plasma y en (B) los tumores después de
administración de vincristina liposómica y libre en ratones SCID
que portan tumores A431. Los ratones SCID que portaban dos tumores
A431 fueron inyectados intravenosamente con vincristina libre
(\square) o con grandes liposomas unilamelares de DSPC/Chol
(\medcirc) o SM/Chol (\medbullet) que contenían vincristina con
una proporción medicamento /lípidos de 0,1 (peso/peso). La
vincristina se inyectó a una dosis de 2,0 mg/kg, representando un
lípido de dosis de 20 mg/kg. Los datos representan medias (\pm
error estandar) de tres ratones (6 tumores); allí donde las franjas
no son visibles, son más pequeñas que el tamaño del símbolo.
La Figura 12 muestra la eficacia antitumoral de
la vincristina libre y liposómica en ratones SCID que portaban
tumores A431. Los ratones SCID que portaban dos tumores A431 no
recibieron tratamiento (\blacksquare) o fueron inyectados
intravenosamente con vincristina libre (\square) o con grandes
liposomas unilamelares de DSPC/Chol (\medcirc) o SM/Chol
(\medbullet) que contenían vincristina con una proporción
medicamento/lípidos de 0,1 (peso/peso). La vincristina fue
inyectada a una dosis de 2,0 mg/kg, que representaba una dosis de
lípidos de de 20 mg/kg. Los datos representan el peso de los tumores
A431 (expresado como el porcentaje del peso tumoral inmediatamente
previo al tratamiento) y son las medias (\pm error estándar) de
8-10 tumores en 4-5 ratones.
La Figura 13 muestra el porcentaje de retención
de la swainsonina respecto al tiempo en liposomas incubados a 37ºC
a pH 2. La swainsonina se cargó en los liposomas con una proporción
medicamento a lípidos de 0,2 /1,0 (mol/mol) utilizando 0,3 M
citrato, pH 4 (excepto SM/Chol a pH 2). EPC, fosfotidil colina de
huevo; EPC/Chol, fosfotidil colina de huevo /colesterol (55%/45%)
(mol/mol); SM/Chol, esfingomielina/colesterol (55%/45%)
(mol/mol).
La Figura 14 muestra el porcentaje de retención
de la swainsonina respecto al tiempo en liposomas incubados a 37ºC
en solución salina tamponada HEPES (HBS) pH 7,5.
La Figura 15 muestra el porcentaje de retención
de la swainsonina respecto al tiempo en liposomas incubados a 37ºC
en suero normal de ratón.
Las composiciones de la invención proporcionan la
administración aumentada de compuestos terapéuticos a un huésped.
Las formulaciones liposómicas de la invención poseen tiempos de
circulación ampliados y/o una retención aumentada del medicamento.
Los liposomas, a los que también se hace referencia como
"esfingosomas", se componen de esfingomielina y colesterol, y
poseen un pH intraliposómico ácido. Las formulaciones liposómicas
basadas en la esfingomielina y en el colesterol tienen varias
ventajas cuando se comparan con otras formulaciones. La combinación
esfingomielina/colesterol produce liposomas que son mucho más
estables a la hidrólisis ácida, y mposeen una retención del
medicamento significativamente mejor, tienen mejores
características de carga en los tumores y similares, y muestra una
eficacia antitumoral significativamente mejor que otras
formulaciones liposómicas que se ensayaron.
Se entenderá que "Liposoma", "vesícula"
y "vesícula liposomal" que indican estructuras con membranas
que contienen lípidos que encierran un interior acuoso. Las
estructuras pueden tener una o más membranas lipídicas si no se
indica lo contrario, aunque generalmente los liposomas tendrán
solamente una membrana. A dichos liposomas monocapa se hace
referencia en la presente memoria como "unilamelares". A los
liposomas multilamelares se hace referencia en la presente memoria
como "multilamelares".
Las composiciones liposómicas de la presente
invención se componen de esfingomielina y colesterol. La proporción
de esfingomielina al colesterol que se encuentra en los liposomas
puede variar, pero generalmente es del orden de entre 75/25% mol/%
mol de esfingomielina/colesterol al 30/50% mol/%mol de
esfingomielina/colesterol, más preferentemente del 70/30% mol/%mol
de esfingomielina/colesterol al 40/45% mol/%mol de
esfingomielina/colesterol, y muy preferentemente, aproximadamente
entre 55/45% mol/%mol de esfingomielina/colesterol. Puede ser
necesario que otros lípidos se encuentren en las formulaciones para
evitar la oxidación lipídica o para unir ligandos a la superficie
liposómica. Generalmente, la inclusión de otros lípidos dará lugar a
una disminución en la relación esfingomielina/colesterol.
Mediante los liposomas y procedimientos de la
presente invención, puede administrarse una amplia variedad de
compuestos terapéuticos. "Compuesto terapéutico" significa la
inclusión de, por ejemplo, ácidos nucleicos, proteínas, péptidos,
oncolíticos, antiinfecciosos, ansiolíticos, psicotrópicos,
inmunomoduladores, ionotropos, toxinas tales como gelonina e
inhibidores de la síntesis de proteínas eucarióticas, y similares.
Entre los compuestos terapéuticos preferidos para el atrapamiento
en los liposomas de la presente invención están los que son cationes
lipofílicos. Entre estos se encuentran agentes terapéuticos del
tipo moléculas lipofílicas que son capaces de repartirse en la fase
bicapa lipídica del liposoma, y que son capaces por tanto de
asociarse con los liposomas en una forma de membrana. Medicamentos
representativos incluyen prostaglandinas, anfotericina B,
metotrexato, cis- platino y derivados, vincristina, vinblastina,
progesterona, testosterona, estradiol, doxorubicina, epirubicina,
beclometasona y ésteres, vitamina E, cortisona, dexametasona y
ésteres, betametasona valerato y otros esteroides, etc.
Los compuestos terapéuticos que particularmente
se prefieren utilizar en la presente invención son los compuestos
alcaloides y sus derivados. Entre éstos están la swainsonina y
miembros de los alcaloides de la vinca y de sus derivados
semisintéticos, tales como por ejemplo vinblastina, vincristina,
vindesina, etopósido, etopósido fosfato, y tenipósido. Entre este
grupo, se prefieren particularmente la vinblastina y la
vincristina, y la swainsonina. La swainsonina (Creaven y Mihich,
Semin. Oncol. 4:147 (1977) posee la capacidad de estimular
la proliferación de la médula ósea (White y Olden, Cancer
Commun. 3:83 (1991). La swainsonina estimula también la
producción de múltiples citoquinas incluyendo IL-1,
IL-2, TNF, GM-CSF y los interferones
(Newton, Cancer Commun. 1:373 (1989); Olden, K., J.Natl.Cancer
Inst., 83: 1149 (1991)). También se ha informado que induce la
inmunidad de las células B y T, la destrucción inducida por los
macrófagos y por las células T asesinas naturales de las células
tumorales in vitro y, cuando se combina con el interferón,
posee una actividad antitumoral directa contra el cáncer de colon y
los melanomas in vivo (Dennis, J., Cancer, Res.,
50:1867 (1990): Olden , K., Pharm. Ther. 44:85 (1989); White
y Olden, Anticancer Res., 10: 1515 (1990). Otros alcaloides
útiles en la presente invención incluyen el paclitaxel (taxol) y
sus derivados sintéticos.
Ahora se describe un procedimiento representativo
para producir los liposomas de la invención, aunque debe entenderse
que el procedimiento puede ser sometido a modificaciones en varios
aspectos sin que afecten al resultado. Tal como se describe de
forma más completa más adelante en la sección experimental, se
preparan liposomas que son capaces de atrapar medicamentos
catiónicos lipofílicos en respuesta a gradientes transmembranosos de
pH, cuyos liposomas todavía son resistentes a que los medicamentos
escapen a la circulación. Inicialmente, los liposomas que contienen
esfingomielina y colesterol se preparan según la proporción molar
deseada de esfingomielina y colesterol, por ejemplo, 55/45 mol/mol,
respectivamente. Un tampón apropiado para la formación del
liposoma, y para formar por tanto el interior liposómico, es uno
que sea fisiológicamente aceptable y que tenga un pH ácido,
típicamente de alrededor de 2 a 6, más preferentemente de 3 a 5, y
muy preferentemente de 4. Un ejemplo de un tampón de atrapamiento
adecuado es el tampón de citrato, ajustado a un pH de 4
aproximadamente.
También pueden incluirse otros lípidos en la
preparación del liposoma. Estos lípidos incluyen fosfolípidos tales
como fosfatidilcolina, fosfatidiletanolamina, y fosfatidilserina,
fosfatidilglicerol, ácido fosfatídico, cardiolipina, y
fosfatidilinositol, con composiciones acílicas grasas variables y de
origen natural y/o sintético, y dicetil fosfato. Pueden también
añadirse ceramida y varios glicolípidos, tales como cerebrósidos o
gangliósidos. Asimismo, pueden añadirse lípidos catiónicos. Los
lípidos adicionales que pueden ser apropiados para utilizar en los
liposomas de la presente invención son bien conocidos por los
expertos en la materia.
\newpage
Una vez los liposomas se preparan con el tampón
ácido atrapado, se les puede asignar un tamaño de un intervalo
deseado de tamaños. Los liposomas tendrán generalmente un tamaño
menor que 1,0 \mum (micras) aproximadamente, preferentemente
entre 0,05 y 0,45 \mum (micras) de modo aproximado, más
preferentemente entre 0,05 y 0,2 \mu (micras) aproximadamente, que
permite a la suspensión liposómica ser esterilizada mediante
filtración. Para clasificar liposomas, una suspensión liposómica
puede ser tratada mediante ultrasonidos mediante un baño o ser
sondeada hasta (encontrar) vesículas pequeñas de menos de 0,05
\mum de tamaño aproximadamente. También puede utilizarse la
homogenización para fragmentar los liposomas grandes en otros más
pequeños. En ambos procedimientos, la distribución del tamaño de
las partículas pueden controlarse mediante discriminación del
tamaño de partícula por un rayo láser convencional o similar.
La extrusión (estiramiento) de los liposomas a
través de una membrana de policarbonato de pequeños poros o de una
membrana cerámica asimétrica constituye un procedimiento efectivo
para reducir los tamaños liposómicos a una distribución del tamaño
relativamente bien definida. Típicamente, la suspensión se cicla a
través de la membrana una o más veces hasta que se alcanza la
deseada distribución del tamaño de los liposomas. Estos pueden
estirarse a través de membranas de poro sucesivamente más pequeño
para alcanzar una reducción gradual de su tamaño.
Antes o después de la clasificación, el pH
externo de la preparación liposómica se aumenta hasta un PH de
alrededor de 7,0 a 7,5, añadiendo un tampón apropiado, por ejemplo,
0,5M Na_{2}HPO_{4}. El medicamento o medicamentos de elección
se mezclan entonces con los liposomas a una concentración apropiada,
por ejemplo, una proporción de vincristina/lípidos de 0,01/1,0 a
0,2/1,0 (peso/peso), durante un tiempo y bajo condiciones
suficientes para permitir la absorción por la membrana del
medicamento o medicamentos, por ejemplo, durante entre 5 y 30
minutos aproximadamente, o más y a una temperatura de
45-65ºC aproximadamente (por ejemplo, 10 minutos a
60ºC en el caso de las ppreparaciones de vincristina que se
describen a continuación en los Ejemplos), aunque un experto en la
materia entenderá que las condiciones pueden ajustarse y de acuerdo
con esto, controlarse la absorción. La formulación de los liposomas
y del compuesto o compuestos terapéuticos consistirá generalmente
en una población relativamente uniforme de vesículas en términos de
tamaño y de proporción medicamento-lípidos.
Pueden utilizarse procedimientos para el
atrapamiento pasivo de medicamentos que sean distintos que la
formación directa de gradientes transmembranales del pH. En una
forma de realización, se forman gradientes de concentración
interna/externa utilizando las aminas cargadas: metilamonio o
etanolamonio. Los liposomas se forman en presencia de una solución
acuosa de la amina cargada. Puede utilizarse cualquier número de
sales farmacéuticamente aceptables de la amina cargada para
preparar la solución tales como, pero que no se limitan a fluoruro,
cloruro, citrato, sulfato, fosfato, bromuro, yoduro o acetato.
Después de la formación del liposoma, las aminas externas cargadas
se diluyen o eliminan mediante, por ejemplo, dilución, filtración,
diálisis o exclusión en gel. Un gradiente de pH interno/externo se
genera por ello, pues las aminas no cargadas abandonan el interior
liposómico y dejan detrás un protón. El tamaño del gradiente de pH
será proporcional al del gradiente de concentración que se ha
formado. El gradiente de pH se utiliza para cargar el liposoma con
un medicamento, tal como la swainsonina, mediante procedimientos
que se dan a conocer en la presente memoria.
Pueden añadirse componentes adicionales a los
liposomas para dirigirlos a tipos celulares específicos. Por
ejemplo, los liposomas pueden conjugarse con anticuerpos
monoclonales o con los fragmentos de unión de éstos a epítopos que
se encuentran sólo en tipos celulares específicos, tales como
antígenos relacionados con cáncer, proporcionando un medio para
dirigir a los liposomas después de la administración sistémica.
Alternativamente, los ligandos que se unen a los receptores
superficiales de los tipos de células diana pueden también unirse a
los liposomas. Otros medios para dirigir a los liposomas pueden
también utilizarse en la presente invención.
A continuación de una etapa de separación que
puede ser necesaria para eliminar el medicamento libre del medio
que contiene a los liposomas, la suspensión liposómica se lleva a
una concentración deseada en un transportador farmacéuticamente
aceptable, para administrarla a las células huéspedes o del
paciente. Muchos transportadores farmacéuticamente aceptables pueden
utilizarse en las composiciones y procedimientos de la presente
invención. Pueden emplearse distintos transportadores acuosos, por
ejemplo, agua, agua tamponada, solución salina al 0,4%, glicina al
0,3%, y similares, pudiendo incluir glicoproteínas para lograr un
aumento de la estabilidad, tales como albúmina, lipoproteínas,
globulina, etc. Generalmente, la solución salina
tamponada normal (135-150 mM NaCl) se utilizará
como el transportador farmacéuticamente aceptable, pero serán
suficientes otros transportadores apropiados. Estas composiciones
pueden esterilizarse mediante técnicas de esterilización
convencionales de liposomas, tal como la filtración. Las
composiciones pueden contener sustancias auxiliares
farmacéuticamente aceptables tal como se requieren para aproximarse
a las condiciones fisiológicas, tales como el ajuste del pH y
agentes de amortiguación, agentes de ajuste de la tonicidad y
similares, por ejemplo, acetato sódico, lactato sódico, cloruro
sódico, cloruro potásico, cloruro cálcico, etc. Estas composiciones
pueden esterilizarse mediante técnicas a las qiue anteriormente se
ha hecho referencia o producirse bajo condiciones estériles. Las
soluciones acuosas resultantes pueden empaquetarse para
utilización, o filtrarse bajo condiciones asépticas y liofilizarse,
combinándose esta preparación liofilizada con una solución acuosa
estéril antes de la administración.
La concentración de liposomas en el transportador
puede variar. Generalmente, la concentración será de
20-200 mg/ml aproximadamente, habitualmente de
50-150 mg/ml aproximadamente, y lo más habitualmente
de 75-125 mg/ml aproximadamente, por ejemplo,
alrededor de 100 mg/ml. Los expertos en la materia pueden variar
estas concentraciones para optimizar el tratamiento con distintos
componentes liposómicos o para pacientes particulares. Por ejemplo,
la concentración puede aumentarse para disminuir la carga de
líquido asociado con el tratamiento.
La presente invención permite procedimientos para
la introducción de compuestos terapéuticos en las células de un
huésped. Los procedimientos comprenden generalmente la
administración al huésped de un liposoma que contiene el compuesto
terapéutico, en el que el liposoma posee una membrana formada por
esfingomielina y colesterol y, opcionalmente, otros lípidos, y un
interior acuoso a un pH sustancialmente inferior al fisiológico,
por ejemplo, pH 3 a 5 aproximadamente, y el compuestos terapéutico
de interés. El huésped puede consistir en diversos animales,
incluyendo al hombre, primates no humanos, especies aviares,
especies equinas, especies bovinas, cerdos, lagomorfos (orden de
Euterios que comprende mamíferos mordedores como el conejo, liebre,
etc.), roedores, y similares.
Las células del huésped se exponen habitualmente
a las preparaciones liposómicas de la invención mediante la
administración in vivo de las formulaciones, pero también es
factible la exposición ex vivo de las células a los
liposomas. La exposición in vivo se obtiene administrando los
liposomas al huésped. Los liposomas pueden administrarse de varias
formas. Estas incluyen vías parenterales de administración, tales
como intravenosa, intramuscular, subcutánea, e intraarterial.
Generalmente, los liposomas se administrarán intravenosamente o en
algunos casos, mediante inhalación. A menudo, los liposomas se
administrarán en una gran vena central, tal como la vena cava
superior o la vena cava inferior, para permitir que soluciones muy
concentradas se administren en vasos de gran volumen y flujo. Los
liposomas pueden administrarse intraarterialmente después de
procedimientos vasculares para proporcionar una concentración alta
directamente al vaso afectado. En algunos casos, los liposomas
pueden administrarse oral o transdérmicamente, aunque las ventajas
de la presente invención se cumplen mejor por vía parenteral. Por
ejemplo, la swainsonina se administra oralmente de modo
conveniente, pero puede administrarse parenteral o intravenosamente.
Los liposomas pueden también incorporarse a dispositivos
injertables para una liberación de larga duración después de su
emplazamiento.
Tal como se describió anteriormente, los
liposomas se administrarán intravenosamente de modo general o
mediante inhalación en los procedimientos de la presente invención.
A menudo, se proporcionarán al paciente tratamientos múltiples. El
esquema de dosificación de los tratamientos se determinará según la
patología y la situación del paciente. Los tratamientos estándar con
compuestos terapéuticos que son bien conocidos en la técnica pueden
servir como una guía para el tratamiento con liposomas que
contengan los compuestos terapéuticos. La duración y el esquema de
los tratamientos puede variarse mediante los procedimientos bien
conocidos por los expertos en la materia, pero el aumento del
tiempo de circulación y la disminución en la liberación a partir de
los liposomas permitirá que se ajuste la dosificación descendente a
partir de los que se utilizaron previamente. La dosis de los
liposomas de la presente invención puede variar, dependiendo de la
situación clínica y del tamaño del animal o del paciente que reciba
el tratamiento. La dosis estándar del compuesto terapéutico cuando
no está encapsulado puede servir como guía de la dosis del
compuesto encapsulado en el liposoma. La dosis será típicamente
constante durante el tratamiento, aunque en algunos casos la dosis
puede variar. Los parámetros fisiológicos estándar pueden evaluarse
durante el tratamiento que pueden emplearse para alterar la dosis
de los liposomas de la invención.
Los ejemplos siguientes se ofrecen como
ilustrativos y no limitantes.
Este Ejemplo demuestra la estabilidad a la
hidrólisis ácida de los liposomas preparados con esfingomielina y
colesterol, comparada con la de los liposomas preparados con
distearoilfosfatidilcolina y colesterol.
Para la preparación liposómica, la
distearoilfosfatidilcolina (DSPC) y la esfingomielina de huevo (SM)
se obtuvieron a partir de Avanti Polar Lipids y se utilizaron sin
purificación posterior. El colesterol se obtuvo de Sigma Chemical
Company, y PEG-PE se sintetizó según Parr et
al., (expuesto en) Biochim. Biophys. Acta (1994). Los
lípidos se disolvieron en CHCl_{3}, ó CHCL_{3} con cantidades
traza de CH_{3}OH, mezclándose entonces en proporciones molares
tal como se indica a continuación y eliminando el solvente en
exceso bajo una corriente de gas nitrógeno. El solvente residual se
eliminó de la capa lipídica bajo alto vacío durante 3 a 16 horas.
Los lípidos se dispersaron añadiendo tampón 0,3 M citrato (pH 4,0 ó
2,0) para alcanzar una concentración lipídica final de 50 ó 100
mg/ml. La hidratación del lípido fue facilitada llevando a cabo
rotación y calentamiento hasta 65ºC. El equilibrio del soluto entre
el interior y el exterior de los liposomas, se alcanzó mediante
cinco ciclos de congelación/descongelación entre -196º y 60ºC, tal
como se describe generalmente en Mayer et al., Biochim.
Biophys. Acta 817:193- 196 (1985). Grandes vesículas
unilamelares se produjeron mediante el estiramiento repetido de
los liposomas multilamelares a través de dos o tres filtros
amontonados de 0,1 \mum (Poretics, Livermore CA), conservados a
60-65 ºC en un Estirador Themobarrel (Lipex
Biomembranes, Vancouver, Canada). Las distribuciones del tamaño de
los liposomas se confirmaron mediante una dispersión casi elástica
de la luz utilizando un Medidor de Tamaños de Partículas
Submicrónicas modelo Nicomp 270; estas preparaciones tenían
típicamente diámetros medios de 130 a 150 nm.
Grandes liposomas unilamelares de DSPC/Chol o
SM/Chol se prepararon tal como se describe anteriormente en
tampón 0,3 M citrato a pH 2,0, diluyéndose entonces hasta 3,2 mg/ml
de lípidos. Los liposomas se incubaron a 37ºC en varios tiempos,
congelándolos entonces antes de la determinación de la hidrólisis
lipídica. Las dispersiones lipídicas se descongelaron, extrayendo
entonces los lípidos en CHCl_{3}/CH_{3}OH, y concentrándose
entonces bajo una corriente de gas nitrógeno. Cantidades conocidas
de lípidos se rociaron sobre placas cromatográficas de capa fina K6F
y se revelaron en CHCl_{3}/CH_{3}/OH/H_{2}O/NH_{4}OH
(65/25/4/0,3, en volumen). Los lípidos se visualizaron en vapor de
yodo, recuperándose entonces las regiones apropiadas de la placa, y
se analizaron en cuanto al fosforoso, según Bartlett,
J.Biol.Chem. 234:466-468 (1959). La
hidrólisis total de DSPC se determinó a partir de la cantidad de
MSPC que se encontraba en las muestras, corrigiéndose entonces
hasta la hidrólisis total; la hidrólisis de la esfingomielina se
calculó a partir de la diferencia entre la cantidad de lípidos
cromatografiados y de los recuperados como esfingomielina no
hidrolizada. Las curvas de calibración se determinaron para cada uno
DSPC, MSPC y esfingomielina.
Tal como se muestra en la Figura 1, los liposomas
compuestos de SM/Chol (55/45, mol/mol) fueron significativamente
menos susceptibles a la hidrólisis ácida que lo fueron los
liposomas compuestos de DSPC/Chol (55/45, mol/mol). Es decir, la
tasa de hidrólisis a 37ºC y pH 2,0 fue aproximadamente 100 veces más
lenta en los liposomas SM/Chol que en los liposomas DSPC/Chol. Se
observaron resultados similares durante la incubación de liposomas
a pH 4,0 y a varias temperaturas entre 4ºC y 37ºC.
Estos resultados indican que los liposomas
compuestos de SM/Chol fueron significativamente más estables a la
hidrólisis ácida que los liposomas idénticos compuestos de
DSPC/Chol (Fig 1). Como el producto primario de degradación en los
liposomas DSPC/Chol es el liso-PC (MSPC), es muy
probable que los liposomas SM/Chol sean más estables que
cualesquiera formulaciones basadas en lípidos que contienen ácidos
grasos esterificados en el grupo carboxilo (es decir, cualesquiera
formulaciones basadas en fosfolípidos).
La absorción de la vincristina en grandes
liposomas unilamelares se obtuvo utilizando un procedimiento
dependiente de un gradiente de pH descrito por Mayer et al.,
Cancer Chemother. Pharmacol. 33:17-24 (1993).
Brevemente, se añadió una solución de sulfato de vincristina
(Oncovin^{®}, Eli Lilly, Indianapolis, IN) a liposomas con una
proporción medicamento/lípidos de 0,1/1 (peso/peso) y se equilibró
a 60ºC durante 5 a 10 minutos. La absorción de vincristina en
respuesta a un gradiente transmembranoso de pH se inició por la
adición de 0,5 M Na_{2}HPO_{4} para llevar el pH externo a
7,2-7,6. Se dejó que la absorción tuviera lugar
durante 10 minutos a 60ºC, mostrando típicamente una eficiencia del
95% aproximadamente Mayer et al., Cancer Chemother.
Pharmacol. 33:17-24 (1993).
Se prepararon liposomas de DSPC/Chol (55/45),
SM/Chol(55/45) ó SM/Chol/PEG-PE (55/40/5)
que contenían C^{14}-CHDE marcado radioactivamente
no metabolizado y no intercambiable
(colesteril-4-hexadecil éter marcado
radioactivamente con H^{3} ó C^{14}, tal como se ha indicado,
obtenida de New England Nuclear). Liposomas vacios o cargados con
H^{3}-vincristina (Amersham) se diluyeron a la
concentración indicada con HBS, inyectándolos entonces
intravenosamente a ratones BDF1 (de edad 8-10
semanas; Charles River) con una dosis de vincristina de 2 mg/kg
(dosis de lípidos de 20 mg/kg). A distintos tiempos después de la
inyección liposómica, se obtuvo sangre mediante punción cardíaca,
recuperándose el hígado, el bazo y el músculo. En todos los casos,
las distribuciones de lípidos y vincristina se determinaron mediante
contaje de centelleo líquido de volúmenes conocidos de plasma y del
10% de los homogenados tisulares.
La depuración de los liposomas vacíos de
DSPC/Chol y SM/Chol se muestra en la Fig 2A. Los liposomas
compuestos de SM/Chol se eliminaron de la circulación a una tasa
ligeramente más lenta que los liposomas DSPC/Chol. Esta diferencia
en las tasas de depuración entre los liposomas DSPC/Chol y SM/Chol,
se observó también en formulaciones que contenían vincristina, tal
como se muestra en la Fig 2B, aunque las tasas totales de
depuración fueron más lentas en presencia de vincristina, debido al
efecto del medicamento sobre la actividad RES. La cantidad de
SM/Chol que permanecía en la circulación fue típicamente un
30-50% más alta que para los liposomas DSPC/Chol.
Un aumento posterior en la cantidad de lípidos en la circulación se
alcanzó añadiendo 5% mol PEG-GE a las mezclas
SM/Chol; 24 horas después de la inyección intravenosa, 200 \mug de
lípidos/ml de plasma permanecían en circulación para los liposomas
SM/Chol/PEG-PE, comparado con los 100 \mug/ml de
plasma para los liposomas SM/Chol y los 65 \mug/ml de plasma para
los liposomas DSPC/Chol (Fig 2B).
Las características de la retención del
medicamento de los liposomas se alteraron significativamente por
cambios en la composición lipídica de las vesículas. La salida de
la vincristina de los liposomas DSPC/Chol fue muy rápida,
permaneciendo atrapada en la circulación y después de 4 horas, sólo
el 50% de la vincristina encapsulada originalmente, tal como se
muestra en la Fig 3. En contraste, la salida de la vincristina de
los liposomas SM/Chol fue mucho más lenta, permaneciendo atrapado
en los liposomas más del 60% del medicamento 24 horas después de la
inyección (Fig 3). Además, no se observaron aumentos adicionales en
la retención de vincristina en los liposomas SM/Chol en presencia
de un gradiente transmembranal dos veces mayor de pH (es decir,
pH_{i} = 2,0). La presencia de 5% mol PEG-PE en
los liposomas SM/Chol causó un aumento significativo en la
permeabilidad de la vincristina; el 30% aproximadamente de la
vincristina atrapada permaneció en los liposomas después de 24 horas
en circulación, tal como se muestra en la Figura 3.
La eficacia antitumoral de la vincristina
liposómica es función de la cantidad del medicamento que permanezca
en la circulación y, por tanto, es consecuencia, tanto de la
longevidad liposómica en la circulación como de la retención del
medicamento en el interior de los liposomas. La cantidad total de
vincristina que permanece en la circulación fue significativamente
más baja en las formulaciones liposómicas DSPC/Chol que en las
SM/Chol o SM/Chol/PEG-PE, tal como se muestra en la
Figura 4. Ambas formulaciones liposómicas basadas en la
esfingomielina tenían cantidades idénticas de vincristina que
permanecían en la circulación. Esto fue una consecuencia de la
proporción más alta vincristina/lípidos en SM/Chol que en
SM/Chol/PEG-PE (Figura 3) y en la cantidad más baja
de lípidos que permaneció en la circulación en SM/Chol que en
SM/Chol/PEG-PE (Fig 2B).
Para determinar si la prolongación del tiempo de
circulación de los liposomas SM/Chol era consecuencia de la
absorción reducida de los liposomas SM/Chol por los macrófagos, se
midió la absorción de los liposomas por los macrófagos
peritoneales. Se prepararon liposomas vacíos DSPC/Chol y SM/Chol que
contenían C^{14}-CHDE tal como se describió
anteriormente, llevándose el pH externo a 7,2-7,6
con 0,5 M Na_{2}HPO_{4.} Los liposomas se inyectaron
intraperitonealmente en ratones CD1 (de edad de 8-10
semanas) (Charles River) a 100 mg de lípidos/kg en un volumen de 0,5
ml. Después de 4 horas, los macrófagos peritoneales se recuperaron
mediante lavado, se purificaron mediante centrifugación repetida y
se contaron los macrófagos con un hemocitómetro, determinándose
mediante contaje de centelleo líquido la cantidad de lípidos
absorbidos por los macrófagos.
Para los ensayos de unión de las proteínas
séricas, 10 mg de liposomas DSPC/Chol o SM/Chol marcados con
C^{14}-CHDE se llevaron a un pH externo de
7,2-7,6, diluyéndose entonces hasta 20 mg/ml con
HBS. Los liposomas se incubaron con 500 \mul de suero bovino
fetal (ICN Biomedicals) (pre-filtrados a través de
un filtro de 0,22 \mum) durante 30 minutos a 37ºC. Las proteínas
séricas que no se habían unido a los liposomas se eliminaron
haciendo pasar la muestra por una columna BioGel
A-15m de 1 cm (diámetro interno) x 18 cm
(Bio-Rad Laboratories) (en HBS) a 35 ml/hr. Se
ensayaron fracciones (de 1 ml) en cuanto a las proteínas (equipo de
ensayo de proteínas Sigma del ácido bicinconínico) y a los lípidos
(LSC), calculándose las proteínas absorbidas después de realizar
las correcciones para las proteínas séricas
co-eluyentes.
La absorción de los liposomas SM/Chol inyectados
intraperitonealmente a los macrófagos fue un 50% más baja que la de
los liposomas DSPC/Chol, tal como se muestra en la Fig 5. Es
probable que la reducida absorción de los liposomas SM/Chol por los
macrófagos y la longevidad de su circulación prolongada fue
consecuencia de una opsonización disminuída de las proteínas a la
superficie de los liposomas SM/Chol que (la opsonización proteica)
a los liposomas DSPC/Chol. La medición de la adsorción de las
proteínas del suero bovino fetal a los liposomas SM/Chol y
DSPC/Chol indicó que los liposomas DSPC/Chol adsorbieron 13,7
\mug de proteínas/mg lípidos. En contraste, la adsorción
significativa de las proteínas del suero bovino fetal a los
liposomas SM/Chol no se detectó.
Así, a partir de este Ejemplo puede apreciarse
que los liposomas compuestos por SM/Chol tenían tiempos de
circulación ligeramente más largos que los liposomas DSPC/Chol
similares, tanto en presencia como en ausencia de la vincristina
atrapada (Fig 2). Los liposomas SM/Chol fueron mucho mejores que los
liposomas DSPC/Chol en retener la vincristina que había sido
encapsulada utilizando el procedimiento del gradiente
transmembranal de pH (Fig 4). La adición de PEG-PE
a los liposomas SM/Chol aumentó significativamente la longevidad de
circulación de los liposomas, pero PEG-PE causó
también un aumento significativo en la salida de la vincristina de
los liposomas. Los niveles aumentados de vincristina que
permanecían en la circulación en las formulaciones liposómicas
SM/Chol y SM/Chol/PEG-PE (Fig 4) fueron una
consecuencia de tanto la mejora de la retención del medicamento en
los liposomas que contenían SM (Fig 3) como del aumento de la
longevidad de la circulación de los liposomas
SM/Chol/PEG-PE (Fig 2b). Sin embargo, el aumento de
los tiempos de circulación de los liposomas
SM/Chol/PEG-PE se equilibró por la retención más
baja del medicamento por los liposomas que contenían
PEG-PE. Por tanto, en las formulaciones liposómicas
de la vincristina que se basan en SM, no existió mejoría en la
longevidad de la circulación de la vincristina añadiendo el lípido
PEG-DSPE (Fig 4). Además, ya que no hubo mejoría en
la retención de la vincristina in vivo utilizando un
pH_{i} = 2,0, la retención óptima de la vincristina en la
circulación se alcanzó con una formulación liposómica relativamente
sencilla compuesta por sólo esfingomielina, colesterol y tampón
citrato (pH 4,0).
Para determinar si el aumento de la longevidad de
la vincristina en la circulación, tal como se muestra en la Figura
4, daba lugar a un aumento en la administración del medicamento a
los tumores, se examinó la carga de la vincristina liposómica en
los tumores P388. Para los experimentos de carga tumoral, se
inyectaron los ratones BDF1 intraperitonealmente con 10^{6}
células P388 (obtenidas del National Cancer Institute, Bethesda, MD)
(con las cuales células de hicieron pases semanalmente en ratones
BDF1) 24 horas antes de la inyección de los liposomas. A distintos
tiempos después de ésta, el tumor se recuperó mediante lavado
peritoneal. En todos los casos, se determinaron las distribuciones
de lípidos y vincristina mediante contaje de centelleo líquido de
los volúmenes conocidos de lavado.
Tal como se aprecia en la Fig 6, la acumulación
de vincristina de los liposomas DSPC/Chol en los tumores P388
presentó un pico temprano a las 4 horas después de la inyección
liposómica y se convirtió en significativamente más pequeño en los
tiempos posteriores. En contraste, la vincristina de las
formulaciones de SM/Chol y SM/Chol/PEG-PE mostró una
administración sostenida de vincristina durante 24 a 48 horas
después de la inyección de los liposomas. Es decir, las
formulaciones SM/Chol y SM/Chol/PEG-PE de
vincristina administraron por lo menos un 30% más de vincristina a
los tumores P388 que los liposomas DSPC/Chol.
Los niveles aumentados de vincristina que
permanecían circulantes en el plasma utilizando formulaciones
liposómicas basadas en SM (Fig 4), se reflejaron en cantidades más
grandes de vincristina que se cargaban a los tumores P388 (Fig 6).
Esta relación sugiere, para los tumores P388 en los ratones BDF1,
que los liposomas que contienen DSPC, SM y/o PEG-PE
no son significativamente distintos en su capacidad para
extravasarse desde la circulación al tumor peritoneal.
Para determinar si el aumento en la
administración de la vincristina a los tumores P388 mediante los
liposomas SM/Chol y SM/Chol/PEG-PE, tal como se
muestra en el Ejemplo III, dio lugar a un aumento en la actividad
antitumoral, se determinó la eficacia de las formulaciones
liposómicas de la vincristina.
Ratones BDF1 que portaban tumores P388 se
trataron con formulaciones liposómicas de DSPC/Chol (55/45)
mol/mol), SM/Chol (55/45, mol/mol) ó SM/Chol/PEG-PE
(55/40/5, mol, mol, mol) que contenían vincristina con una
proporción de medicamento/lípidos de 0,1 (peso/peso).
Se prepararon grandes liposomas unilamelares de
DSPC/Chol (55/45), SM/Chol (55/45) y SM/Chol/PEG-PE
(55/40/5) tal como se ha descrito anteriormente y se cargaron con
vincristina con una proporción de vincristina/lípidos de 0,1/1
(peso/peso). Se inyectó intravenosamente la vincristina liposómica
en ratones BDF1 a los que se había administrado 24 horas antes una
inyección intraperitoneal de 10^{6} células P388. La
concentración liposómica se ajustó para alcanzar dosis de
vincristina de 1,0, 2,0 y 4,0 mg/kg, haciéndose entonces un
seguimiento durante los 60 días siguientes de los pesos y
supervivencia de los animales. A los animales que sobrevivieron
durante 60 días, se les volvió a inyectar con 10^{6} células P388
para evaluar el componente inmune de la supervivencia a largo
plazo.
Tal como se muestra en la Fig 7, los ratones de
control que no recibieron inyección de la vincristina liposómica
sobrevivieron entre 10 y 11 días después de la administración del
tumor P388. El tratamiento con las formulaciones DSPC/Chol ó
SM/Chol/PEG-PE con una dosis de vincristina de 1
mg/kg, aumentó el tiempo de supervivencia a 17 y 19 días,
respectivamente. El tratamiento con formulaciones SM/Chol con la
misma dosis de vincristina dio lugar a una ligera mejoría en la
supervivencia, 23 días.
Con una dosis de vincristina de 2 mg/kg, tanto la
formulación DSPC/Chol como la SM/Chol/PEG-PE
aumentaron la supervivencia hasta 30-31 días. En
contraste, a esta dosis de vincristina, la formulación SM/Chol fue
significativamente más efectiva; 60% de los ratones sobrevivieron
hasta los 60 días después de la administración del tumor p388 (Fig
7). Con una dosis de vincristina de 4 mg/kg, las dos formulaciones,
DSPC/Chol y SM/Chol/PEG-PE, dieron lugar a una
supervivencia del 40% de los ratones hasta 60 días después de la
inyección tumoral P388. Las formulaciones de SM/Chol fueron
significativamente más eficaces; aparte de una única muerte debida a
toxicidad por la vincristina, la supervivencia de los restantes
ratones a los 60 días, fue del 100% (Fig 7).
De este modo, la eficacia antitumoral de los
liposomas SM/Chol fue significativamente mejor que la de los
liposomas SM/Chol/PEG-PE (Fig 7), a pesar de
observar que la carga de la vincristina en los tumores P388 fue
idéntica en estas dos formulaciones liposómicas. (Fig 6). Este
resultado sugiere que las mejores propiedades de retención de la
vincristina de los liposomas SM/Chol en la circulación, comparadas
con los liposomas SM/Chol/PEG-PE (Fig 3), puede
también producirse en la cavidad peritoneal y dar lugar a un aumento
en la absorción de la vincristina por las células tumorales P388.
Las formulaciones de SM/Chol fueron aproximadamente dos veces más
efectivas que lo fueron las formulaciones basadas en DSPC/Chol ó
SM/Chol/PEG-PE. Es decir, la supervivencia
alcanzada por las formulaciones DSPC/Chol y
SM/Chol/PEG-PE con dosis de vincristina de 2,0
mg/kg, se alcanzaron mediante SM/Chol con una dosis de 1,0 mg/kg.
De modo similar, La supervivencia obtenida mediante DSPC/Chol
y SM/Chol/PEG-PE con una dosis de 4,0 mg/kg de
vincristina fue muy similar a la alcanzada mediante formulaciones
SM/Chol a 2,0 mg/kg.
Ratones hembra Balb/c, de 5-6
semanas de edad, se alojaron bajo condiciones estándar. Los
animales tuvieron acceso libre tanto al alimento como al agua
durante el experimento, después de un período de aclimatación de una
semana previo a la manipulación experimental. La swainsonina
(Toronto Res. Chem.) se marcó radioactivamente con tritio. La
swainsonina tritiada se administró como formulación basada en
lípidos (L-Im) y como formulación acuosa que
contenía el medicamento libre (F-Im). La swainsonina
tritiada se cargó en esfingosomas de esfingomielina/colesterol
(Avanti Polar Labs) utilizando un tampón citrato de pH gradiente 2
con una proporción medicamento a lípidos de 0,2:1 (mol:mol) y con
una eficiencia de carga del 80%. Se administraron doscientos
microlitros de formulaciones lipídicas y de swainsonina acuosa,
oralmente mediante sonda nasogástrica (p.o), intraperitonealmente
(i.p) o intravenosamente (i.v). Se recogieron muestras de sangre de
cincuenta microlitros mediante sangrados retroorbitarios a la 1, 3,
6 y 24 horas después de la administración. Las muestras sanguíneas
se decoloraron y se sometieron entonces a contaje en un contador de
centelleo. Los resultados se expresaron como porcentaje de la dosis
administrada en la sangre en distintos tiempos después de la
administración.
Tal como se aprecia en la Fig 8, la formulación
liposómica (L-Im) de swainsonina posee una
biodisponibilidad superior y alcanzar niveles sanguíneos superiores
cuando se compara con la formulación acuosa de medicamento libre (F-
Im). La biodisponibilidad oral de la swainsonina es del
60-65% aproximadamente cuando se compara con la
swainsonina administrada intravenosamente.
Ratones hembra C57BL/6 (peso promedio de 15,03
g), se utilizaron y alojaron bajo condiciones estándar. Los
animales tuvieron acceso libre tanto al alimento como al agua
durante el experimento, después de un período de aclimatación de
una semana previo a la manipulación experimental. Los ratones
tenían 6 semanas de edad al comienzo del experimento y se situaron
al azar en 12 grupos de 5 ratones por grupo. A cuarenta ratones se
les administró una única inyección rápida intraperitoneal de
metotrexato (Mtx, 410 mg/kg) (Sigma Chemical Co.) o doxorubicina
(Dox, 14,9 mg/kg) (Adria Laboratories). Dos días después de la
quimioterapia, se administraron durante 10 días consecutivos (una
vez al día) swainsonina (2 mg/kg i.p. ó p.o.),
GM-CSF murino recombinante (factor estimulante
colonial de granulocitos macrófagos) (1 \mug/ratón/día i.p.,
actividad de 5 x 10^{4} U/\mug) (R & D Systems) o solución
salina tamponada de fosfato (PBS) (200 \mul i.p.). Se anotó el
número de muertes para grupo de tratamiento durante un período de
observación de 14 días.
Los resultados en la Tabla I (a continuación)
muestran que cuando la swainsonina se administra durante 10 días
después de una dosis LD_{50} de la sustancia quimioterapéutica
(Mtx o Dox), todos los animales a los que se administró swainsonina
intravenosamente o mediante i.p. dominaron el insulto citotóxico y
sobrevivieron más de 2 semanas después de la quimioterapia. La
mitad de los animales tratados con Mtx y la mitad de los tratados
con Dox murieron a los pocos días después de la quimioterapia. A los
animales a los que se les administró i.p. el GM-CSF
murino recombinante durante 10 días no les resultó tan bien como
con la swainsonina; la mitad aproximadamente de los animales
tratados con Mtx murieron a los pocos días después de la iniciación
del período de dosificación de 10 días. Los animales que se
trataron con Dox y durante 10 días con GM-CSF
sobrevivieron al período de recuperación de dos semanas. La
swainsonina se administró oralmente durante 10 días a los animales
tratados quimioterapéuticamente y todos menos uno (en el grupo
tratado con Mtx) sobrevivieron al tratamiento citotóxico.
| Agente de prueba | Administración | Supervivencia (%) | ||
| 1. | PBS | i.p | 100 | |
| 2. | MTX | i.p | 40 | |
| 3. | DOX | i.p | 60 | |
| 4. | L-SW | i.p | 100 | |
| 5. | MTX/L-SW | i.p | 100 | |
| 6. | DOX/L-SW | i.p | 100 | |
| 7. | GM-CSF | i.p | 100 | |
| 8. | MTX/GM-CSF | i.p | 60 | |
| 9. | DOX/GM-CSF | i.p | 100 | |
| 10. | L-SW | p.o | 100 | |
| 11. | MTX/SW | p.o | 80 | |
| 12. | DOX/SW | p.o | 100 |
En el décimoquinto día después de la dosis
quimioterapéutica inicial, 4 ratones de cada grupo del estudio de
inmunomodulación (Ejemplo 6), se sacrificaron al azar, obteniéndose
hasta 1 ml de sangre mediante punción cardíaca. Se realizó el
contaje de los leucocitos periféricos circulantes WBC, se
obtuvieron frotis sanguíneos (para contajes de neutrófilos) y se
recogieron muestras sanguíneas y se ensayaron respecto a la
producción citoquínica (IL-1, IL-2,
TNF). Se ensayaron los niveles de citoquinas sanguíneas (TNF,
IL-1 e IL-2) mediante equipos de
ensayo comercialmente disponibles. El bazo, timo y médula ósea se
extrajeron y se prepararon suspensiones de células únicas. La
celularidad de estos órganos linfoides se ensayó mediante la prueba
de exclusión del azul tripán. La Fig 9 muestra los efectos de
GM-CSF y de la swainsonina sobre la celularidad de
la médula ósea a los 14 días después de la administración del
medicamento quimioterapéutico. Tal como se aprecia, la swainsonina,
administrada oralmente o mediante administración i.p., actuó de un
modo tan efectivo como el GM-CSF cuando se
administró i.p. durante los 10 días consecutivos.
Células del bazo, timo y médula ósea se ensayaron
en cuanto a su capacidad para responder a la estimulación de
distintos mitógenos: ConA (1, 2,5 y 5 \mug/ml) (Sigma),
fitohemaglutinina (PHA) (1 y 2,5 \mug/ml) (Sigma), y LPS (2,5 y 5
\mug/ml) (Difco). Después de 72 horas de estimulación, la
respuesta proliferativa se midió utilizando CellTiter 96 (Promega).
Simultáneamente, los esplenocitos estimulados por los mitógenos
instauraron la producción de citoquinas después de estimuación
mediante ConA (2,5 \mug/ml) y lipopolisacárido (LPS) (2,5
\mug/ml). Se recuperaron los sobrenadantes después de 24 y 48
horas, y se ensayaron en cuanto a la producción del Factor -
\alpha de Necrosis Tumoral (TNF-\alpha) y de la
interleucina-2 (IL-2), utilizando el
procedimiento directo de ELISA. Los sobrenadantes procedentes de
las células no estimuladas sirvieron como controles. Los resultados
se expresan como pg/ml de TNF-\alpha (la
sensibilidad del ensayo es <25 pg/ml) o IL-2 (la
sensibilidad del ensayo es < 3 pg/ml). Tal como se aprecia en
las Figs 10A y 10B, respectivamente, los niveles de TNF e
IL-2 en los esplenocitos estimulados por ConA y LPS
fueron significativamente elevados en los animales tratados con
swainsonina, comparados con los controles tratados
quimioterapéuticamente y con PBS (sin tratamiento).
Para establecer una ventaja para la vía oral de
administración, la swainsonina se incubó in vitro en
contenidos gástricos simulados durante varios períodos de tiempo
(1, 2, 4, 24, 48 y 72 horas), determinándose la "estabilidad
oral" de la swainsonina. Esta se incubó también en ácido
clorhídrico (pH2) que contenía el principal enzima gástrico
digestivo, la pepsina. Los ensayos de estabilidad in vitro
han mostrado que la swainsonina es estable bajo estas duras
condiciones durante las 72 horas.
Se determinaron las propiedades de carga tumoral
y eficacia antitumoral de formulaciones DSPC/Chol y SM/Chol
liposómicas de vincristina, en ratones injertados con tumores
humanos sólidos de células escamosas A431. Estos experimentos se
emprendieron para asegurar que los resultados positivos observados
en el modelo murino de tumor P388 ascítico representaban otros tipos
tumorales. A ratones SCID que portaban tumores A431 humanos sólidos
de 100 -200 mg se les inyectó intravenosamente con vincristina
libre o con liposomas DSPC/Chol o SM/Chol que contenían vincristina.
Los liposomas DSPC/Chol y SM/Chol que encapsulaban vincristina se
prepararon como en el Ejemplo II. La encapsulación de vincristina
en los liposomas DSPC/Chol y SM/Chol aumentó la cantidad de
vincristina que permanecía en la circulación, 24 horas después de la
administración, en 28 y 87 veces, respectivamente, comparada con la
vincristina libre (Fig 11A). Tal como se observó en los ratones
BDF1 que portaban tumores P388, la cantidad de vincristina que
permaneceía en la circulación en los liposomas SM/Chol a las 24
horas después de la inyección, fue aproximadamente 3 veces mayor
que para la vincristina encapsulada en los liposomas DSPC/Chol (Fig
11A).
La mejora en la longevidad de la circulación de
la vincristina se correlacionó con aumentos en la carga de la
vincristina en los tumores A431 (Fig 11A). Específicamente, los
niveles de vincristina libre en los tumores A431 fueron los más
altos (0,856 mg/g tumores) a las 0,5 horas después de la inyección,
y disminuyeron hasta 0,32 mg/g tumor a las 24 horas (Fig 11B). La
encapsulación de la vincristina en los liposomas DSPC/Chol aumentó
la cantidad de vincristina en los tumores A431 a las 4 y 48 horas
después de la administración hasta 1,3-1,55 mg/g
tumor, respectivamente (Fig 11B). La encapsulación de la
vincristina en los liposomas SM/Chol dió lugar a un aumento
posterior en la administración de vincristina a los tumores A431 a
las 24 y 48 horas después de la inyección, a
2,8-3,2 mg/g tumor, lo que representa un aumento
doble respecto a la administración obtenida con los liposomas
DSPC/Chol. Tal como se observa en el modelo murino tumoral
ascítico, la proporción vincristina/lípidos observada en los
tumores A431 humanos sólidos fue muy similar a la observada en el
plasma. Es decir, que para la vincristina encapsulada en los
liposomas DSPC/Chol, las proporciones de vincristina/lipidos
(peso/peso) a las 24 horas después de la inyección, fueron de 0,022
en el plasma y de 0,029 en el tumor, mientras que para la
vincristina encapasulada en los liposomas SM/Chol, las proporciones
vincristina/lípidos fueron de 0,055 en el plasma y de 0,050 en el
tumor.
La eficacia antitumoral de la vincristina libre y
liposómica contra A431 estaba estrechamente correlacionada con la
acumulación de vincristina en el sitio del tumor (Fig 12). Los
ratones SCID que portaban los tumores A431 que no recibieron
tratamiento mostraron un aumento del 100% en el peso del tumor a los
4-5 días después de que se iniciase el tratamiento
y necesitaron que finalizara en un plazo de 10 días, cuando el
tumor excedía el 10% del peso corporal total. Los ratones SCID
portadores del tumor tratados con vincristina libre a 2,0 mg/kg
mostraron un breve retraso en el crecimiento tumoral (el aumento del
100% en el peso del tumor se alcanzó en 6-8 días)
pero necesitaron que finalizara a los 10- 12 días. En contraste, el
tratamiento con vincristina encapsulada en los liposomas DSPC/Chol
dió lugar a un retraso significativo en el crecimiento tumoral
(100% aumento en el peso tumoral a los 15-20 días,
finalización a los 21 días después del tratamiento). Esta terapia
se potenció posteriormente mediante un tratamiento único de
vincristina encapsulada en los liposomas SM/Chol. En este grupo de
tratamiento, se observó una disminución pequeña pero consecuente en
el tamaño tumoral. A los 15 días después de la inyección, se
palpaban pero no eran medibles varios tumores, y a los 33 días
después del tratamiento varios tumores no eran palpables. De los
cinco ratones (total de 10 tumores) tratados con vincristina
encapsulada en liposomas SM/Chol, 1 animal finalizó tempranamente,
debido a ulceración tumoral, no al crecimiento del tumor. De los
ocho tumores que permanecían a los 40 días después de la inyección
liposómica, el análisis histológico indicaba que los ocho tumores
eran carcinomas de células escamosas que se dividían activamente de
una masa indetectable mediante examen físico. Por tanto, el
tratamiento con la vincristina encapsulada en SM/Chol dio lugar a
una reducción significativa en el crecimiento tumoral, aunque
ninguno de los tumores originales se curó.
En resumen, la presente invención demuestra que
las formulaciones liposómicas de vincristina y otros alcaloides
basadas en vesículas de esfingomielina/colesterol, tienen varias
ventajas significativas respecto a las formulaciones que se basan
en vesículas DSPC/colesterol. Específicamente, las formulaciones
basadas en la esfingomielina/colesterol: (1) son mucho más estables
a la hidrólisis ácida, (2) tienen características de retención del
medicamento significativamente mejores, (3) se caracterizan por
cargas tumorales mejores y (4) muestran una eficacia antitumoral
significativamente mejor que los liposomas compuestos por DSPC/Chol
o SM/Chol/PEG-PE.
Claims (15)
1. Composición liposómica para la administración
de un compuesto terapéutico a un huésped mamífero, que comprende un
liposoma que tiene una o más membranas que comprenden
esfingomielina y colesterol, un interior liposómico que posee un pH
ácido que es menor que el del exterior liposómico, y un compuesto
terapéutico contenido en dicho liposoma para su administración al
huésped.
2. Composición liposómica según la reivindicación
1, en la que la esfingomielina y el colesterol se encuentran
en una proporción molar de esfingomielina/colesterol de 75/25%
mol/% mol a 30/50 mol%/% mol de esfingomielina/colesterol.
3. Composición liposómica según la reivindicación
2, en la que la esfingomielina y el colesterol se encuentran
en una proporción molar de esfingomielina/colesterol de 70/30%
mol/% mol a 40/45 mol%/% mol de esfingomielina/colesterol.
4. Composición liposómica según la reivindicación
3, en la que la esfingomielina y el colesterol se encuentran en una
proporción de aproximadamente 55/45% mol/% mol de
esfingomielina/colesterol.
5. Composición liposómica según cualquiera de las
reivindicaciones anteriores, en la que el compuesto terapéutico
lipofílico es un alcaloide.
6. Composición liposómica según la revindicación
5, en la que el alcaloide se selecciona de entre la vincristina,
vinblastina, swainsonina o etopósido, o sus
pro-medicamentos.
7. Composición liposómica según la reivindicación
5, en la que el alcaloide es la vincristina.
8. Composición liposómica según la reivindicación
7, en la que la vincristina se encuentra en una proporción
medicamento/lípidos comprendida entre aproximadamente 0,01/1,0 a
0,2/1,0 (peso/peso).
9. Composición liposómica según cualquiera de las
reivindicaciones anteriores, que comprende además por lo menos un
lípido seleccionado de entre fosfatidilcolina,
fosfatidiletanolamina, fosfatidilserina, fosfatidilglicerol, ácido
fosfatídico, cardiolipina, fosfatidilinositol, ceramida, cerebrósido
y gangliósido.
10. Composición liposómica según cualquiera de
las reivindicaciones anteriores, en la que los liposomas son
unilamelares.
11. Composición liposómica según cualquiera de
las reivindicaciones anteriores, en la que los liposomas presentan
unos diámetros medios de aproximadamente 0,05 \mum
(micras)a 0,45 \mum (micras).
12. Composición liposómica según cualquiera de
las reivindicaciones 1 a 10, en la que los liposomas presentan unos
diámetros medios de aproximadamente 0,05 \mum (micras) a 0,2
\mum (micras).
13. Composición liposómica según cualquiera de
las reivindicaciones anteriores, en la que el interior comprende un
tampón citrato con un pH de 4,0 aproximadamente.
14. Liposoma para la administración de un
compuesto terapéutico, producido mediante el procedimiento
siguiente:
formación de un liposoma a partir de una mezcla
que comprende esfingomielina y colesterol, en una primera solución
acuosa tamponada que posee un pH ácido superior a 2; y
suspensión del liposoma en una segunda solución
tamponada que posee un pH que es superior al de la primera solución
acuosa tamponada, de modo que se forma un gradiente transmembranal
de pH que facilita la transferencia del compuesto terapéutico al
liposoma, en el que el interior del liposoma que contiene el
compuesto terapéutico, se encuentra a un pH comprendido entre 2 y
6.
15. Liposoma producido mediante el procedimiento
según la reivindicación 14, en el que el procedimiento comprende
además la etapa de separación del liposoma que contiene el
compuesto terapéutico, del segundo tampón que contiene el compuesto
terapéutico que no ha sido atrapado por el liposoma.
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