ES2284620T3 - Proceso para la produccion de beta-amino alcoholes opticamente activos. - Google Patents

Proceso para la produccion de beta-amino alcoholes opticamente activos. Download PDF

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Abstract

Un proceso para la producción de un beta-amino alcohol ópticamente activo, comprendiendo dicho proceso permitir actuar a al menos un microorganismo seleccionado del grupo que consiste en microorganismos que pertenecen al género Morganella, el género Microbacterium, el género Sphingobacterium, el género Nocardioides, el género Mucor, el género Absidia, el género Aspergillus, el género Penicillium, el género Grifola, el género Eurotium, el género Ganoderma, el género Hypocrea, el género Helicostylum, el género Verticillium, el género Fusarium, el género Tritirachium, el género Mortierella, el género, Armillariella, el género Cylindrocarpon, el género Klebsiella, el género Aureobacterium, el género Xanthomonas, el género Pseudomonas, el género Mycobacterium, el género Sporobolomyces, el género Sporidiobolus, el género Amycolatopsis, el género Coprinus, el género Serratia, el género Rhodococcus y el género Rhodotorula en una mezcla enantiomérica de de una alfa-aminocetona o una sal de la misma, que presenta la fórmula general (I):** ver fórmula** en la que las X pueden ser iguales o diferentes y representan un miembro seleccionado del grupo que consiste en un átomo de halógeno, alquilo inferior, hidroxilo opcionalmente protegido con un grupo protector, nitro y sulfonilo; n representa un entero de 0 a 3; R1 representa un alquilo inferior; R2 y R3 pueden ser iguales o diferentes y representan un miembro seleccionado del grupo que consiste en un átomo de hidrógeno y un alquilo inferior; siendo el alquilo inferior un alquilo de uno a seis carbonos; y "*" representa un carbono asimétrico, para producir un compuesto beta-amino alcohol ópticamente activo con la actividad óptica deseada que tiene la fórmula general (II): ** ver fórmula**en la que X, n R1, R2, R3 y "*" son como se han definido antes.

Description

Proceso para la producción de \beta-amino alcoholes ópticamente activos.
La presente invención se refiere a un proceso para producir \beta-amino alcoholes ópticamente activos. Más en particular, se refiere a un proceso para producir \beta-amino alcoholes ópticamente activos que son valiosos como fármacos, o sus productos intermedios.
Antecedentes en la técnica
Las efedrinas para fines de la transpiración, antipirexia y calmante de la tos llevan utilizándose desde hace tiempo y en particular, se sabe que d-pseudoefedrina posee una acción anti-inflamatoria. Se conoce la acción farmacológica, como por ejemplo vasoconstricción, elevación de la presión sanguínea, o transpiración para la 1-efedrina y se utiliza en terapia como agente simpatomimético. 1-efedrina también se utiliza en el tratamiento de asma bronquial. Específicamente, los procesos para la producción de \beta-amino alcoholes ópticamente activos, incluyendo efedrinas ópticamente activas, son útiles para la fabricación de fármacos y sus productos intermedios; por lo tanto, existe la necesidad de contar con procesos de producción eficientes.
En el proceso convencional para producir \beta-amino alcohol con la actividad óptica deseada, se ha utilizado un proceso en el que se obtiene un \beta-amino alcohol racémico y después se produce la forma ópticamente activa específica por resolución óptica o por síntesis asimétrica, entre otros.
No obstante, dado que el \beta-amino alcohol racémico tiene dos carbonos asimétricos dentro de su molécula, se han de seguir etapas complicadas para obtener la forma ópticamente activa específica. Por ejemplo, de acuerdo con Ger. (East) 13683 (27 de agosto de 1957), se produjo fenilacetilcarbonil ópticamente activo a partir de benzaldehído por fermentación utilizando levadura y se podría producir eritro-1-2-metilamino-1-fenil-1-propanol (es decir, 1-efedrina) por condensación reductiva de metilamina en el fenilacetilcarbinol ópticamente activo.
Para obtener pseudoefedrina, es posible la producción que se describe en la patente EE.UU. Nº 4.237.304: se forma una oxazolina a partir de 1-efedrina producida a través del método descrito en Ger (East) 13683 (27 de agosto de 1957), utilizando anhídrido acético y después se hidroliza la oxazolina por inversión a la forma treo (es decir d-pseudoefedrina).
Tal como se ha señalado antes, para producir pseudoefedrina con la actividad óptica deseada a partir de 2-metil-amino-1-fenil-1-propanona, son necesarias etapas para producir la efedrina en la forma eritro ópticamente activa y despues invertirla a la forma treo. Según esto, surgen problemas en cuanto a que crece el número de etapas y ello conlleva complicación y un rendimiento menor.
Por otra parte, en la producción de la pseudoefedrina, si bien se produce una sustancial cantidad de diastereómeros como subproductos durante la reducción de la cetona de partida, la recuperación de los diastereómeros para su uso como materia prima resulta difícil, lo que es desventajoso desde el punto de vista económico.
Asimismo, según el método que se describe en la publicación de JP, 8-98697, A, es posible producir un derivado de 2-amino-1-feniletanol ópticamente activo a partir de un compuesto 2-amino-1-feniletanol que tiene un átomo de carbono asimétrico dentro de su molécula a través del uso de un microorganismo específico. El estado de la técnica actual es sin embargo que no existe ningún proceso eficiente para producir un \beta-amino alcohol que tenga dos átomos de carbono asimétricos.
Descripción de la invención
La presente invención se ha realizado a la vista de las circunstancias expuestas y tiene como objetivo la producción de un \beta-amino alcohol con la actividad óptica deseada a partir de una mezcla enantiómera de un compuesto de \alpha-aminocetona, o su sal, en un alto rendimiento, así como de una manera altamente selectiva con un proceso sencillo al tiempo que se previene suficientemente la generación de subproductos diastereoméricos.
Los autores de la presente invención han realizado un estudio exhaustivo para resolver los problemas mencionados; en consecuencia se ha descubierto que al utilizar microorganismos específicos se podría reducir solamente un enantiómero de la mezcla enantiomérica de un compuesto \alpha-aminocetona, o su sal, para producir solamente el tipo deseado entre los cuatro tipos correspondientes de \beta-amino alcohol en un alto rendimiento además de hacerlo de una forma altamente selectiva. Esto ha llevado a completar la presente invención.
Específicamente, el proceso para producir un \beta-amino alcohol ópticamente activo de acuerdo con la presente invención consiste en un proceso para producir un \beta-amino alcohol ópticamente activo que se caracteriza por permitir actuar a al menos un microorganismo seleccionado del grupo que consiste en microorganismos que pertenecen al género Morganella, el género Microbacterium, el género Sphingobacterium, el género Nocardioides, el género Mucor, el género Absidia, el género Aspergillus, el género Penicillium, el género Grifola, el género Eurotium, el género Ganoderma, el género Hypocrea, el género Helicostylum, el género Verticillium, el género Fusarium, el género Tritirachium, el género Mortierella, el género, Armillariella, el género Cylindrocarpon, el género Klebsiella, el género Aureobacterium, el género Xanthomonas, el género Pseudomonas, el género Mycobacterium, el género Sporobolomyces, el género Sporidiobolus, el género Amycolatopsis, el género Coprinus, el género Serratia, el género Rhodococcus y el género Rhodotorula en una mezcla enantioméricade una \alpha-aminocetona o una sal de la misma, que presenta la fórmula general (I):
1
en la que las X pueden ser iguales o diferentes y representan un miembro seleccionado del grupo que consiste en un átomo de halógeno, alquilo inferior, hidroxilo opcionalmente protegido con un grupo protector, nitro y sulfonilo; n representa un entero de 0 a 3; R^{1} representa un alquilo inferior; R^{2} y R^{3} pueden ser iguales o diferentes y representan un miembro seleccionado del grupo que consiste en un átomo de hidrógeno y un alquilo inferior; siendo el alquilo inferior un alquilo de uno a seis carbonos; y "*" representa un carbono asimétrico,
para producir un compuesto \beta-amino alcohol ópticamente activo con la actividad óptica deseada que tiene la fórmula general (II):
2
en la que X, n, R^{1}, R^{2}, R^{3} y "*" son como se han definido antes.
El microorganismo según la invención consiste preferiblemente en al menos un microorganismo seleccionado del grupo que consiste en microorganismos que pertenecen a Morganella morganii, Microbacterium arborescens, Sphingobacterium multivorum, Nocardioides simplex, Mucor ambiguus, Mucor javanicus, Mucor fragilis, Absidia lichtheimi, Aspergillus awamori, Aspergillus niger, Aspergillus oryzae, Aspergillus candidus, Aspergillus oryzae var. oryzae, Aspergillus foetidus var. acidus, Penicillium oxalicum, Grifola frondosa, Eurotium repens, Ganoderma lucidum, Hypocrea gelatinosa, Helicostylum nigricans, Verticillum fungicola var. fungicola, Fusarium roseum, Tritirachium oryzae, Mortierella isabellina, Armillariella mellea, Cylindrocarpon sclerotigenum, Klebsiella pneumoniae, Aureobacterium esteraromaticum, Xanthomonas sp., Pseudomonas putida, Mycobacterium smegmatis, Mycobacterium diernhoferi, Mycobacterium vaccae, Mycobacterium phlei, Mycobacterium fortuitum, Mycobacterium chlorophenolicum, Sporobolomyces salmonicolor, Sporobolomyces coraliformis, Sporodiobolus johnsonii, Amycolatopsis alba, Amycolatopsis azurea, Amycolatopsis coloradensis, Amicolatopsis orientalis lurida, Amycolatopsis orientalis orientalis, Coprinus rhizophorus, Serratia marcescens, Rhodococcus erythropolis, rhodococcus Rhodochrous y Rhodotorula aurantiaca.
En la presente invención el microorganismo es preferiblemente al menos un microorganismo seleccionado del grupo que consiste en microorganismos que pertenecen al género Morganella, el género Microbacterium, el género Sphingobacterium, el género Nocardioides, el género Mucor, el género Absidia, el género Aspergillus, el género Penicillium, el género Grifola, el género Eurotium, el género Ganoderma, el género Hypocrea, el género Helicostylum, el género Verticillium, el género Fusarium, el género Tritirachium, el género Mortierella, el género, Armillariella, el género Cylindrocarpon, el género Klebsiella, el género Aureobacterium, el género Xanthomonas, el género Pseudomonas, el género Mycobacterium, el género Sporobolomyces, el género Sporidiobolus, y el género Rhodococcus.
Más específicamente, es preferible un microorganismo seleccionado del grupo que consiste en microorganismos que pertenecen a Morganella morganii, Microbacterium arborescens, Sphingobacterium multivorum, Nocardioides simplex, Mucor ambiguus, Mucor javanicus, Mucor fragilis, Absidia lichtheimi, Aspergillus awamori, Aspergillus niger, Aspergillus oryzae, Aspergillus candidus, Aspergillus oryzae var. oryzae, Aspergillus foetidus var. acidus, Penicillium oxalicum, Grifola frondosa, Eurotium repens, Ganoderma lucidum, Hypocrea gelatinosa, Helicostylum nigricans, Verticillium fungicola var. fungicola, Fusarium roseum, Tritirachium oryzae, Mortierella isabellina, Armillariella mellea, Cylindrocarpon sclerotigenum, Klebsiella pneumoniae, Aureobacterium esteraromaticum, Xanthomonas sp., Pseudomonas putida, Mycobacterium smegmatis, Mycobacterium diernhoferi, Mycobacterium vaccae, Mycobacterium phlei, Mycobacterium fortuitum, Mycobacterium chlorophenolicum, Sporobolomyces salmonicolor, Sporobolomyces coraliformis, Sporodiobolus johnsonii. Al utilizar dichos microorganismos, se suelen obtener los (1S,2S)-amino alcoholes en procesos sencillos como los \beta-ámino alcoholes representados por la fórmula (II) en altos rendimientos y también de una forma muy selectiva.
Por otra parte, el microorganismo es preferiblemente al menos un microorganismo seleccionado del grupo que consiste en microorganismos que pertenecen al género Amycolaptopsis, el género Coprinus, el género Serratia y el género Rhodotorula. Más específicamente, es preferible un microorganismo seleccionado del grupo que consiste en microorganismos que pertenecen a Amycolatopsis alba, Amycolatopsis azurea, Amycolatopsis coloradensis, Amycolatopsis orientalis lurida, Amycolatopsis orientalis orientalis, Coprinus rhizophorus, Serratia marcescens y Rhodotorula aurantiaca. Al utilizar dichos microorganismos, se suele obtener (1R, 2R)-aminoalcoholes en procesos sencillos como \beta-amino alcoholes ópticamente activos representados por la fórmula general (II) en altos rendimientos así como de una manera muy selectiva.
Asimismo, según la presente invención, se puede cultivar el microorganismo en un medio al que se ha añadido un inductor de actividad que presenta la fórmula general (III):
3
en la que R^{4} representa un alquilo inferior; R^{5} y R^{6} pueden ser iguales o diferentes y representan cada uno de ellos un átomo de hidrógeno, alquilo inferior o acilo; e Y representa C=O ó CH-OH, siendo el alquilo inferior un alquilo de uno a seis carbonos. La mediación de dicho inductor de actividad hace más eficiente la producción de un \beta-amino alcohol ópticamente activo.
Breve descripción de los gráficos
Las figuras 1A a 1D son representaciones en las que se muestran las estructuras de los \beta-amino alcoholes ópticamente activos que se describen más adelante, incluyendo sus configuraciones absolutas.
La figura 1A representa un \beta-amino alcohol con la configuración (1S, 2S) obtenida según la invención.
La figura 1B representa la (1S,2S)-(+)-pseudoefedrina obtenida según la invención.
La figura 1C representa un \beta-amino alcohol con la configuración (1R, 2R) obtenido según la invención.
La figura 1D representa una (1R, 2R)-(1-)-pseudoefedrina obtenida según la invención.
Mejor modo de realización de la invención
A continuación, se describen los modos de realización preferibles de la presente invención.
El proceso para producir un \beta-amino alcohol ópticamente activo según la invención consiste es un proceso para producir un \beta-amino alcohol ópticamente activo que se caracteriza porque se deja actuar a al menos un microorganismo seleccionado del grupo que consiste en microorganismos que pertenecen al género Morganella, el género Microbacterium, el género Sphingobacterium, el género Nocardioides, el género Mucor, el género Absidia, el género Aspergillus, el género Penicillium, el género Grifola, el género Eurotium, el género Ganoderma, el género Hypocrea, el género Helicostylum, el género Verticillium, el género Fusarium, el género Tritirachium, el género Mortierella, el género, Armillariella, el género Cylindrocarpon, el género Klebsiella, el género Aureobacterium, el género Xanthomonas, el género Pseudomonas, el género Mycobacterium, el género Sporobolomyces, el género Sporidiobolus, el género Amycolatopsis, el género Coprinus, el género Serratia, el género Rhodococcus y el género Rhodotorula en una mezcla enantiomérica de un compuesto de \alpha-aminocetona, o una sal del mismo, que presenta la fórmula general (I):
4
en la que las X pueden ser iguales o diferentes y representan un miembro seleccionado del grupo que consiste en un átomo de halógeno, alquilo inferior, hidroxilo opcionalmente protegido con un grupo protector, nitro y sulfonilo; n representa un entero de 0 a 3; R^{1} representa un alquilo inferior; R^{2} y R^{3} pueden ser iguales o diferentes y representan un miembro seleccionado del grupo que consiste en un átomo de hidrógeno y un alquilo inferior; siendo el alquilo inferior un alquilo de uno a seis carbonos; y "*" representa un carbono asimétrico,
para producir un compuesto \beta-amino alcohol ópticamente activo con la actividad óptica deseada que tiene la fórmula general (II):
5
en la que X, n, R^{1}, R^{2}, R^{3} y "*" son como se han definido antes.
El material de partida utilizado en el proceso para producir el \beta-amino alcohol ópticamente activo según la presente invención es una mezcla enantiomérica de un compuesto de \alpha-aminocetona o una sal del mismo que presenta la fórmula general (I) en la que las X pueden ser iguales o diferentes y representan un miembro seleccionado del grupo que consiste en un átomo de halógeno, alquilo inferior, hidroxilo opcionalmente protegido con un grupo protector, nitro y sulfonilo; n representa un entero de 0 a 3; R^{1} representa un alquilo inferior; R^{2} y R^{3} pueden ser iguales o diferentes y representan un miembro seleccionado del grupo que consiste en un átomo de hidrógeno y un alquilo inferior; y "*" representa un carbono asimétrico.
A continuación, se describe el Grupo X sustituyente contenido en la \alpha-aminocetona: los átomos de halógeno incluyen un átomo de flúor, un átomo de cloro, un átomo de bromo y un átomo de yodo.
Los grupos alquilo inferior son alquilos de uno a seis carbonos e incluyen metilo, etilo, propilo, isopropilo, butilo, isobutilo, s-butilo, t-butilo, pentilo, isopentilo, hexilo y similares. Pueden adoptar estructuras de cadena lineal o ramificada y pueden tener como sustituyente un átomo de halógeno como flúoro o cloro, hidroxilo, alquilo, amino o alcoxi.
Para el grupo protector del hidroxilo opcionalmente protegido con un grupo protector, se pueden mencionar entre otros, grupos protectores que se pueden eliminar por tratamiento con agua, que se pueden eliminar por hidrogenación, que se pueden eliminar con un catalizador ácido de Lewis o tiourea. Entre los grupos protectores se incluyen acilo que tiene opcionalmente un sustituyente, sililo que tiene opcionalmente un sustituyente, alcoxialquilo, alquilo inferior que tiene opcionalmente un sustituyente, bencilo, p-metoxibencilo, 2,2,2-tricloroetoxicarbonilo, aliloxicarbonilo, tritilo y similares.
Entre los grupos acilo se incluyen acetilo, cloroacetilo, dicloroacetilo, pivaloílo, benzoílo, p-nitrobenzoílo y similares; pueden tener también un sustituyente como hidroxilo, alquilo, alcoxi, nitro, un átomo de halógeno o similares. Los grupos sililo incluyen trimetilsililo, t-butildimetilsililo, triarilsililo y similares; también pueden tener un sustituyente como alquilo, arilo, hidroxilo, alcoxi, nitro, un átomo de halógeno o similares. Los grupos alquilo incluyen metoximetilo, 2-metoxietoximetilo y similares. Los grupos alquilo inferiores incluyen alquilos de uno a seis carbonos; se mencionan metilo, etilo, propilo, isopropilo, butilo, isobutilo, s-butilo, t-butilo, pentilo, isopentilo, hexilo, y similares. Pueden adoptar estructuras de cadena lineal o ramificada y pueden tener un sustituyente como un átomo de halógeno (incluyen flúoro y cloro), hidroxilo, alquilo, amino o alcoxi.
La X puede ser nitro o sulfonilo, específicamente se menciona metilsulfonilo, entre otros.
Además, el número n de X es un entero de 0 a 3; preferiblemente 0.
R^{1} en la fórmula general (I) representa alquilo inferior. Dichos alquilos inferiores son alquilos de uno a seis carbonos; se pueden mencionar metilo, etilo, propilo, isopropilo, butilo, isobutilo, s-butilo, t-butilo, pentilo, isopentilo, hexilo y similares. Estos pueden adoptar las estructuras de cadena lineal o ramificada.
R^{2} y R^{3} representa un átomo de hidrógeno o alquilo inferior. Los alquilos inferiores son alquilos de uno a seis carbonos; se mencionan metilo, etilo, propilo, isopropilo, butilo, isobutilo, s-butilo, t-butilo, pentilo, isopentilo, hexilo y similares. Pueden adoptar estructuras de cadena lineal o ramificada.
Las sales del compuesto de \alpha-aminocetona incluyen sales de ácidos orgánicos como hidrocloruro, sulfato, nitrato, fosfato y carbonato y sales de ácidos orgánicos como acetato y citrato.
La \alpha-aminocetona se puede sintetizar fácilmente por halogenación del \alpha-carbono del derivado 1-fenil cetona correspondiente (v.g., bromación) y sustituyendo por halógeno, como por ejemplo bromo, la amina (Ger (East) 11, 332, Mar. 12, 1956).
El microorganismo según la presente invención es un microorganismo que actúa en la mezcla enantiomérica de la \alpha-aminocetona representada por la fórmula general (I) o una sal de la misma. Dicho microorganismo se selecciona del grupo que consiste en microorganismos que pertenecen al género Morganella, el género Microbacterium, el género Sphingobacterium, el género Nocardioides, el género Mucor, el género Absidia, el género Aspergillus, el género Penicillium, el género Grifola, el género Eurotium, el género Ganoderma, el género Hypocrea, el género Helicostylum, el género Verticillium, el género Fusarium, el género Tritirachium, el género Mortierella, el género Armillariella, el género Cylindrocarpon, el género Klebsiella, el género Aureobacterium, el género Xanthomonas, el género Pseudomonas, el género Mycobacterium, el género Sporobolomyces, el género Sporidiobolus, el género Amycolatopsis, el género Coprinus, el género Serratia, el género Rhodococcus y el género Rhodotorula.
Específicamente, entre los preferibles se incluyen Morganella morganii IFO 3848, Microbacterium arborescens IFO 3750, Sphingobacterium multivorum IFO 14983, Nocardioides simplex IFO 12069, Mucor ambiguus IFO 6742, Mucor javanicus IFO 4570, Mucor fragilis IFO 6449, Absidia lichtheimi IFO 4009, Aspergillus awamori IFO 4033, Aspergillus niger IFO 4416, Aspergillus oryzae IFO 4177, Aspergillus oryzae IAM 2630, Aspergillus candidus IFO 5468, Aspergillus oryzae var. oryzae IFO 6215, Aspergillus foetidus var. acidus IFO 4121, Penicillium oxalicum IFO 5748, Grifola frondosa IFO 30522, Eurotium repens IFO 4884, Ganoderma lucidum IFO 8346, Hypocrea gelatinosa IFO 9165, Helicostylum nigricans IFO 8091, Verticillum fungicola var. fungicola IFO 6624, Fusarium roseum IFO 7189, Tritirachium oryzae IFO 7544, Mortierella isabellina IFO 8308, Armillariella mellea IFO 31616, Cylindrocarpon sclerotigenum IFO 31855, Klebsiella pneumoniae IFO 3319, Aureobacterium esteraromaticum IFO 3751, Xanthomonas sp. IFO 3084, Pseudomonas putida IFO 14796, Mycobacterium smegmatis IAM 12065, Mycobacterium diernhoferi IFO 14797, Mycobacterium vaccae IFO 14118, Mycobacterium phlei IFO 13160, Mycobacterium fortuitum IFO 13159, Mycobacterium chlorophenolicum IFO 15527, Sporobolomyces salmonicolor IFO 1038, Sporobolomyces coraliformis IFO 1032, Sporodiobolus johnsonii IFO 6903, Amycolatopsis alba IFO 15602, Amycolatopsis azurea IFO 14573, Amycolatopsis coloradensis IFO 15804, Amicolatopsis orientalis lurida IFO 14500, Amycolatopsis orientalis orientalis IFO 12360, IFO 12362. IFO 12806, Coprinus rhizophorus IFO 30197, Serratia marcescens IFO 3736, Rhodococcus erythropolis IFO 12540, Rhodococcus arythropolis MAK-34, Rhodococcus rhodochrous IFO 15564, Rhodococcus rhodochrous IAM 12126 y Rhodotorula aurantiaca IFO 0951 y similares.
El uso de dichos microorgnismos según la invención permite la producción de los compuestos de \beta-amino alcohol ópticamente activos correspondientes que presentan la fórmula general (II), teniendo dicho compuesto la actividad óptica deseada.
En la fórmula general (II), X, n, R^{1}, R^{2}, R^{3} y * son como se han definido para la fórmula general (I). Asimismo los \beta-amino alcoholes que tienen la actividad óptica deseada incluyen (1S, 2S)-amino alcohol, (1S, 2R)-amino alcohol, (1R, 2S)-amino alcohol y (1R,2R)-amino alcohol.
En la presente invención, el microorganismo es al menos uno seleccionado del grupo que consiste en microorganismos que pertenecen al género Morganella, el género Microbacterium, el género Sphingobacterium, el género Nocardioides, el género Mucor, el género Absidia, el género Aspergillus, el género Penicillium, el género Grifola, el género Eurotium, el género Ganoderma, el género Hypocrea, el género Helicostylum, el género Verticillium, el género Fusarium, el género Tritirachium, el género Mortierella, el género, Armillariella, el género Cylindrocarpon, el género Klebsiella, el género Aureobacterium, el género Xanthomonas, el género Pseudomonas, el género Mycobacterium, el género Sporobolomyces, el género Sporidiobolus, el género Rhodococcus. Más específicamente, es preferible un microorganismo seleccionado del grupo que consiste en Morganella morganii, Microbacterium arborescens, Sphingobacterium multivorum, Nocardioides simplex, Mucor ambiguus, Mucor javanicus, Mucor fragilis, Absidia lichtheimi, Aspergillus awamori, Aspergillus niger, Aspergillus oryzae, Aspergillus candidus, Aspergillus oryzae var. oryzae, Aspergillus foetidus var. acidus, Penicillium oxalicum, Grifola frondosa, Eurotium repens, Ganoderma lucidum, Hypocrea gelatinosa, Helicostylum nigricans, Verticillum fungicola var. fungicola, Fusarium roseum, Tritirachium oryzae, Mortierella isabellina, Armillariella mellea, Cylindrocarpon sclerotigenum, Klebsiella pneumoniae, Aureobacterium esteraromaticum, Xanthomonas sp., Pseudomonas putida, Mycobacterium smegmatis, Mycobacterium diernhoferi, Mycobacterium vaccae, Mycobacterium phlei, Mycobacterium fortuitum, Mycobacterium chlorophenolicum, Sporobolomyces salmonicolor, Sporobolomyces coraliformis, Sporiodiobolus johnsonii, Rhodococcus erythropolis, Rhodococcus rhodochrous. Al utilizar dichos microorganismos, se suelen obtener los (1S, 2S)-amino alcoholes en procesos simples como \beta-amino alcoholes ópticamente activos representados por la fórmula general (II) en altos rendimientos así como de una forma muy selectiva.
Por otra parte, en la presente invención, el microorganismo es preferiblemente al menos uno seleccionado del grupo que consiste en microorganismos que pertenecen al género Amycolatopsis, el género Coprinus, el género Serratia, el género Rhodococcus y el género Rhodotorula. Más específicamente, es más preferible un microorganismo seleccionado del grupo que consiste en microorganismos que pertenecen a Amycolatopsis alba, Amycolatopsis azurea, Amycolatopsis coloradensis, Amicolatopsis orientalis lurida, Amycolatopsis orientalis orientalis, Coprinus rhizophorus, Serratia marcescens, Rhodococcus erythropolis, rhodococcus rhodochrous y Rhodotorula aurantiaca. Al utilizar dichos microorganismos, se suelen obtener (1R, 2R)-amino alcoholes en procesos sencillos como \beta-amino alcoholes ópticamente activos representados por la fórmula general (II) en altos rendimientos y de una forma muy selectiva.
Por otra parte, los microorganismos según la invención incluyen bacterias que producen (1S,2S)-amino alcohol que producen selectivamente formas (1S, 2S) entre los compuestos \beta-amino alcohol ópticamente activos y bacterias que producen (1R,2R)-amino alcohol que producen selectivamente formas (1R,2R) entre los compuestos de \beta-amino alcohol ópticamente activos.
Al permitir la acción de la bacteria que produce (1S,2S)-amino alcohol, se pueden obtener por ejemplo d-treo-2-metilamino-1-fenilpropanol (d-pseudoefedrina), d-treo-2-dimetilamino-1-fenilpropanol (d-metilpseudoefedrina), (1S,
2S)-\alpha-(1-aminoetil)-bencilalcohol(d-norpseudoefedrina), (1S,2S)-1-(p-hidroxifenil)-2-metilamino-1-propanol, (1S,
2S)-\alpha-(1-aminoetil)-2,5-dimetoxi-bencilacohol, (1S,2S)-1-(m-hidroxifenil)-2-amino-1-propanol, (1S,2S)-1-(p-hidroxifenil)-2-amino-1-propanol, (1S,2S)-1-fenil-2-etilamino-1-propanol, (1S,2S)-1-fenil-2-amino-1-butanol y (1S,2S)-1-fenil-2-metilamino-1-butanol. Al permitir la acción de las bacterias que producen el (1R,2R)-aminoalcohol, se pueden obtener por ejemplo 1-treo-2-metilamino-2-fenilpropanol(1-pseudoefedrina), l-treo-2-dimetilamino-1-fenilpropanol (l-metilpseudoefedrina), (1R,2R)-\alpha-(1-aminoetil)-bencilalcohol(l-norpseudoefedrina), (1R,2R)-1-(p-hidroxifenil)-2-metilamino-1-propanol, (1R,2R)-\alpha-(l-aminoetil)-2,5-dimetoxi-bencilacohol, (1R,2R)-1-(m-hidroxifenil)-2-amino-1-propanol, (1R,2R)-1-(p-hidroxifenil)-2-amino-1-propanol, (1R,2R)-1-fenil-2-etilamino-1-propanol, (1R,2R)-1-fenil-2-amino-1-butanol y (1R,2R)-1-fenil-2-metilamino-1-butanol.
Adicionalmente, el (1S,2S)-1-(m-hidroxifenil)-2-amino-1-propanol obtenido se puede invertir para producir (1R,
2S)-1-(m-hidroxifenil)-2-amino-1-propanol (metaraminol).
Entre los microorganismos que se utilizan según la presente invención, aquellos a los que se les ha designado con números de acceso IFO se describen en la "Lista de Cultivos, 10ª edición (1966)" publicada por el Instituto para Fermentación (IFO) (organización no lucrativa) y son facilitados por IFO. Los microorganismos que se han designado con números de acceso IAM se describen en "Catalogo de Cepas, 1993" publicado por el Instituto de Biociencias Molecular y Celular, el Centro General de Células y Polímeros Funcionales, Universidad de Tokio y están disponibles en sus instalaciones de conservación. Asimismo, Rhodococcus erythropolis MAK-34 es un nuevo microorganismo aislado de la naturaleza y ha sido depositado en el Instituto Nacional de Biociencia y Tecnología Humana, Instituto Nacional de Ciencia y Tecnología Avanzada, METI con domicilio en 1-3, Higashi 1-Chome, Tsukuba, Ibaraki, JAPON (código postal: 305-8566) como FERM BP-7451 (la fecha del depósito original: 15 de febrero de 2001).
Para el microorganismo utilizado en la presente invención, se puede utilizar cualquier tipo de cepa de tipo silvestre, cepa mutante y cepas recombinantes derivadas a través de técnicas de ingeniería celular como fusión celular o a través de técnicas de ingeniería genética, como manipulación genética, siempre y cuando se trate de un microorganismo capaz de actuar como la mezcla enantiómera de un compuesto de \alpha-aminocetona de fórmula general (I) y producir el \beta-aminoalcohol ópticamente activo de fórmula general (II) correspondiente.
No existen limitaciones en particular en cuanto a las condiciones diferentes del cultivo de los microorganismos y se pueden llevar a cabo los métodos utilizados normalmente, en los que se cultivan bacterias, hongos y levaduras en medios adecuados, respectivamente. Normalmente, se pueden utilizar medios líquidos que contienen fuentes de carbono, fuentes de nitrógeno y otros nutrientes. Es posible utilizar cualquier fuente de carbono del medio siempre y cuando los microorganismos la puedan utilizar. Específicamente, se pueden utilizar azúcares como glucosa, fructosa, sacarosa, dextrina, almidón y sorbitol; alcoholes como metanol, etanol y glicerol; ácidos orgánicos como ácido fumárico, ácido cítrico, ácido acético y ácido propiónico y sus sales; hidrocarburos como parafinas y mezclas de los mencionados. Es posible utilizar cualquier fuente para la fuente de nitrógeno del medio siempre y cuando los microorganismos la puedan utilizar. Específicamente, se pueden emplear sales de amonio de ácidos inorgánicos como cloruro de amonio, sulfato de amonio y fosfato de amonio; las sales de amonio de ácidos orgánicos como fumarato de amonio y citrato de amonio; las sales de ácido nítrico como nitrato sódico y nitrato potásico; compuestos orgánicos e inorgánicos con contenido en nitrógeno como extracto de buey, extracto de levadura, extracto de malta y peptona; y mezclas de los mencionados. Asimismo, se pueden añadir fuentes de nutrición apropiadamente al medio, como las que se emplean en los cultivos normales, incluyendo sales inorgánicas, sales de metales menores y vitaminas. Se puede añadir también al medio, una sustancia para inducir la actividad de un microorganismo, una sustancia de tampón efectiva para mantener el pH, o similares.
Las sustancias para inducir la actividad de un microorganismo incluyen un inductor de actividad que presenta la fórmula general (III):
6
en la que R^{4} representa alquilo inferior; R^{5} y R^{6} pueden ser iguales o diferentes y cada uno de ellos representa un átomo de hidrógeno, un alquilo inferior; o acilo; Y representa C=O o CH-OH, siendo el alquilo inferior un alquilo de seis carbonos.
Los grupos alquilo inferior y acilo incluyen los que se han definido anteriormente, respectivamente. Específicamente, entre los inductores de actividad preferibles se incluyen 1-amino-2-propanol, 1-amino-2-hidroxibutano, 1-acetilamino-2-propanol, 1-metilamino-2-propanol, 1-amino-2-oxopropano, 2-amino-3-hidroxibutano, y similares. Cuando están presentes carbonos asimétricos en estos compuestos, los compuestos pueden ser formas ópticamente activas y racematos, y se pueden seleccionar apropiadamente. La adición de estos inductores de actividad al medio induce a la actividad de los microrganismos y la subsiguiente generación de \beta-amino alcoholes ópticamente activos para un progreso de mayor eficiencia en comparación con los casos en los que no existe tal adición. Los inductores de actividad pueden utilizarse individualmente, o se pueden utilizar como una mezcla de varios inductores. Los niveles de adición de dichos inductores de actividad están comprendidos deseablemente entre 0,01 y 10% en peso en relación con el medio.
El cultivo de los microorganismos puede llevarse a cabo en condiciones adecuadas para su crecimiento. Específicamente, se puede realizar a un pH del medio de 3-10, preferiblemente a un pH 4-9, a una temperatura de 0-50ºC, preferiblemente 20-40ºC. El cultivo de los microorganismos puede llevarse a cabo en condiciones aeróbicas o en condiciones anaeróbicas. El período de cultivo está comprendido preferiblemente entre 10 y 150 horas y deberá determinarse apropiadamente para los microorganismos correspondientes.
El método de reacción en la producción de los \beta-amino alcoholes según la invención no está limitado en particular siempre y cuando sea un método en virtud del cual el microorganismo actúe sobre la mezcla enantiómera del compuesto \alpha-amino cetona que tiene la fórmula general (I) o una mezcla de los mismos para producir el compuesto \beta-amino alcohol ópticamente activo correspondiente que tiene la fórmula general (II). Se deja comenzar la reacción mezclando células bacterianas lavadas con tampón o agua en una solución acuosa de la \alpha-aminocetona de partida.
Las condiciones de reacción se pueden seleccionar a partir de una amplia gama dentro de las cuales no se dañe la generación del compuesto \beta-amino alcohol ópticamente activo que presenta la fórmula general (II). La cantidad de células bacterianas está comprendida preferiblemente entre 1/100 y 1000 veces más, más preferiblemente 1/10 a 100 veces más la de la aminocetona racémica. La concentración de la amino cetona racémica que es sustrato es preferiblemente de 0,01 a 20%, más preferiblemente de 0,1 a 10%. Por otra parte, el pH de la solución de reacción está comprendido preferiblemente entre 5 y 9, más preferiblemente entre 6 y 8; la temperatura de reacción está comprendida preferiblemente entre 10 y 50ºC, más preferiblemente entre 20 y 40ºC. Adicionalmente, el período de reacción está comprendido preferiblemente entre 5 y 150 horas y deberá determinarse apropiadamente para los microorganismos correspondientes.
Para que la reacción progrese de una manera más eficiente, se pueden añadir azúcares (v.g. glucosa), ácidos orgánicos (v.g., ácido acético) y sustancias de energía (v.g., glicerol). Se pueden utilizar respectivamente en solitario o mezclándolas. El nivel de adición es preferiblemente de 1/10 a 10 veces más el del sustrato. Se pueden añadir también co-enzimas. Se pueden utilizar co-enzimas como dinucleótido de nicotinamida adenina (NAD), dinucleótido de nicotinamida adenina reducido (NADH), fosfato de dinucleótido de nicotinamida adenina (NADP) y fosfato de dinucleótido de nicotinamida adenina reducido (NADPH) en solitario o como una mezcla de los mismos. El nivel de adición es preferiblemente de 1/1000 a 1/5 veces más el de la aminocetona racémica. Además de estas co-enzimas, es posible añadir también enzimas de regeneración de co-enzima, como glucosa dehidrogenasa; el nivel de adición es preferiblemente de 1/100 a 10 veces más la aminocetona racémica. Asimismo, se pueden combinar para su uso azúcares (v.g., glucosa), ácidos orgánicos (v.g., ácido acético), y sustancias de energía (v.g., glicerol), co-enzimas, enzimas de regeneración de co-enzima y sustratos para las enzimas de regeneración de co-enzima. Estas sustancias se acumulan de manera natural en células bacterianas, pero cuando su adición, según se requiera, aumenta la velocidad y rendimiento de la reacción, se pueden seleccionar apropiadamente.
Por otra parte, cuando se añade determinada sal de manera que la solución de reacción puede ser tal como se ha descrito antes y se deja reaccionar la solución de reacción en tales condiciones, se puede acelerar la racemización del isómero de \alpha-aminocetona sin reaccionar y su conversión al enantiómero que sirve como sustrato para el micoorganismo puede progresar con más eficiencia. Esto suele producir el amino alcohol objetivo en un alto rendimiento de 50% o más a partir del material de partida.
Las sales para acelerar la racemización de las \alpha-aminocetonas sin reaccionar pueden ser sales de ácidos débiles como acetato, tartrato, benzoato, citrato, malonato, fosfato, carbonato, p-nitrofenolato, sulfito y borato. Preferiblemente, se utilizan fosfatos (v.g., dihidrogenfosfato sódico, dihidrogenfosfato potásico y dihidrogenfosfato amonónico), carbonatos (v.g., carbonato sódico, hidrogencarbonato sódico, carbonato potásico y carbonato amónico), citratos (v.g., citrato sódico, citrato potásico y citrato amónico), por ejemplo. Se pueden utilizar también estas mezclas y, deseablemente, se añaden tampones con un pH de 6,0 a 8,0 para dar concentraciones finales comprendidas entre 0,01 y 1 M. Por ejemplo, en el caso de un fosfato, se mezclan deseablemente dihidrogen fosfato sódico y monohidrogenfosfato sódico en una relación de 9:1 a 5:95.
Los \alpha-amino alcoholes ópticamente activos producidos a través de la reacción pueden purificarse a través de medios de separación/purificación convencionales. Por ejemplo, se pueden obtener \beta-amino alcoholes ópticamente activos, directamente desde la solución de reacción o tras la separación de células bacterianas, a través de métodos de purificación normales como, por ejemplo, separación de membrana o extracción con un disolvente orgánico (v.g., tolueno y cloroformo), cromatografía de columna, concentración a una presión reducida, destilación, recristalización y cristalización.
Se puede determinar la actividad óptica del \beta-amino alcohol ópticamente activo así producido por cromatografía de líquidos de alto rendimiento (HPLC).
Ejemplos
A continuación, se describirá la invención de manera más concreta con ejemplos; no obstante, el marco de la invención no queda limitado con dichos ejemplos.
Ejemplo de preparación 1
Preparación de dl-2-metilamino-1-fenil-1-propanona
Se añadió bromo (51,6 ml), gota a gota, a una mezcla de 1-fenil-1-propanona (134 g), carbonato sódico (42 g) y agua (200 ml) y se dejó que tuviera lugar la reacción a 70ºC durante 3 horas para dar una mezcla de reacción. Se añadió a la mezcla de reacción solución acuosa de monometilamina al 40% (350 ml). Después de dejar que reaccionar a 40ºC durante 1 hora, se extrajo el producto de reacción en cloroformo (11). A continuación, se extrajo el producto de reacción en la capa de cloroformo con ácido clorhídrico diluido (100 ml), y se añadió carbono activo (3 g) a la capa acuosa, y se filtró. Se concentró el filtrado para dar hidrocloruro de dl-2-metilamino-1-fenil-1-propanona (89 g).
Ejemplo 1 Producción de d-(1S,2S)-pseudoefedrina
Se inoculó Microbacterium arborescens IFO 3750 a un medio (5 ml) que contenía 1% de glucosa, 0,5% de peptona y 0,3% de extracto de levadura y se realizó el cultivo con agitación a 30ºC durante 48 horas. Después de centrifugar la solución cultivada para dar células bacterianas, se colocaron las células en un tubo de ensayo. Se añadió a esto tampón fosfato sódico 0,1 M (pH 7,0, 1 ml) y se suspendió. Se añadió a esto hidrocloruro de dl-2-metilamino-1-fenil-1-propanona (1 mg) y se dejó que tuviera lugar la reacción con agitación a 30ºC durante 24 horas. Tras la reacción, se centrifugó la solución de reacción para eliminar las células bacterianas y se sometió el sobrenadante a HPLC para dar pseudoefedrina ópticamente activa: \mu Bondapakphenyl fabricado por Waters Inc; diámetro 4 mm; longitud 300 mm; eluyente- tampón fosfato sódico 0,05 M (con un contenido de 7% de acetonitrilo); pH 5,0; velocidad de flujo de 0,8 ml/min; y longitud de onda de detección a 220 nm.
Se determinó la configuración absoluta y la pureza óptica con HPLC (Column Sumichiral AGP fabricado por Sumika Chemical Analysis Service; diámetro de 4 mm; longitud de 150 mm; tampón fosfato sódico 0,03 M; pH 7,0; velocidad de flujo de 0,5 ml/min; y longitud de onda de luz de detección a 220 nm). En consecuencia, sólo se obtuvo d-pseudoefedrina selectivamente, tal como se muestra en la tabla 1.
Más adelante se muestran las cantidades producidas en lo que se refiere a las cantidades de hidrocloruro convertido.
Ejemplos 2 a 12
Producción de d-(1S,2S)-pseudoefedrina
A excepción de que se utilizaron los microorganismos que se muestran en la tabla 1 en lugar de Microbacterium arborescens IFO 3750, se obtuvo pseudoefedrina ópticamente activa de manera similar al ejemplo 1. En consecuencia, solamente se obtuvo d-pseudoefedrina selectivamente, tal como se muestra en la tabla 1.
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(Tabla pasa a página siguiente)
TABLA 1
7
Ejemplos 13 a 37
Producción de d-(1S,2S)-pseudoefedrina
A excepción de que se utilizaron los microorganismos que se indican en la tabla 2 en lugar de Microbacterium arborescens IFO 3750, se obtuvo pseudoefedrina ópticamente activa de manera similar al ejemplo 1. En la tabla 2 se muestran las cantidades producidas y las purezas ópticas de pseudoefedrina.
TABLA 2
8
Ejemplo 38 Producción de d-(1S,2s)-pseudoefedrina
Se inoculó Morganella morganii IFO 3848 a un medio que contenía 1% de glucosa, 0,5% de peptona y 0,3% de extracto de levadura y se realizó el cultivo por agitación aeróbicamente a 30ºC durante 48 horas. A continuación, se centrifugó la solución de cultivo (5 ml) para dar células bacterianas, se secaron las células al aire y se suspendieron las células bacterianas secadas resultantes en 1 ml de tampón Tris ácido clorhídrico 0,05 M (pH 7,5). Se añadieron a la suspensión celular bacteriana deshidratada mencionada glucosa (50 mg), glucosa dehidrogenasa (0,2 mg), NADP (0,6 mg), NAD (0,6 mg) e hidrocloruro de dl-2-metilamino-1-fenil-1-propanona (10 mg) y se llevó a cabo la agitación de reciprocación a 28ºC y a 300 rpm. Después de dejar reaccionar durante 48 horas, se midió la solución de reacción para determinar la cantidad producida y la actividad óptica de pseudoefedrina por HPLC de manera similar a la del ejemplo 1. En consecuencia, solamente se obtuvo d-pseudoefedrina selectivamente, tal como se muestra en la
tabla 3.
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TABLA 3
9
Ejemplo 39 Producción de hidrocloruro de d-(1S,2S)-pseudoefedrina
Se inoculó Mycobacterium smegmatis IAM-12065 a un medio que contenía 1% de glucosa, 0,5% de peptona y 0,3% de extracto de levadura y se llevó a cabo el cultivo por agitación aeróbicamente, a 30ºC durante 48 horas. A continuación, se centrifugó la solución cultivada (1 litro) para dar células bacterianas, se suspendieron las células en 50 ml de agua y, tras la adición de hidrocloruro de dl-2-metilamino-1-fenil-1-propanona (0,5 g), se llevó a cabo la agitación por reciprocación a 30ºC y a 150 rpm. 100 horas después de comenzar a agitar, se produjeron 7,0 g/l de d-pseudoefedrina en la solución de reacción. Después de centrifugar la solución de reacción para eliminar las células bacterianas, se ajustó el pH a 12 o más mediante la adición de hidróxido sódico. Se añadió cloruro de metileno (100 ml) a esta solución de reacción y se extrajo el producto de reacción. Se eliminó el disolvente, se añadió ácido clorhídrico y, después, la concentración a sequedad produjo una sal de hidrocloruro. Se disolvió la sal de hidrocloruro por adición de etanol y la posterior adición de éter cristalizó el producto de reacción. En consecuencia, se obtuvo hidrocloruro de d-pseudoefedrina. Se analizaron los cristales de d-pseudoefedrina resultantes (0,32 g) sobre HPLC (Column Sumichiral AGP fabricado por Sumika Chemical Analysis Service; diámetro de 4 mm; longitud de 150 mm; tampón fosfato sódico 0,03 M; pH 7,0; velocidad de flujo de 0,5 ml/min; longitud de onda de luz de detección a UV 220 nm) y se observó que la actividad óptica era 100%.
Ejemplo 40 Producción de d-(1S,2S)-metilpseudoefedrina
Se inoculó Mycobacterium smegmatis IAM-12065 a un medio que contenía 1% de glucosa, 0,5% de peptona y 0,3% de extracto de levadura y se realizó el cultivo por agitación aeróbicamente a 30ºC, durante 48 horas. Se filtró la solución cultivada (1 litro) para dar células bacterianas, se lavaron las células resultantes con agua y se añadió agua para formar 50 ml de una suspensión. Se añadieron a la suspensión 100 mg de hidrocloruro de 2-metilamino-1-fenil-1-propanona (2 g/l) y se llevó a cabo la agitación por reciprocación a 30ºC y a 150 rpm durante 48 horas. Cuando se analizó la solución de reacción por HPLC (Column Sumichiral AGP fabricado por Sumika Chemical Analytical Center; diámetro de 4 mm; longitud 150 mm; tampón fosfato sódico 0,03 M; pH 7,0; velocidad de flujo de 0,5 ml/min; longitud de onda de luz de detección a UV 220 nm), se observó que se había producido d-(1S,2S)-metilpseudoefedrina a 0,23 g/l y que su actividad óptica era 77%.
Ejemplo 41 Producción de l-(1R,2R)-pseudoefedrina
Se inoculó Amycolatopsis alba IFO 15602 en un medio que contenía 1% de glucosa, 0,5% de peptona y 0,3% de extracto de levadura y se realizó el cultivo por agitación aeróbicamente a 30ºC durante 48 horas. Se centrifugó la solución cultivada (5 ml) para dar células bacterianas. A continuación, se suspendieron las células en 1 ml de fosfato sódico 0,1M (pH 7,0) y se añadió hidrocloruro de dl-2-metilamino-1-fenil-1-propanona (1 mg), se dejó que tuviera lugar la reacción llevando a cabo la agitación por reciprocación a 30ºC y a 150 rpm durante 48 horas. Cuando se analizó la solución de reacción por HPLC (Column Sumichiral AGP fabricado por Sumitomo Chemical Analytical Center Co., Ltd.; diámetro de 4 mm; longitud de 150 mm; tampón fosfato sódico 0,03 M; pH 7,0; velocidad de flujo de 0,5 ml/min; longitud de onda de luz de detección a UV 220 nm), se observó que se había producido selectivamente 1-pseudoefedrina. En la tabla 4 se muestran los resultados.
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Ejemplos 42 a 46
Producción de 1-(1R,2R)-pseudoefedrina
A excepción de que se utilizó el microorganismo que se indica en la tabla 4 en lugar de Amycolatopsis alba IFO 15602, se obtuvo pseudoefedrina ópticamente activa de manera similar a la del ejemplo 41. En consecuencia, se obtuvo selectivamente 1-pseudoefedrina, tal como se muestra en la tabla 4.
TABLA 4
10
Ejemplos 47 y 48
Producción de 1-(1R,2R)-pseudoefedrina
A excepción de que se utilizaron los microorganismos que se indican en la tabla 5 en lugar de Amycolaptosis alba IFO 15602, se obtuvo pseudoefedrina ópticamente activa de manera similar a la del ejemplo 41. En la tabla 5 se muestran las cantidades producidas y las purezas ópticas de 1-pseudoefedrina.
TABLA 5
11
Ejemplo 49 Producción de l-(1R,2R)-pseudoefedrina
Se inoculó Coprinus rhizophorus IFO 30197 en un medio que contenía 1% de glucosa, 0,5% de peptona y 0,3% de extracto de levadura y se llevó a cabo el cultivo aeróbicamente a 30ºC durante 48 horas. Después de centrifugar esta solución cultivada (5 ml) para dar células bacterianas, se secaron las células al aire y se suspendieron las células bacterianas secadas resultantes en 1 ml de tampón tris ácido clorhídrico 0,05 M (pH 7,5). Se añadió a esto glucosa (50 mg), glucosa dehidrogenasa (0,2 mg), NADP (0,6 mg), NAD (0,6 mg) e hidrocloruro de dl-2-metilamino-1-fenil-1-propanona (10 mg). Se dejó que tuviera lugar la reacción llevando a cabo la agitación por reciprocación a 28ºC y a 300 rpm durante 48 horas. Se analizó la solución de reacción por HPLC (Column Sumichiral AGP fabricado por Sumika Chemical Analysis Service; diámetro 4 mm; longitud 150 mm; tampón fosfato sódico 0,03 M; pH 7,0; velocidad de flujo de 0,5 ml/min; longitud de onda de detección a UV 220 nm). Se determinaron las cantidades producidas y las actividades ópticas de pseudoefedrina. En consecuencia, solamente se obtuvo selectivamente l-pseudoefedrina, tal como se muestra en la tabla 6.
\vskip1.000000\baselineskip
TABLA 6
12
Ejemplo 50 Producción de (1S,2S)-1-(p-hidroxifenil)-2-metilamino-1-propanol
Se cultivo por agitación una cepa de Rhodococcus erythropolis MAK-34 en un medio (5 ml) que contenía 1% de sacarosa, 0,5% de licor en maceración de maíz, 0,1% dihidrogenfosfato potásico, 0,3% de hidrogenfosfato dipotásico y 0,1% de 1-amino-2-propanol a 30ºC durante 48 horas. El centrifugado o la filtración produjeron células bacterianas. Se añadió a esto una cantidad adecuada de agua, tampón fosfato 1M (0,2 ml; pH 7,0), glucosa (10 mg) e hidrocloruro de 1-(p-hidroxifenil)-2-metilamino-1-propanona racémico (1 mg), y se mezcló. Se agitó un mililitro para reacción a 30ºC durante 48 horas. Se centrifugó la solución de reacción o se filtró. Se analizó el sobrenadante sobre HPLC (\mu Bondapakphenyl fabricado por Waters Inc.; diámetro de 4 mm; longitud de 300 mm; eluyente- tampón fosfato sódico 0,05 M (con un contenido de 7% de acetonitrilo); pH 6,5; velocidad de flujo de 0,8 ml/min; longitud de onda de detección a UV 220 nm). En consecuencia, se confirmó que se había producido hidrocloruro de treo-1-(p-hidroxifenil)-2-metilamino-1-propanol a 0,6 mg/ml. Para determinar la pureza óptica del producto, se analizó la muestra sobre HPLC (Sumichiral OA-4900 fabricado por Sumika Chemical Analysis Service; eluyente: hexano:dicloroetano:meetanol:ácido trifluoroacético = 240:140:40:1; velocidad de flujo de 1 ml/min; longitud de onda de detección a UV 254 nm). En consecuencia, se observó que se había obtenido (1S,2S)-1-(p-hidroxifenil)-2-metilamino-1-propanol en un 100% de pureza óptica.
Ejemplos 51 a 54
Producción de 1-(p-hidroxifenil)-2-metilamino-1-propanol ópticamente activo
A excepción de que se utilizaron los microorganismos que se indican en la tabla 7 en lugar de la cepa Rhodococcus erythropolis MAK-34 y las condiciones de cultivo que se indican en la tabla, se llevó a cabo la reacción de manera similar a la del ejemplo 50, y se obtuvo 1-(p-hidroxifenil)-2-metilaminio-1-propanol ópticamente activo. En la tabla 7 se muestran los resultados. En todos los casos, se obtuvo eficientemente el compuesto ópticamente activo.
Las condiciones de cultivo indicadas en las tablas 7-9 son las que se explican a continuación:
Condiciones de cultivo 1: Se inoculó un microorganismo a un medio (20 ml) que contenía 1% de lgucosa, 0,5% de peptona y 0,3% de extracto de levadura (pH 7,0) y se llevó a cabo el cultivo a 30ºC durante 48 horas en condiciones de agitación a 150 rpm.
Condiciones de cultivo 2: Se inoculó un microorganismo a un medio (20 ml, pH 6,0) que contenía 5% de extracto de malta y 0,3% de extracto de levadura y se llevó a cabo el cultivo a 30ºC durante 48 horas en condiciones de agitación de 150 rpm.
TABLA 7
13 
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Ejemplo 55 Producción de (1S,2S)-2-etilamino-1-fenil-1-propanol
Se cultivo por agitación la cepa Rhodococcus erythropolis MAK-34 en un medio (5 ml) que contenía 1% de sacarosa, 0,5% de licor en maceración de maíz, 0,5% de dihidrogenfosfato potásico, 0,3% de dihidrogenfosfato dipotásico y 0,1% de 1-amino-2-propanol, a 30ºC durante 48 horas. Tras el centrifugado o la filtración se produjeron células bacterianas. Se añadió a esto una cantidad adecuada de agua, tampón fosfato 1M (0,2 ml, pH 7,0), glucosa (10 mg) e hidrocloruro de 2-etilamino-1-fenil-1-propanona racémico (1 mg) y después se mezclaron. Se agitó un mililitro para reacción a 30ºC durante 48 horas. Se centrifugó la solución de reacción o se filtró. Se analizó el sobrenadante por HPLC (\mu Bondaspherephenyl fabricado por Waters Inc.; diámetro de 4 mm; longitud de 150 mm; eluyente tampón fosfato sódico 0,05 M (con un contenido de 7% de acetonitrilo), pH 6,5; velocidad de flujo de 0,8 ml/min; longitud de onda de detección a UV 220 nm). En consecuencia, se confirmó que se había producido hidrocloruro de treo-2-etilamino-1-fenil-1-propanol a 0,47 mg/ml. Para determinar la pureza óptica del producto, se analizó la muestra por HPLC (Columna OD fabricado por Daicel Chemical Industries Ltd.; diámetro 4,6 mm; longitud de 250 mm; eluyente hexano:isopropanol:dietilamina = 90:10:0,1; velocidad de flujo de 1 ml/min; longitud de onda de detección a UV 254 nm). En consecuencia, se observó que el producto era (1S,2S)-2-etilamino-1-fenil-1-propanol (pureza óptica: 100%).
Ejemplos 56 a 58
Producción de (1R,2R)-2-etilamino-1-fenil-1-propanol
A excepción de que se utilizaron los microorganismos que se indican en la tabla 8 en lugar de la cepa Rhodococcus erythropolis MAK-34 y las condiciones de cultivo de la tabla, se llevó a cabo la reacción de manera similar a la del ejemplo 55 y se obtuvo (1R,2R)-2-etilamino-1-fenil-1-propanol. En la tabla 8 se muestran los resultados.
TABLA 8
14
Ejemplos 59 a 61
Producción de 1-(m-hidroxifenil)-2-amino-1-propanol ópticamenta activo
Se cultivaron con agitación los microorganismos enumerados en la tabla 9 en un medio (5 ml) a 30ºC durante 48 horas, en las condiciones correspondientes. El centrifugado o la filtración produjeron células bacterianas. Se añadió a esto una cantidad adecuada de agua, tampón fosfato 1M (0,2 ml, pH 7,0), glucosa (10 mg) e hidrocloruro de 1-(m-hidroxifenil)-2-amino-1-propanona racémico (1 mg) y se mezclaron. Se agitó un mililitro para reacción a 30ºC durantne 48 horas. Se centrifugó o se filtró. Se analizó el sobrenadante por HPLC (\mu Bondapakphenyl fabricado por Waters Inc., diámetro 4 mm; longitud 300 mm; eluyente: tampón fosfato sódico 0,05 M (con un contenido de 7% de acetonitrilo); pH 6,5; velocidad de flujo de 0,8 ml/min; longitud de onda de detección a UV 220 nm). En consecuencia, se observó que se había producido treo-1-(m-hidroxifenil)-2-amino-1-propanol. Para determinar la pureza óptica del producto, se analizó la muestra por HPLC (Crownpak CR + fabricado por Daicel Chemical Industries Ltd.; ácido perclórico, pH 2,0, 1,0 ml/min, UV 254 nm). En consecuencia, se observó el 1-(m-hidroxifenil)-2-amino-1-propanol ópticamente activo con la configuración estereoquímica que se muestra en la tabla 9.
TABLA 9
15
Ejemplo 62 Producción de (1R,2R)-1-(p-hidroxifenil)-2-amino-1-propanol
Se cultivo Amycolatopsis alba IFO-15602 en las condiciones de cultivo 1, y el centrifugado o la filtración produjeron células bacterianas. Se añadieron a estas una cantidad adecuada de agua, tampón fosfato 1M (0,2 ml, pH 7,0), glucosa (10 mg) e hidrocloruro 1-(p-hidroxifenil)-2-amino-1-propanona racémico (1 mg) y se mezclaron. Se agitó un mililitro para la reacción a 30ºc durante 48 horas. Se centrifugó o se filtró. Se analizó el sobrenadante por HPLC (\mu Bondapakphenyl fabricado por Waters Inc.; diámetro de 4 mm; longitud de 300 mm; eluyente: tampón fosfato sódico 0,05 M (con un contenido de 7% de acetonitrilo); pH 6,5; velocidad de flujo de 0,8 ml/min; longitud de onda de detección a UV 220 nm). En consecuencia, se confirmó que se había producido hidrocloruro de treo-1-(p-hidroxifenil)-2-amino-1-propanol a 0,03 mg/ml. Para determinar la pureza óptica del producto, se analizó la muestra sobre HPLC (Crownpak CR+ fabricado por Daicel Chemical Industries Ltd.; ácido perclórico, pH 2,0, 1,0 ml/min, UV 254 nm). En consecuencia, se observó que el producto era (1R,2R)-1-(p-hidroxifenil)-2-amino-1-propanol (pureza óptica: 82%).
Ejemplo 63 Producción de (1S,2S)-1-fenil-2-amino-1-butanol
Se cultivo Helycostylum nigricans IFO-8091 en las condiciones de cultivo 1. El centrifugado o la filtración produjeron células bacterianas. Se añadieron a estas una cantidad adecuada de agua, tampón fosfato 1M (0,2 ml, pH 7,0), glucosa (10 mg) e hidrocloruro de 1-fenil-2-amino-1-butanona racémica (1 mg) y se mezclaron. Se agitó un mililitro para reacción a 30ºC durante 48 horas. Se centrifugó o se filtró la solución de reacción. Se analizó el sobrenadante por HPLC (\mu Bondaspheraphenyl fabricado por Waters Inc.; diámetro 4 mm; longitud de 150 mm; eluyente tampón fosfato sódico 0,05 M (con un contenido de 7% de acetonitrilo); pH 6,5; velocidad de flujo de 0,8 ml/min; longitud de onda de detección a UV 220 nm). En consecuencia, se observó que se había producido hidrocloruro de treo-1-fenil-2-amino-1-butanol a 0,62 mg/ml. Para determinar la pureza óptica dle producto, se analizó la muestra por HPLC (OD por Daicel Chemical Industries Ltd.; diámetro de 4,6 mm; longitud de 250 mm; hexano:isopropanol:dietilamina = 90:10:0,1;
1 ml/min; UV 254 nm). En consecuencia, se observó que el producto era (1S,2S)-1-fenil-2-amino-1-butanol.
Ejemplo 64 Producción de (1R,2R)-1-fenil-2-amino-1-butanol
Se cultivó Amycolatopsis orientalis IFO-12806 en las condiciones de cultivo 1, y de manera similar al ejemplo 63, se pudo producir (1R,2R)-1-fenil-2-amino-1-butanol a 0,21 mg/ml.
Ejemplo 65 Efecto de la adición de inductor (1)
Se añadió 1-amino-2-hidroxipropanona a medio 1 (tabla 10) de manera que se pudiera obtener un nivel de 5 g/L. A continuación, se vertieron cinco mililitros en un tubo de ensayo. Se esterilizó con un tapón de silicona en un autoclave a 121ºC durante 30 minutos. Se inocularon los microorganismos que se indican en la tabla 11 a este medio y al medio sin adición del inductor, respectivamente; se cultivaron con agitación a 300 rpm y a 30ºC durante 48 horas. Se centrifugó el cultivo (0,5 mL) a 10.000 G durante 20 minutos. Se suspendieron las células bacterianas obtenidas por eliminación del sobrenadante con la adición de agua para preparar una suspensión uniforme. Se añadió agua, tampón e hidrocloruro de dl-2-metilamino-1-fenil-1-propanona (10 mg), formando 1 mL. Se vertió un mililitro en un tubo de ensayo y se dejó que tuviera lugar la reacción con agitación a 150 rpm y a 30ºC durante 12 horas. Tras la reacción, se separaron las células bacterianas por centrifugado y se sometió el sobrenadante a HPLC, en virtud de lo cual se determinó la cantidad de pseudoefedrina producida (condiciones de HPLC: \mu Bondapakphenyl fabricado por Waters, Inc.; diámetro de 4 mm; longitud de 300 mm; eluyente tampón fosfato sódico 0,05 M (con un contenido de 7% de acetonitrilo); pH 6,5; velocidad de flujo de 0,8 ml/min; longitud de onda de detección a UV 220 nm).
Tal como se puede deducir de los resultados de la tabla 11, las cantidades producidas de pseudoefedrina cuando se llevó a cabo el cultivo con la adición del inductor presentaron un considerable aumento en comparación con el cultivo sin adición de inductor.
TABLA 10
16
TABLA 11
17
Ejemplo 66 Efecto de adición de inductores (2)
Se inoculó Rhodococcus eryhtropolis MAK 34 a 5 ml de un medio (pH 7,0), que contenía 1,0% de sacarosa, 0,5% de licor en maceración de maíz, 0,1% de hidrogenfosfato dipotásico, 0,3% de dihidrogenfosfato potásico, ácido p-aminobenzoico 0,01% y cada uno de los inductores; se llevó a cabo un cultivo con agitación a 30ºC durante 48 horas. Después de centrifugar el cultivo para dar células bacterianas, se colocaron en un tubo de ensayo y se suspendieron añadiendo 1,0 ml de tampón fosfato sódico 0,2 M (pH 7,0). Se añadió a esto hidrocloruro de dl-2-metilamino-1-fenil-1-propanona (10 mg) y glucosa (20 mg) y se dejó que tuviera lugar la reacción con agitación a 30ºC durante 16 horas. Después de la reacción, se centrifugó la solución de reacción para eliminar las células bacterianas y se sometió el sobrenadante a HPLC, produciendo pseudoefedrina ópticamente activa (\mu Bondaspherephenyl fabricado por Waters Inc., diámetro de 4 mm; longitud de 150 mm; eluyente 7% de acetonitrilo- tampón fosfato sódico 0,05 M (pH 65,); velocidad de flujo de 0,8 ml/min; longitud de onda de detección a 220 nm). Tal como se muestra en la tabla 12, la producción presentó valores notablemente más altos que en el caso en el que no se añadió inductor.
TABLA 12
18
Ejemplo comparativo 1
A excepción de que se utilizó Brettanomyces anomalus IFO 0642 en lugar de Microbacterium arborescens IFO 3750, se intentó una reacción de producción de pseudoefedrina similar a la del ejemplo 1. No obstante, no se obtuvo producto reducido.
Ejemplo comparativo 2
A excepción de que se utilizó Candida guilliermondii IFO 0566 en lugar de Microbacterium arborescens IFO 3750, se intentó la reacción de producción de pseudoefedrina de manera similar a la del ejemplo 1. No obstante, no se obtuvo producto reducido.
Ejemplo comparativo 3
A excepción de que se utilizó Schizosaccharomyces pombe IFO 0358 en lugar de Microbacterium arborescens IFO 3750, se intentó la reacción de producción de pseudoefedrina de manera similar a la del ejemplo 1. No obstante, no se obtuvo el producto reducido.
Ejemplo comparativo 4
A excepción de que se utilizó Bacillus subtilis IFO 3037 en lugar de Microbacterium arborescens IFO 3750, se intentó la reacción de producción de pseudoefedrina de manera similar a la del ejemplo 1. No obstante no se obtuvo el producto reducido.
Aplicación industrial
Tal como se ha descrito anteriormente, el proceso para producir un \beta-amino alcohol ópticamente activo según la invención permite la producción del \beta-amino alcohol que tiene la actividad óptica deseada a partir de una mezcla enantiómera de un compuesto \alpha-aminocetona o una sal del mismo en un alto rendimiento, así como de una manera altamente selectiva, con un proceso sencillo al tiempo que se previene suficientemente la generación de subproductos diastereoméricos.
Por consiguiente, la presente invención hará posible producir pseudoefedrinas, entre otras, que tengan la actividad óptica deseada en un alto rendimiento, así como de una forma altamente selectiva, y por lo tanto es valiosa para la fabricación de fármacos y sus productos intermedios.

Claims (10)

1. Un proceso para la producción de un \beta-amino alcohol ópticamente activo, comprendiendo dicho proceso permitir actuar a al menos un microorganismo seleccionado del grupo que consiste en microorganismos que pertenecen al género Morganella, el género Microbacterium, el género Sphingobacterium, el género Nocardioides, el género Mucor, el género Absidia, el género Aspergillus, el género Penicillium, el género Grifola, el género Eurotium, el género Ganoderma, el género Hypocrea, el género Helicostylum, el género Verticillium, el género Fusarium, el género Tritirachium, el género Mortierella, el género, Armillariella, el género Cylindrocarpon, el género Klebsiella, el género Aureobacterium, el género Xanthomonas, el género Pseudomonas, el género Mycobacterium, el género Sporobolomyces, el género Sporidiobolus, el género Amycolatopsis, el género Coprinus, el género Serratia, el género Rhodococcus y el género Rhodotorula en una mezcla enantiomérica de de una \alpha-aminocetona o una sal de la misma, que presenta la fórmula general (I):
19
en la que las X pueden ser iguales o diferentes y representan un miembro seleccionado del grupo que consiste en un átomo de halógeno, alquilo inferior, hidroxilo opcionalmente protegido con un grupo protector, nitro y sulfonilo; n representa un entero de 0 a 3; R^{1} representa un alquilo inferior; R^{2} y R^{3} pueden ser iguales o diferentes y representan un miembro seleccionado del grupo que consiste en un átomo de hidrógeno y un alquilo inferior; siendo el alquilo inferior un alquilo de uno a seis carbonos; y "*" representa un carbono asimétrico,
para producir un compuesto \beta-amino alcohol ópticamente activo con la actividad óptica deseada que tiene la fórmula general (II):
20
en la que X, n, R^{1}, R^{2}, R^{3} y "*" son como se han definido antes.
2. El proceso para producir un \beta-amino alcohol ópticamente activo según la reivindicación 1 en el que el microorganismo es al menos un microorganismo seleccionado del grupo que consiste en microorganismos que pertenecen a Morganella morganii, Microbacterium arborescens, Sphingobacterium multivorum, Nocardioides simplex, Mucor ambiguus, Mucor javanicus, Mucor fragilis, Absidia lichtheimi, Aspergillus awamori, Aspergillus niger, Aspergillus oryzae, Aspergillus candidus, Aspergillus oryzae var. oryzae, Aspergillus foetidus var. acidus, Penicillium oxalicum, Grifola frondosa, Eurotium repens, Ganoderma lucidum, Hypocrea gelatinosa, Helicostylum nigricans, Verticillum fungicola var. fungicola, Fusarium roseum, Tritirachium oryzae, Mortierella isabellina, Armillariella mellea, Cylindrocarpon sclerotigenum, Klebsiella pneumoniae, Aureobacterium esteraromaticum, Xanthomonas sp., Pseudomonas putida, Mycobacterium smegmatis, Mycobacterium diernhoferi, Mycobacterium vaccae, Mycobacterium phlei, Mycobacterium fortuitum, Mycobacterium chlorophenolicum, Sporobolomyces salmonicolor, Sporobolomyces coraliformis, Sporodiobolus johnsonii, Amycolatopsis alba, Amycolatopsis azurea, Amycolatopsis coloradensis, Amicolatopsis orientalis lurida, Amycolatopsis orientalis orientalis, Coprinus rhizophorus, Serratia marcescens, Rhodococcus erythropolis, Rhodococcus rhodochrous y Rhodotorula aurantiaca.
3. El proceso para producir un \beta-amino alcohol ópticamente activo según la reivindicación 1, en el que el microorganismo es al menos un microorganismo seleccionado del grupo que consiste en microorganismos que pertenecen al género Morganella, el género Microbacterium, el género Sphingobacterium, el género Nocardioides, el género Mucor, el género Absidia, el género Aspergillus, el género Penicillium, el género Grifola, el género Eurotium, el género Ganoderma, el género Hypocrea, el género Helicostylum, el género Verticillium, el género Fusarium, el género Tritirachium, el género Mortierella, el género, Armillariella, el género Cylindrocarpon, el género Klebsiella, el género Aureobacterium, el género Xanthomonas, el género Pseudomonas, el género Mycobacterium, el género Sporobolomyces, el género Sporidiobolus, y el \beta-amino alcohol ópticamente activo que tiene la actividad óptica deseada de fórmula (II) es (1S,2S)-amino alcohol.
4. El proceso para producir un \beta-amino alcohol ópticamente activo según la reivindicación 3, en el que el microorganismo es al menos un microorganismo seleccionado del grupo que consiste en microorganismos que pertenecen a Morganella morganii, Microbacterium arborescens, Sphingobacterium multivorum, Nocardioides simplex, Mucor ambiguus, Mucor javanicus, Mucor fragilis, Absidia lichtheimi, Aspergillus awamori, Aspergillus niger, Aspergillus oryzae, Aspergillus candidus, Aspergillus oryzae var. oryzae, Aspergillus foetidus var. acidus, Penicillium oxalicum, Grifola frondosa, Eurotium repens, Ganoderma lucidum, Hypocrea gelatinosa, Helicostylum nigricans, Verticillum fungicola var. fungicola, Fusarium roseum, Tritirachium oryzae, Mortierella isabellina, Armillariella mellea, Cylindrocarpon sclerotigenum, Klebsiella pneumoniae, Aureobacterium esteraromaticum, Xanthomonas sp., Pseudomonas putida, Mycobacterium smegmatis, Mycobacterium diernhoferi, Mycobacterium vaccae, Mycobacterium phlei, Mycobacterium fortuitum, Mycobacterium chlorophenolicum, Sporobolomyces salmonicolor, Sporobolomyces coraliformis, Sporodiobolus johnsonii.
5. El proceso para producir un \beta-amino alcohol ópticamente activo según la reivindicación 1, en el que el microorganismo es al menos un microorganismo seleccionado del grupo que consiste en microorganismos que pertenecen al género Amycolatopsis, al género Coprinus, al género Serratia, y al género Rhodococcus; y el \beta-amino alcohol ópticamente activo que tiene la fórmula general (II) es (1R,2R)-amino alcohol.
6. El proceso para producir un \beta-amino alcohol ópticamente activo según la reivindicación 5, en el que el microorganismo es al menos un microorganismo selecccionado del grupo que consiste en microorganismos que pertenecen a Amycolatopsis alba, Amycolatopsis azurea, Amycolatopsis coloradensis, Amicolatopsis orientalis lurida, Amycolatopsis orientalis orientalis, Coprinus rhizophorus, Serratia marcescens y Rhodotorula aurantiaca.
7. El proceso para producir un \beta-amino alcohol ópticamente activo según cualquiera de las reivindicaciones 1-6 en el que el microorganismo se cultiva en un medio al que se ha añadido un inductor de la actividad que presenta la fórmula (III):
21
en la que R^{4} representa un alquilo inferior; R^{5} y R^{6} pueden ser iguales o diferentes y representan cada uno de ellos un átomo de hidrógeno, alquilo inferior o acilo; e Y representa C=O o CH-OH, siendo el alquilo inferior un alquilo de uno a seis carbonos.
8. El proceso para producir un \beta-amino alcohol ópticamente activo según la reivindicación 1, en el que el microorganismo es Rhodococcus erythropolis MAK-34 y el \beta-amino alcohol que tiene la fórmula general (II) es (1S,2S)-amino alcohol.
9. El proceso para producir un \beta-amino alcohol ópticamente activo según la reivindicación 1, en el que el microorganismo es Rhodococcus erythropolis IFO 12540 y el \beta-amino alcohol que tiene la fórmula general (II) es (1R,2R)-amino alcohol.
10. El proceso para producir un \beta-amino alcohol ópticamente activo según la reivindicación 1, en el que el microorganismo es Rhodococcus rhodochrous y el \beta-amino alcohol que tiene la fórmula general (II) es (1R,2R)-amino alcohol.
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