ES2777448T3 - Un bioplaguicida - Google Patents
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Abstract
Un nucleopoliedrovirus (NPV) adecuado para su uso en el control de poblaciones de insectos, teniendo el NPV una secuencia genómica con una identidad de secuencia de al menos 85 % con la SEC ID NO: 2 y siendo un aislado o genotipo del NPV cuya secuencia genómica está representada por la SEC ID NO: 2, en el que el NPV tiene un intervalo de hospedadores virulentos que comprende la tribu Grapholitini de la familia de lepidópteros Tortricidae.
Description
DESCRIPCIÓN
Un bioplaguicida
Campo de la invención
La presente invención se refiere a un bioplaguicida, más particularmente a un nucleopoliedrovirus (NPV, siglas del inglés nuclearpolyhedrosis virus, virus de la poliedrosis nuclear), para su uso en el control de poblaciones de insectos.
Antecedentes de la invención
Los plaguicidas químicos son los agentes más utilizados habitualmente para controlar las plagas de insectos en la agricultura y silvicultura. Los insecticidas químicos pueden tener impactos adversos no solo sobre sus organismos diana sino también sobre insectos beneficiosos, tales como abejas y otros insectos polinizadores. También se ha demostrado que la acumulación de plaguicidas químicos a través de la cadena trófica de un ecosistema tiene un efecto adverso sobre las aves y otros depredadores de insectos. Así mismo, los residuos de plaguicidas químicos en frutas, verduras y frutos secos, pueden causar problemas de salud en la población humana.
La preocupación por el uso de plaguicidas químicos ha aumentado el interés acerca de los plaguicidas biológicos. Los baculovirus de insectos son un grupo de bioplaguicidas de insectos que se han fomentado como un agente de control alternativo a los plaguicidas químicos. Estos virus, que puede aislarse de una variedad de especies de insectos, exhiben intervalos de hospedadores relativamente reducidos y apenas tienen impacto ambiental adverso debido a su especificidad por el hospedador. La ausencia de residuos químicos significa que los riesgos ambientales y los problemas de salud prolongados se reducen con bioplaguicidas. Sin embargo, los bioplaguicidas presentan diversos inconvenientes, incluido el coste de producción, la eficacia y la estabilidad.
El nucleopoliedrovirus (NPV) o alfabaculovirus es un género de baculovirus que infecta a insectos, principalmente a polillas y mariposas. Se sabe que los NPV son útiles como bioplaguicidas para cultivos infestados de insectos. Los NPV tienen una alta especificidad de especie y, si bien esto mejora su utilidad como bioplaguicidas, puede limitar su eficacia en casos de infestación múltiple de plagas. Así mismo, hay incidentes aislados de especies de plagas de polillas que desarrollan resistencia a cepas de baculovirus disponibles en el comercio.
Cryptophlebia peltastica (también conocida como polilla del lichi) es una especie de polilla que es una plaga importante de los árboles de lichi ( Litchi chinensis) en sudáfrica, en la isla Mauricio y en otros lugares. Se sabe que las larvas de C. peltastica causan hasta un 20 % de daños a las frutas de los huertos comerciales. Esta polilla es también una plaga de las nueces de macadamia y de una variedad de otros árboles y plantas que son significativos desde el punto de vista comercial. Actualmente no se conocen bioplaguicidas que se dirijan específicamente a C. peltastica y hasta la fecha, no se han aislado NPV de C. peltastica o de cualquier otra especie del mismo género o de la tribu Grapholitini de lepidópteros.
Por lo tanto, existe la necesidad de un bioplaguicida que sea activo contra Cryptophlebia peltastica y/u otras plagas de insectos.
Sumario de la invención
De acuerdo con un primer aspecto de la invención, se proporciona un nucleopoliedrovirus (NPV) para su uso en el control de poblaciones de insectos, teniendo el NPV una secuencia genómica con una identidad de secuencia de al menos 85 % con la SEC ID NO: 2 y siendo un aislado o genotipo del NPV cuya secuencia genómica está representada por la SEC ID NO: 2, en el que el NPV tiene un intervalo de hospedadores virulentos que comprende la tribu Grapholitini de la familia de lepidópteros Tortricidae.
El NPV puede tener un gen de poliedrina con una identidad de secuencia mayor de 93 % con la SEQ ID NO: 1.
El intervalo de hospedadores puede incluir Cryptophlebia peltastica, Thaumatotibia leucotreta, Cydia pomonella, Grapholita molesta, y Thaumatotibia batracopa.
Los insectos pueden seleccionarse de la tribu Grapholitini, particularmente las larvas de Cryptophlebia peltastica, Thaumatotibia (Cryptophlebia) leucotreta, Cydia pomonella, Grapholita molesta o Thaumatotibia batracopa.
El NPV puede utilizarse en combinación con uno o más bioplaguicidas adicionales, y el uno o más bioplaguicidas adicionales puede ser un granulovirus de Cryptophlebia leucotreta, un granulovirus de Cydia pomonella, un granulovirus de Cryptophlebia batracopa o un granulovirus de Grapholita molesta.
La secuencia genómica del NPV puede contener solo un sitio de reconocimiento para la enzima de restricción Sma1.
De acuerdo con un segundo aspecto de la invención, se proporciona una composición bioplaguicida que comprende
un NPV como se describe anteriormente y uno o más adyuvantes y/o diluyentes que son aceptables desde el punto de vista agronómico.
La composición puede comprender un bioplaguicida adicional, que puede ser un granulovirus de Cryptophlebia leucotreta, un granulovirus de Cydia pomonella, un granulovirus de Cryptophlebia batracopa o un granulovirus de Grapholita molesta. La composición puede comprender además un estimulante nutritivo, un aceite mineral y un protector UV.
De acuerdo con un tercer aspecto de la invención, se proporciona un método para controlar poblaciones de insectos, comprendiendo el método, aplicar a los insectos y/o a su hábitat, una cantidad eficaz desde el punto de vista insecticida de un NPV como se describe anteriormente o de una composición bioplaguicida como se describe anteriormente.
El método puede comprender aplicar, de manera simultánea o secuencial, además del NPV o la composición bioplaguicida, al menos un bioplaguicida adicional a los insectos y/o a su hábitat.
De acuerdo con un cuarto aspecto de la invención, se proporciona un método de tratamiento o prevención de infestaciones de insectos en plantas o frutos, comprendiendo el método, aplicar a las plantas o a los frutos, una cantidad eficaz desde el punto de vista insecticida de un NPV como se describe anteriormente o de una composición bioplaguicida como se describe anteriormente.
Breve descripción de las figuras
En la figura 1 se ilustran microfotografías electrónicas de transmisión de cuerpos de oclusión (CO) de NPV aislados de larvas sintomáticas de C. peltastica.
En la figura 2 se ilustra una microfotografía electrónica de transmisión de CO de NPV purificados de C.
peltastica.
En la figura 3 se ilustran microfotografías electrónicas de transmisión de CO después de seccionar muestras embebidas en resina.
En la figura 4 se ilustra una electroforesis en gel de agarosa al 0,7 % que se utiliza para observar ADN genómico de NPV de C. peltastica. Carril 1: Escalera de ADN GeneRuler de 1 Kpb (Thermo Scientific®), Carril 3: ADN genómico de NPV.
En la figura 5 se ilustra una electroforesis en gel de agarosa al 1 % que muestra la amplificación por PCR del gen de la poliedrina de NPV de C. peltastica. Carril 1: Escalera de ADN GeneRuler de 1 Kpb (Thermo Scientific®), Carril 3: control negativo y Carril 5: producto de PCR de control positivo de ± 700 pb de ADN de CrleGV concentrado, Carril 6 : producto de PCR de ± 700 pb de Ad N de CrleGV a una dilución de 1:10, Carril 8 : ADN concentrado de NPV de C. peltastica y Carril 9: ADN de NPV de C. peltastica a una dilución de 1:10.
En la figura 6 se muestra un perfil de la enzima de restricción Sma1 que compara una digestión por ordenador ( in silico) de NPV de C. peltastica y una digestión con ENR (endonucleasas de restricción) de NPV de C. peltastica.
En la figura 7 se muestra un gráfico que ilustra la infectividad del NPV de C. peltastica contra tres cultivos de polilla del manzano (carpocapsa) europea con diversos grados de resistencia a granulovirus de Cydia pomonella (CpGV, del inglés Cydia pomonella granulovirus): CpS (susceptible), CpRR1 (resistente) y Cp5M (más resistente).
Descripción detallada de la invención
La invención proporciona un nucleopoliedrovirus (NPV), también conocido como alfabaculovirus, una composición bioplaguicida que comprende el NPV y un método para controlar poblaciones de insectos e infestaciones.
A lo largo de la memoria descriptiva, el término 'planta' se usa en un sentido general y se entiende que se refiere a árboles, matorrales y arbustos, así como a frutas, semillas y frutos secos de dichos árboles, matorrales y arbustos.
Por otra parte, se entiende que la palabra 'comprende', o variaciones tales como 'que comprende' o 'comprendiendo', implica la inclusión de un número entero o grupo de números enteros expresados, pero no la exclusión de cualquier otro número entero o grupo de números enteros.
Así mismo, se entiende que la expresión "cantidad eficaz desde el punto de vista insecticida" se refiere a aquellas cantidades de virus que darán como resultado una tasa de mortalidad significativa en un grupo tratado de plagas de insectos en comparación con un grupo no tratado.
La definición de una especie de baculovirus, como se describe en el presente documento, se entiende que se refiere a todos los aislados y genotipos que tienen una distancia K-2-P entre secuencias de nucleótidos polh, lef-8 y lef-9
individuales y/o concatenadas que es menor que 0,015. K-2-P es la distancia de 2 parámetros de Kimura (K), que está determinada por el modelo de dos parámetros de Kimura de acuerdo con la siguiente fórmula:
K = — 2ln ((1 - 2 p - q)^1- 2q)
en la que p es la proporción de sitios de nucleótidos que muestran diferencias de transición y q es la proporción de sitios de nucleótidos que muestran diferencias de transversión. Las transiciones se refieren a sustituciones entre bases de nucleótidos del mismo tipo (purina por purina o pirimidina por pirimidina), mientras que las transversiones se refieren a sustituciones de una purina por una pirimidina o de una pirimidina por una purina. Así mismo, se considera que dos virus son especies de virus diferentes si la distancia K-2 -P entre secuencias individuales y/o concatenadas es mayor que 0,050. Para distancias entre 0,015 y 0,050, para determinar si dos virus son la misma especie o una diferente, se necesita información complementaria. Esta definición se explica con más detalle en Jehle et al Virology 346 (2006) 180-193.
El NPV se aisló de larvas de la polilla de la especie Cryptophlebia peltastica en las que prolifera y para las que es un patógeno. El virus produce proteínas de poliedrina que forman cuerpos de oclusión (CO o poliedros), que son estructuras globulares que protegen las partículas del virus del ambiente exterior hasta que son ingeridas por un insecto hospedador. El NPV se caracteriza por su secuencia genómica que tiene una identidad de secuencia de al menos 85 % con la SEQ ID NO: 2. El NPV tiene un gen de la poliedrina característico que tiene una secuencia de nucleótidos con una identidad de secuencia de al menos 75 % con la SEQ ID NO: 1, con la condición de que la SEQ ID NO: 1 no codifique el gen de la poliedrina de baculovius de Epinotia granitalis.
En algunas realizaciones, el NPV puede caracterizarse por su secuencia genómica que puede tener una identidad de secuencia de al menos 90 %, 91 %, 92 %, 93 %, 94 %, 95 %, 96 %, 97 %, 98 %, 99 % o 100 % con la SEQ ID NO: 2.
En realizaciones adicionales, el virus puede tener un gen de la poliedrina con una secuencia que tiene una identidad de secuencia de al menos 80 % con la SEQ ID NO: 1, y en otras realizaciones, el virus puede tener un gen de la poliedrina con una identidad de secuencia de al menos 85 %, 90 %, 91 %, 92 %, 93 %, 94 %, 95 %, 96 %, 97 %, 98 %, 99 % o 100 % con la SEQ ID NO: 1. En algunas realizaciones, el virus tiene un gen de la poliedrina con una secuencia de nucleótidos que tiene una identidad de secuencia mayor de 93 % con la SEQ ID NO: 1. El NPV puede caracterizarse por que es un aislado o genotipo de la especie de NPV cuya secuencia genómica está representada por la SEQ ID NO: 2.
El NPV puede tener un intervalo de hospedadores virulentos que comprende la tribu Grapholitini de la familia de lepidópteros Tortricidae. En particular, el NPV puede tener un intervalo de hospedadores virulentos que incluye miembros de la tribu Grapholitini seleccionados de Cryptophlebia peltastica, Thaumatotibia leucotreta, Cydia pomonella, Grapholita molesta (polilla oriental de la fruta), y Thaumatotibia batracopa (barrenador de la nuez de macadamia).
La secuencia de nucleótidos del genoma del NPV puede tener un sitio de reconocimiento único característico para la enzima de restricción, Sma1. Esto permite identificar el NPV de otros virus que tienen más de un sitio de reconocimiento para la enzima Sma1.
El NPV puede aplicarse en combinación con uno o más bioplaguicidas adicionales, de manera simultánea, secuencial o en una composición combinada, para aumentar el espectro de actividad y reducir la posibilidad de que las plagas de insectos desarrollen resistencia al virus. En particular, el NPV puede coadministrarse con otro NPV o con un betabaculovirus, también conocido como granulovirus (GV), tal como un granulovirus de Cryptophlebia leucotreta, un granulovirus de Cydia pomonella, un granulovirus de Cryptophlebia batracopa o un granulovirus de Grapholita molesta.
El NPV puede combinarse con uno o más componentes que son aceptables desde el punto de vista agronómico, incluyendo adyuvantes, diluyentes, tensioactivos, dispersantes, emulsionantes, diseminadores y/o humectantes para formar una composición bioplaguicida. El NPV también puede formularse para mejorar la estabilidad o mantener la actividad del virus.
En particular, una composición que comprende el NPV puede contener adicionalmente:
(i) uno o más de los GV mencionados anteriormente;
(ii) uno o más estimulantes nutritivos seleccionados de melaza, azúcar, jarabe, azúcares de alcohol (tales como manitol y xilitol) y extracto de hoja de estevia; y
(iii) uno o más protectores UV.
En una realización preferida, la composición puede formularse para comprender melaza, aceite mineral y uno o más de los protectores UV Break-Thru® OE446, Uvinil y aceite de clavo. En esta y otras realizaciones, la formulación puede comprender además glicerina y agua destilada.
La concentración mínima eficaz del virus es de 1 CO, que puede ser suficiente para destruir el 50 % de las larvas de primer estadio en una muestra tratada.
La composición bioplaguicida puede formularse para que tenga una concentración de NPV de aproximadamente 1 x 103 a aproximadamente 1 x 1015 cuerpos de oclusión víricos/ml. En algunas realizaciones, la composición bioplaguicida puede tener una concentración de NPV de aproximadamente 1 x 1010 CO víricos/ml.
Se puede producir una solución del NPV a escala comercial de acuerdo con el siguiente método. Tarros que contienen alimento cocido para larvas, se colocan en una cámara de riesgo biológico y las láminas que contienen huevos de C. peltastica, cada una de ellas con aproximadamente 400 huevos, se esterilizan con formalina antes de colocarlas sobre el alimento en los tarros de cría. Después, los tarros se sellan. Aproximadamente el 80 % de los frascos de cría, que contienen larvas de 4° y 5° estadio, se retira. El 20 % restante de los frascos de cría tienen sus tapas sustituidas por un tapón de algodón debajo de la cámara de riesgo biológico y se dejan durante ±8 días más para que las larvas salgan del alimento y comiencen la pupación en el sustrato de algodón.
Las larvas pupadas se retiran de los tarros y se colocan en recipientes que contienen aproximadamente 10 mm de alimento para larvas. Una vez que las larvas cubren la superficie del alimento, se inoculan pulverizando la superficie del alimento con el inóculo vírico. Después, los tarros se cierran con una tapa transpirable y se supervisan. A continuación, al cabo de 7-8 días, el alimento y las larvas infectadas se recogen del recipiente. Después, el alimento y las larvas que se han recogido se homogeneizan en 4 litros de agua por kilogramo de alimento y larvas infectadas (a un pH de 5,0), hasta que la mezcla parece uniformemente homogénea (aproximadamente 20 minutos a 2400 rpm). El líquido resultante se tamiza a través de una malla de nailon de 100 micrómetros en un recipiente limpio y se vuelve a homogeneizar después de la dilución con agua dulce. La mezcla re-homogeneizada se vuelve a tamizar y se conserva en tanques de enfriamiento a 4 °C. Los frascos de conservación, que contienen glicerol y agua destilada, se preparan antes de llenarse con la suspensión de virus. El producto final se conserva a 4 °C.
La composición bioplaguicida puede incluir uno o más bioplaguicidas adicionales, tal como otro NPV o GV. En algunas realizaciones, el bioplaguicida adicional es un granulovirus de Cryptophlebia leucotreta, un granulovirus de Cydia pomonella, un granulovirus de Cryptophlebia batracopa o un granulovirus de Grapholita molesta.
El NPV o la composición son adecuados para su uso como bioplaguicida para controlar poblaciones de insectos, particularmente poblaciones de larvas de polillas y mariposas de la tribu Grapholitini. Aunque aislado de C. peltastica, el virus también tiene actividad contra diversas otras plagas de insectos y puede utilizarse como bioplaguicida para controlar las especies Thaumatotibia leucotreta (falsa polilla del manzano) y Cydia pomonella (polilla del manzano). A la especie Thaumatotibia leucotreta se la conoce a veces como Cryptophlebia leucotreta y los dos nombres pueden utilizarse indistintamente. Así mismo, el virus puede tener actividad contra al menos algunas cepas de larvas de polillas del manzano que son resistentes a granulovirus de Cydia pomonella.
El NPV o la composición pueden aplicarse a árboles o plantas como bioplaguicida para tratar o prevenir infestaciones por insectos. Ejemplos adecuados incluyen cítricos (todas las variedades), uvas (todas las variedades), melocotones, ciruelas, nectarinas, manzanas, peras, nueces, membrillo, avellanas, nueces pecanas, nueces de macadamia, aguacate, lichis, lechias, pimientos, plantas ornamentales, algodón, karaya, aceitunas, vides, arbustos de pimienta, granadas y caquis.
El NPV o la composición pueden aplicarse a los propios insectos y/o a su hábitat. Por ejemplo, el NPV puede aplicarse al fruto, hojas, flores y/o cortezas de los árboles o plantas que pueden estar invadidos, o que se prevé que estén invadidos, por plagas de insectos. En algunas realizaciones, el NPV puede aplicarse mediante pulverización, aunque puede utilizarse cualquier método de aplicación adecuado.
La actividad o eficacia insecticida del NPV surge cuando un insecto hospedador ingiere un cuerpo de oclusión (CO) del virus durante la alimentación. Una vez dentro del intestino del insecto, el saco de poliedrina del CO se disuelve debido a la acción de los jugos digestivos alcalinos (pH de 9,5 a 11,5) y por degradación enzimática, que libera las partículas víricas. La infección primaria se produce en las células del intestino, seguido de otros tipos de células, incluidos hemocitos, células traqueales y adipocitos. En fases avanzadas de infección vírica, las células contienen múltiples partículas víricas que están presentes en el núcleo. Liberando finalmente, la rotura del núcleo y de la célula, una pluralidad de CO víricos. El aspecto externo de las larvas infectadas cambia durante la infección vírica. Las larvas se vuelven inactivas y su crecimiento se atrofia. A medida que avanza la infección, el tegumento de las larvas puede cambiar de color. Finalmente, el tegumento se rompe y se libera un líquido blanco grisáceo que contiene múltiples CO víricos. Cuando las larvas sanas se alimentan de partes de plantas que se han contaminado con este líquido, ingieren los CO víricos y se autoinfectan, conduciendo a una mayor propagación del virus.
La invención se describirá a continuación con mayor detalle haciendo referencia a los siguientes ejemplos no limitantes.
Ejemplos
Métodos y Materiales
Se estableció un cultivo de laboratorio de C. peltastica en la Universidad de Rodas, Centro de investigación de Waainek, Sudáfrica. Durante la cría, las larvas que mostraban síntomas de enfermedad 'de marchitamiento' se recogieron en microtubos y se llevaron a una temperatura de -25 °C para utilizar posteriormente. Estos síntomas se asociaron a un cambio de color: aspecto roso lechoso (fase inicial) y aspecto negro/marrón (fase tardía).
En un intento de aislar un baculovirus de las larvas sintomáticas, se adaptó un protocolo para un extracto crudo de granulovirus (GV) de Parnell et al. (2002). Sin embargo, utilizando este método, no se observaron virus, y por lo tanto, en su lugar, se utilizó un protocolo de NPV adaptado de Grzywacz et al. (2007). Los cadáveres de insectos se homogeneizaron en 1 ml de SDS al 0,1 % en un microtubo para alterar la cutícula. Después, el microtubo se sometió a agitación vorticial durante aproximadamente 2 minutos. El homogeneizado se centrifugó a 100 x g durante 10 a 20 segundos para retirar los restos de insectos. El sobrenadante se recogió y se colocó en un microtubo distinto. El sedimento se resuspendió en 1 ml de SDS al 0,1 % y se volvió a centrar a 100 xg durante 10 a 20 segundos. El sobrenadante se agrupó y se desechó el sedimento. El sobrenadante agrupado se centrifugó a 2 500 xg durante 5 minutos para sedimentar el virus. El sobrenadante se desechó y el sedimento se volvió a suspender en 1 ml de ddH2O y se centrifugó a 2 500 xg durante 5 minutos. El sobrenadante se desechó nuevamente y el sedimento se volvió a suspender en aproximadamente de 100 a 200 ml de ddH2O.
Purificación de cuerpos de oclusión de virus por centrifugación en gradiente de glicerol
Para diferenciar la morfología del baculovirus, los cuerpos de oclusión (CO) se purificaron utilizando un gradiente de glicerol. En un microtubo, se preparó un gradiente de glicerol del 50 al 60 %, siguiendo un método adaptado de Grzywacz et al (2007), colocando 500 ml de glicerol al 60 % en un tubo de 2 ml cubierto con 500 ml de glicerol al 50 %. El sedimento de un extracto crudo se resuspendió en 500 ml de glicerol al 20 %. Después, 100 ml de esta muestra, se colocaron en la parte superior del gradiente y se centrifugaron a la velocidad máxima durante 15 minutos. Tanto la banda como el sedimento se recogieron y se resuspendieron en 1 ml de ddH2O y se centrifugaron a la velocidad máxima (12 100 xg) durante 15 minutos. El sobrenadante se desechó y el sedimento se resuspendió y se centrifugó de nuevo como se ha descrito anteriormente. El sedimento final se resuspendió en ddH2O.
Microscopía electrónica de transmisión (MET)
Durante 30 segundos, una gota de la muestra preparada (62 ml) se colocó en una rejilla cubierta de carbono Forvar. Se utilizó papel de filtro para drenar el exceso de muestra. Después, se colocó una gota de acetato de uranilo en la rejilla y se dejó durante 20 segundos. Se utilizó papel de filtro para retirar el exceso de manchas y se dejó la rejilla durante la noche. La rejilla se observó utilizando un microscopio electrónico de transmisión Zeiss Libra 120 a 80 000 kV. Las imágenes se analizaron utilizando el programa de análisis informático Olympus Mega View (G2). El tamaño, la anchura y el diámetro de los CO se determinaron midiendo 100 CO de las imágenes tomadas.
Extracción de ADN con CTAB (bromuro de cetiltrimetilamonio)
Se adaptó un protocolo de extracción de ADN con CTAB de Aspinall et al. (2002). Utilizando 200 ml de cuerpos de oclusión crudos/purificados extraídos, se añadieron 90 ml de carbonato de sodio (Na2CO3) 1 M y se incubaron a 31 °C durante 30 minutos. Se añadieron 120 ml de Tris-HCI (1 M, pH 6,8), 90 ml de SDS al 10 % y 50 ml de proteinasa K (25 mg/ml) y las muestras se incubaron durante 30 minutos más a 37° C. Después, se añadieron 10 ml de ARNasa A (10 mg/ml) y se incubaron durante otros 30 minutos a 37° C. A continuación, la solución se centrifugó a 12 100 xg durante 3 minutos. El sobrenadante se transfirió a un nuevo tubo de 1,5 ml y el sedimento se desechó. Después, al sobrenadante se añadieron 400 ml de tampón de CTAB caliente y se incubaron a 70 °C durante 60 minutos. Se añadieron 400 ml de cloroformo a 4° C y la muestra se centrifugó a 6500 xg durante 10 minutos. La fase superior se transfirió a un nuevo tubo de 1,5 ml y se añadieron 400 ml de isopropanol a -25° C. La muestra se dejó toda la noche a -25°°C y después se centrifugó a 12 100 xg durante 20 minutos y el sobrenadante se desechó. Se añadió 1 ml de etanol frío al 70 % al sedimento, y la muestra se centrifugó a 12100 xg durante 5 minutos. El sobrenadante se desechó y el sedimento se incubó a 50° C, hasta que se secó. El sedimento se resuspendió en 20 ml de Tris-HCl 10 mM (pH 8,0).
Reacción en cadena de la polimerasa (PCR, Polymerase Chain Reaction)
Para caracterizar genéticamente el NPV aislado (Tabla 1), se utilizaron cebadores oligonucleotídicos degenerados, prPH-1 y prPH-2, diseñados por Lange et al. (2004). Los cebadores se utilizaron para amplificar el gen de la poliedrina utilizando ADN extraído de los CO purificados.
Tabla 1: Cebadores oligonucleotídicos degenerados para la amplificación parcial de la región del gen polH/gran _______________________________ (poliedrina/granulina) (Lange et al. 2004)._______________________________ Nombre del oligonucleótido____________Secuencia (de 5’ a 3’)________________________________________ Polh/gran (prPH-1) TGTAAAACGACGGCCAGTNRCNGARGAYCCNTT SEQ ID NO: 3 (Polh/gran (prPH-2) CAGGAAACAGCTATGACCDGGNGCRAAYTCYTT SEQ ID NO: 4
* N = C, A, T o G; R = A o G; Y = C o T; D = A, G o T
Se prepararon reacciones de PCR para un control positivo, un control negativo y un NPV de C. peltastica. El control positivo consistió en ADN extraído del CrleGV (granulovirus de Cryptophlebia leucotreta) para garantizar la amplificación correcta con los cebadores degenerados y el control negativo no contenía ADN para determinar la presencia de contaminación. La concentración de ADN del NPV de C. peltastica se determinó utilizando un espectrofotómetro de nanogota (Thermo Scientific®) para que fuera de aproximadamente 84 ng/ml. Esto se tuvo en cuenta al mezclar los reactivos.
Los parámetros de PCR utilizados para la amplificación del gen de la poliedrina se adaptaron de Lange et al. (2004) para obtener un producto de PCR de los 507 a 510 nucleótidos para el análisis. La amplificación por PCR se realizó en un termociclador (BIO-RAD®). Los productos de PCR se analizaron mediante EGA (electroforesis en gel de agarosa) al 1 % y los tamaños de las bandas se estimaron utilizando la escalera de ADN GeneRuler de 1 Kpb (Thermo Scientific®) para confirmar la presencia y el tamaño del gen del virus.
Secuenciación
Los productos de PCR obtenidos se secuenciaron en Inqaba Biotechnology Industries (Pty) Ltd (Sudáfrica). Se utilizó FinchTV®, versión 1.4.0 (Geospiza Inc. 2004-2006), para observar los cromatogramas con la finalidad de depurar nucleótidos ambiguos. Después de la depuración, las secuencias se sometieron a análisis BLAST (siglas del inglés Basic Local Alignment Search Tool, herramienta de búsqueda de alineamiento de secuencias de tipo local) del NCBI ( National Center for Biotechnology Information, Centro Nacional para la Información Biotecnológica) para determinar una secuencia de baculovirus estrechamente emparejada. Las secuencias se analizaron en MEGA® 6 (Tamura et al.
2013) para determinar polimorfismos de un solo nucleótido (SNP, single nucleotide polymorphisms). Una vez que se determinaron los SNP, las secuencias se tradujeron para determinar si los SNP producían cambios de aminoácidos.
Resultados
Sintomatología
La recogida de larvas sintomáticas del cultivo comenzó una vez que el cultivo alcanzó altas densidades. Las larvas sintomáticas se encontraron al azar durante la cría, en densidades medias a bajas dependiendo de cómo se hacinaban las larvas y del momento en el que se encontraban las larvas infectadas. Se encontraron larvas sintomáticas en la superficie del alimento, dentro del alimento y colgando de los lados de los recipientes. Los primeros síntomas del virus se observaron con un cambio de color en los insectos, comúnmente de rosa lechoso a marrón-negro. Una vez que las larvas habían alcanzado la fase de color marrón/negro eran propensas a romperse a medida que la cutícula se ablandaba y se licuaba. Por lo tanto, cuando estas larvas se recogieron se tuvo mucho cuidado para evitar romper la cutícula.
Extracción de baculovirus crudo y microscopía electrónica de extracción
La microscopía electrónica de transmisión de un extracto crudo confirmó la presencia de un baculovirus. Los CO se observaron como estructuras negras amorfas agrupadas entre sí. Las imágenes de los CO muestran los rasgos característicos de un NPV (Figura 1). El tamaño de los CO variaba entre 421 nm a 1263,2 nm. Se descubrió que el tamaño medio de 100 CO de NPV era de 731,09 ± 15,13 nm.
Purificación de cuerpos de oclusión de virus por centrifugación en gradiente de glicerol
La centrifugación en gradiente de glicerol se utilizó para purificar los CO del extracto crudo. Se recogió una banda que se formaba en la parte superior del gradiente y el sedimento y se colocaron en microtubos distintos. La MET finalizó después en ambas muestras. Se observaron pocos o ningún CO en la banda, encontrándose numerosos CO puros en la muestra sedimentada.
La muestra sedimentada contenía la mayor parte de los CO del NPV. A pesar de que la muestra se encontró en el sedimento donde generalmente se encuentran los restos de insectos, la muestra era pura. Se observaron CO y pudieron caracterizarse morfológicamente. Como se muestra en la Figura 2, pueden observarse diferentes tamaños, formas circulares y grupos agregados del NPV.
Extracción de ADN utilizando ADN genómico de NPV
Se extrajo satisfactoriamente ADN genómico de extracto crudo de CO de NPV de C. peltastica. El ADN se analizó mediante electroforesis en gel de agarosa al 0,7 % y se descubrió que tenía un peso molecular alto (>10000 pb) (Figura 4).
Amplificación por PCR del gen de la poliedrina utilizando cebadores degenerados
El ADN genómico obtenido se utilizó para amplificar el gen de la poliedrina utilizando cebadores degenerados. El producto amplificado se analizó mediante electroforesis en gel de agarosa al 1 %, como se ilustra en la Figura 5. No hubo indicios de contaminación ya que no había banda en el control negativo (Carril 3). El control positivo de CrleGV fue satisfactorio ya que se amplificó un producto de ± 700 pares de bases (Carriles 5 y 6). El gen de la poliedrina de C. peltastica se amplificó satisfactoriamente, como lo demuestra el producto de PCR obtenido de aproximadamente 700 pares de bases (Carriles 8 y 9). Todos los productos eran de buena calidad, produciendo bandas concisas y puras.
Análisis de secuenciación
Las secuencias obtenidas se sometieron a un BLAST, utilizando un análisis blastn donde se observó un emparejamiento más estrecho del 93 % con una secuencia parcial de la región del gen de la poliedrina de baculovirus de Epinotia granitalis (501 nucleótidos). Después de depurar la secuencia, se descubrió que la secuencia de polH del NPV de C. peltastica tenía una longitud de 507 nucleótidos (SEQ ID NO: 1). Después de la traducción y alineación entre las dos secuencias, se observaron varios SNP. Cinco de estos SNP dieron lugar a cambios de aminoácidos: de isoleucina a valina, de fenilalanina a tirosina, de serina a alanina, de valina a isoleucina y de ácido glutámico a ácido aspártico. Los SNP restantes fueron pequeños y no produjeron ningún cambio.
E. granitalis, la polilla de la corteza del ciprés, es originaria de Japón y es una plaga del cedro japonés y del ciprés japonés (Takatsuka 2007). Hay investigaciones limitadas sobre el baculovirus de E. granitalis y solo se dispone de una secuencia parcial de polhlgran para comparar. Se desconocen las razones por las cuales las secuencias del gen de la poliedrina de estos virus están tan estrechamente emparejadas ya que infectan diferentes especies de insectos que no se encuentran en la misma región geográfica y no comparten los mismos hospedadores.
Esta es la primera identificación de un NPV que infecta a C. peltastica y para investigar el nuevo estado de este virus, se realizó una caracterización adicional a través de una secuenciación hologenómica (de todo el genoma) y un análisis de ADN genómico con ENR (enzimas de restricción).
Análisis genómico de nucleopoliedrovirus de Cryptophlebia peltastica
Utilizando un análisis con endonucleasas de restricción (ENR) y secuenciación hologenómica, se realizó una caracterización genética adicional del NPV aislado. El análisis con ENR es una técnica de ingeniería genética, mapeo genómico y análisis de secuencia de ADN (Roberts 1979; Bikandi et al. 2004) muy utilizada en biología molecular. El análisis con ENR también es una técnica importante que puede utilizarse para comparar los genotipos de diferentes aislados de virus con fines de control biológico.
El análisis con endonucleasas de restricción se utiliza para crear una 'huella' genética de virus aislados. Para producir esta 'huella digital', el ADN vírico se digiere con el uso de enzimas de restricción. Estas enzimas cortan las cadenas de ADN en determinadas secuencias de nucleótidos, dando como resultado varias piezas de cadenas de ADN. Los fragmentos se analizan después mediante electroforesis en gel de agarosa, que los separa según el tamaño creando un perfil de ADN. Es a partir de estas 'huellas' que los aislados víricos caracterizarse en términos de genotipo.
Análisis con endonucleasas de restricción
Se extrajo ADN genómico y se utilizó para crear perfiles de ENR, utilizando las siguientes enzimas de restricción de digestión rápida BamH1, EcoR1, Hind111, Kpn1, Pst1, Sa/1, Sma1, Xba1 y Xrto1 (Thermo Scientific®, Estados Unidos). Se preparó una reacción de 30 ml., que comprendía 200 ng/ml de ADN molde, 3 ml de enzima de restricción de digestión rápida, 3 ml de tampón de digestión rápida y el volumen restante se constituyó con ddH2O. La reacción se incubó a 37° C durante 15 minutos. Los perfiles de ENR se visualizaron utilizando electroforesis en gel de agarosa al 0,6 %, que se sometieron a electroforesis a 30 voltios durante 16 horas en tampón TAE 1X y se tiñeron con bromuro de etidio. Las imágenes de los perfiles de ENR se capturaron utilizando el transiluminador UV de UVIpro chemi (UVItec). Para determinar los tamaños de las bandas se utilizaron dos escaleras de ADN, una escalera de intervalo alto GeneRuler (Thermo Scientific®, Estados Unidos) y la escalera de ADN GeneRuler de 1 Kb (Thermo Scientific®, Estados Unidos). Se utilizó el programa informático UviBand (UVItec) para estimar los tamaños de las bandas y del genoma.
Perfiles de análisis con endonucleasas de restricción
Ninguno de los perfiles de ENR de BamH1, EcoR1, Hind111, Kpn1, Pst1, Sal1, Xba1 y Xho1 produjo un perfil característico que puede utilizarse para diferenciar fácilmente el CrpeNPV (nucleopoliedrovirus de la especie Cryptophlebia peltastica (Crpe)) de baculovirus similares. Sin embargo, el perfil de ENR, producido por la digestión con la enzima Sma1, produjo un perfil característico que contenía una sola banda en el gel de electroforesis en gel de agarosa (Figura 6). Esto indica que, en el genoma del CrpeNPV, solo hay un sitio de reconocimiento para la enzima Sma1, que puede utilizarse como un medio sencillo de análisis e identificación de aislados de virus.
Como no se disponía de otros perfiles de análogos de CrpeNPV conocidos para establecer comparaciones, para caracterizar con precisión el CrpeNPV no pudo utilizarse el análisis con ENR. Por lo tanto, para un método más preciso
de caracterización genética, se secuenció todo el genoma.
Secuenciación genómica
El genoma completo (SEQ ID NO: 2) del CrpeNPV, utilizando aproximadamente 100 ng de ADN extraído de CO purificados, se secuenció en Inqaba Biotechnical Industries (Pty) Ltd (Sudáfrica) utilizando un secuenciador de mesa MiSeq (lllumina). La secuenciación de lllumina del genoma completo del CrpeNPV produjo un total de 3871 946 lecturas emparejadas. Se utilizó el programa Geneious (Nueva Zelanda), versión R7 (Kearse et al. 2012), para completar un conjunto nuevo. Para producir un conjunto nuevo, los extremos de las lecturas emparejadas se cortaron utilizando la función de corte ligero del programa Geneious. Una vez cortadas las lecturas emparejadas, se ejecutó un conjunto nuevo utilizando el 20 % de los datos y se produjeron numerosos cóntigos. Se seleccionó el cóntigo más largo y se generó una secuencia consenso para crear una secuencia del genoma completo del CrpeNPV.
Análisis del genoma del CrpeNPV
La secuenciación de lllumina produjo un total de 3871 946 lecturas emparejadas. De estas lecturas, se utilizaron 760 297 para completar un conjunto nuevo, que produjo 104532 cóntigos. El cóntigo más largo, cóntigo 1, se utilizó para crear una secuencia consenso de 116646 pb. La secuencia consenso tuvo una cobertura de 731,6 ± 390,8 (media ± destip) y un contenido de GC de 37,1 %. El genoma completo del CrpeNPV (SEQ ID NO: 2) se anotó utilizando una base de datos de 18 secuencias de referencia del genoma completo de NPV. En el genoma, se identificó un total de 105 genes con regiones codificantes completas (desde el codón de terminación al codón de inicio). Los 105 genes se marcaron de acuerdo con los números de ORF ( open reading frame, marco abierto de lectura), comenzando el ORF1 en el gen de la poliedrina.
La mayoría de los 31 genes principales identificados en todos los genomas de baculovirus, se reconocieron en el genoma del CrpeNPV con la excepción del gen gp64, p6.9, odvp-6 e, p95, vp80/97, gp67, p87, lef-6 , ptp-2, ptp-2, arif, vef, pcna, ie-2, lef-7, pe38 y lef-3. El gen gp64 es una característica distintiva de los NPV, ya que los NPV se dividen en dos grupos, grupo 1 y grupo 2. Los NPV del grupo 1 expresan el gen gp64 y la proteína de fusión, mientras que los NPV del grupo 2 carecen del gen gp64 pero contienen la proteína de fusión. Por lo tanto, el CrpeNPV es un NPV del grupo 2 ya que carece del gen gp64.
Los resultados de la búsqueda BLAST revelaron que no se conocen genes de poliedrina que tengan una secuencia de nucleótidos con una identidad de secuencia mayor que 93 % con la SEQ ID NO: 1 (la secuencia del gen de la poliedrina de CrpeNPV).
Actividad biológica
Se utilizaron bioensayos para determinar la virulencia del CrpeNPV contra C. peltastica, T. leucotreta y C. pomonella utilizando un método de bioensayo de dosis superficial. El primer objetivo del estudio del bioensayo era determinar la concentración necesaria del producto vírico para causar una mortalidad del 50 % (CL50 concentración letal del 50 %) y del 90 % (CL90 concentración letal del 90 %) utilizando un intervalo de dosis contra las tres especies. El segundo objetivo era determinar la velocidad para destruir el 50 % (TL50, tiempo letal del 50 %) y el 90 % (TL90) de la población, utilizando el valor de CL90 obtenido en los ensayos de respuesta a la dosis.
Bioensayos de respuesta a la dosis superficial con larvas neonatas de C. peltastica
Los bioensayos de dosis superficial se realizaron en viales de vidrio. Cada vial de vidrio se llenó con 2 g de alimento artificial para la falsa polilla del manzano (FPM) y con 2 ml de agua destilada, el alimento se esterilizó en autoclave a 121° C durante 13 minutos. Para las dosis, se utilizaron seis diluciones cinco veces mayores de CO purificados del CrpeNPV en agua destilada esterilizada y como control agua destilada esterilizada. Se trataron cuarenta y ocho larvas por dosis (48 viales de vidrio por dosis) y los ensayos se repitieron tres veces. En el centro de la superficie del alimento, con una pipeta, se transfirió un volumen de 100 ml de cada dilución vírica y de control. El líquido se extendió uniformemente sobre la superficie del alimento girando el vial en un ángulo. Los viales de vidrio inoculados se dejaron durante ± 30 minutos, hasta que el alimento se haya secado. En cada vial se colocó una larva neonata. Todas las larvas procedían del mismo lote de huevos, que eclosionaron al mismo tiempo. Después, para impedir que las larvas se escapasen, los viales se cerraron con una tapa y se dejaron boca abajo durante aproximadamente doce horas. Los viales se mantuvieron en una sala EC a una temperatura de 27°°C y con una humedad relativa de 60 - 80 %. Después, los viales se giraron boca arriba. Aproximadamente 24 horas después, las tapas se reemplazaron por algodón.
Después de 7 días, los viales se abrieron y se inspeccionó el alimento. Las larvas se registraron como larvas muertas o vivas. La curva de respuesta a la dosis se calculó utilizando el programa informático PROBAN (Van Ark 1995) utilizado para el análisis probit (Finney 1971). El programa informático PROBAN tuvo en cuenta la mortalidad de las larvas de control y la corrigió utilizando la fórmula de Abbott (Abbott 1925). En los análisis, en cada repetición, se calcularon los valores de CL50 y CL90. A partir de las medias de los tres ensayos, se obtuvo un promedio de los valores de CL50 y CL90.
Bioensayos de respuesta a la dosis superficial con larvas neonatas de la FPM
Los bioensayos de dosis superficial se realizaron en placas de 24 pocilios. El alimento se preparó añadiendo 250 g de alimento artificial para la FPM a una placa de Pyrex, Se añadieron 300 ml de dH2O al alimento. Durante 30 minutos, el alimento se esterilizó en un horno a una temperatura de 180° C. Después, los tapones de alimento se cortaron utilizando un vial de vidrio. Después, utilizando una varilla de vidrio estéril, los tapones de alimento se introdujeron por presión en los pocillos de la placa. Para las dosis, se utilizaron seis diluciones cinco veces mayores de CO purificados de CrpeNPV en agua destilada esterilizada y como control agua destilada esterilizada. Se trataron cuarenta y ocho larvas por dosis (dos placas de 24 pocillos por dosis) y los ensayos se repitieron tres veces. En el centro de la superficie del alimento, con una pipeta, se transfirió un volumen de 50 ml de cada dilución vírica y de control. El líquido se extendió uniformemente sobre la superficie del alimento girando las placas. Las placas inoculadas se dejaron durante ± 30 minutos, hasta que el alimento se secó. Se colocó una larva neonata en cada pocillo. Todas las larvas procedían del mismo lote de huevos, que eclosionaron al mismo tiempo. Las placas de ensayo se sellaron con parafilm y se mantuvieron en una sala EC a una temperatura de 27 °C y con una humedad relativa de 60 - 80 %.
Después de 7 días, las placas se abrieron y se inspeccionó el alimento. Las larvas se registraron como larvas muertas o vivas. La curva de respuesta a la dosis se calculó utilizando el programa informático PROBAN (Van Ark 1995) utilizado para el análisis probit (Finney 1971). El programa informático PROBAN tuvo en cuenta la mortalidad de las larvas de control y la corrigió utilizando la fórmula de Abbott (Abbott 1925). En los análisis, en cada repetición, se calcularon los valores de CL50 y CL90. A partir de las medias de los tres ensayos, se obtuvo un promedio de los valores de CL50 y CL90.
Bioensayos de respuesta a la dosis superficial con larvas neonatas de la polilla del manzano
Los bioensayos de dosis superficial se realizaron en placas de 24 pocillos. El alimento se preparó esterilizando en autoclave 13 g de agar en 400 ml de agua destilada. Durante 10 minutos, en un horno a una temperatura de 180 °C, se esterilizaron 235,27 g de alimento previamente mezclado para gusano cogollero. En el alimento esterilizado se mezclaron 1527 ml de ácido propiónico y 154 ml de ácido fosfórico. Después se añadió agar al alimento, se añadieron 200 a 400 ml de agua hirviendo y se mezclaron para formar una pasta uniforme. A continuación, el alimento se transfirió con una pipeta a las placas de 24 pocillos. Para las dosis, se utilizaron cinco diluciones cinco veces mayores de CO purificados del CrpeNPV en agua destilada esterilizada y como control agua destilada esterilizada. Se trataron cuarenta y ocho larvas por dosis (dos placas de 24 pocillos por dosis) y los ensayos se repitieron tres veces. En el centro de la superficie del alimento, con una pipeta, se transfirió un volumen de 50 ml de cada dilución vírica y de control. El líquido se extendió uniformemente sobre la superficie del alimento girando las placas. Las placas inoculadas se dejaron durante ± 30 minutos, hasta que el alimento se secó. Se colocó una larva neonata en cada pocillo. Todas las larvas procedían del mismo lote de huevos, que eclosionaron al mismo tiempo. Los pocillos se sellaron con parafilm y se mantuvieron en una sala EC a una temperatura de 27 °C y con una humedad relativa del 60 al 80 %.
Después de 7 días, las placas se abrieron y se inspeccionó el alimento. Las larvas se registraron como larvas muertas o vivas. La curva de respuesta a la dosis se calculó utilizando el programa informático PROBAN (Van Ark 1995) utilizado para el análisis probit (Finney 1971). El programa informático PROBAN tuvo en cuenta la mortalidad de las larvas de control y la corrigió utilizando la fórmula de Abbott (Abbott 1925). En los análisis, en cada repetición, se calcularon los valores de CL50 y CL90. A partir de las medias de los tres ensayos, se obtuvo un promedio de los valores de CL50 y CL90.
Bioensayos de respuesta temporal
Los bioensayos de respuesta temporal se realizaron en viales de vidrio. Se inocularon cincuenta viales de vidrio con 100 ml de agua destilada esterilizada y 50 viales se inocularon con la solución del CrpeNPV purificado de CL90 (calculada en los bioensayos de respuesta a la dosis). El alimento se dejó durante ± 30 minutos, hasta secarse adecuadamente. En cada vial se colocó una larva neonata. Los viales se sellaron con una tapa y se repitió el mismo procedimiento que el anterior y se mantuvieron en una sala EC a una temperatura de 27° C y con una humedad relativa de 60 - 80 %. Los bioensayos se repitieron tres veces. Después de 16 horas, se inspeccionaron los viales en busca de larvas muertas. Posteriormente, los viales se comprobaron cada 8 horas hasta que cesó la mortalidad. Después, el alimento se analizó minuciosamente para determinar si los viales restantes contenían larvas muertas o vivas. La respuesta temporal se analizó utilizando una regresión logística ( logit) con el programa STATISTICA versión V12 (StatSoft 2013). A partir de los resultados obtenidos, se calcularon los valores de TL50 y TL90.
Resultados de los bioensayos de respuesta a la dosis superficial
Se determinaron las curvas de respuesta a la dosis de los valores de CL50 y CL90 para cada especie y aislado. Los resultados se muestran en la Tabla 2 siguiente.
Tabla 2: Comparación de los valores medios de CL50 y CL90 para C. peltastica, T. leucotreta y C. pomonella (sudafricana) y C. pomonella (europea, siendo los aislados CpS y CpRR1 susceptibles y resistentes,
respectivamente, a CpGV).
La virulencia del CrpeNPV contra T. leucotreta y C. pomonella fue ligeramente más letal que la de sus baculovirus homólogos, CrleGV y CpGV-SA. Se descubrió que la CL50 y la CL90 de CrleGV contra su hospedador homólogo, T. leucotreta, era de 4,095 x 103 CO/ml y de 1,185 x 105 CO/ml respectivamente (Moore et al. 2011). Se descubrió que la CL50 y la CL90 de CpGV-SA contra su hospedador homólogo, C. pomonella, era de 1,632 x 103 CO/ml y de 1,163 x 105 CO/ml respectivamente (Motsoeneng 2016).
Tabla 3: Comparación de valores de CL50 de los aislados de C. pomonella europea, CpS, CpRR1 y Cp5M, contra aislados de CpGV. Los aislados CpS, CpRR1 y Cp5M, son susceptibles, resistentes y más resistentes,
respectivamente, a CpGV.
Los resultados ilustrados en la Tabla 3, demuestran una actividad comparable del CrpeNPV contra aislados de la polilla del manzano europea sensibles a CpGV y resistentes a CpGV. M es una cepa mejicana de CpGV; V015 es un aislado mejicano de CpGV que supera la resistencia a CpGV; I07R y 112 son aislados iraníes de CpGV; S es un aislado de CpGV aislado del producto comercial, Virosoft; E2 es un aislado inglés de CpGV; Madex Plus es un aislado seleccionado en laboratorio de la polilla del manzano resistente a CpGV.
Resultados de bioensayos de respuesta temporal
Los valores de velocidad de destrucción TL50 y TL90 se determinaron para cada especie y se ilustran en la Tabla 4 a continuación.
C. peltastica tenía un valor de TL50 de 73,44 horas y un valor de TL90 de 89,21 horas.
T. leucotreta tenía un valor de TL50 de 80,69 horas y un valor de TL90 de 96,37 horas.
C. pomonella tenía un valor de TL50 de 106,09 horas y un valor de TL90 de 125,52 horas.
T l 4: m r i n l m i l v l r TL TL . l i T. l r . m n ll .
continuación
También se determinaron los valores de velocidad de destrucción TL50 y TL90 de dos cultivos de Cydia pomonella y contra cuatro aislados víricos, como se ilustra en la Tabla 5 a continuación.
Tabla 5: Comparación de valores de TL50 y TL90 de dos cultivos de Cydia pomonella; CpS (susceptible) y Cp5M - - -
La velocidad de destrucción del CrpeNPV contra los hospedadores heterólogos, fue mayor que la de sus granulovirus homólogos (Tabla 4). Ya que se observó que los valores de TL50 y TL90 para CrleGV contra T. leucotreta eran de 118 horas y 176 horas (Moore et al. 2011) y que el valor de TL50 para CpGV-SA contra C. pomonella era de 135 horas (Motsoeneng 2016).
A partir de los resultados anteriores, se estableció que el CrpeNPV era más virulento contra las larvas neonatas de las especies T. leucotreta y C. pomonella, específicamente con una velocidad de destrucción significativamente más rápida para ambas especies. Los valores medios de CL y TL fueron ligeramente inferiores a los de sus propios baculovirus homólogos, CrleGV y CpGV-SA.
Ensayo de infectividad
Se utilizaron dos concentraciones discriminativas de virus (5,8 x 104 y 5,8 x 105 CO/ml) para analizar la infectividad del CrpeNPV contra tres cultivos de la polilla del manzano (C. pomonella) europea con diferentes susceptibilidades al granulovirus (o virus de la granulosis) de Cydia pomonella (CpGV): CpS (susceptible), CpRR1 (resistente) y Cp5M (más resistente). El CrpeNPV causó una mortalidad del 100 % en los tres cultivos a 5,8 x 104 y 5,8 x 105 CO/ml (véase la Figura 7). También se realizaron ensayos para determinar los valores de CL50 y CL90 después de un periodo de incubación de siete y catorce días y los resultados se presentan a continuación en las Tablas 6 y 7.
Tabla 6: Comparación de los valores de CL50 y CL90 de los tres cultivos de la polilla de la manzana europea: CpS,
CpRR1 y CpR5M después de siete días
Tabla 7: Comparación de los valores de CL50 y CL90 de los tres cultivos de la polilla de la manzana europea: CpS,
CpRR1 y CpR5M después de catorce días
Estos resultados indican que el CrpeNPV tiene actividad contra un amplio intervalo de hospedadores, incluidas las especies de plagas de polillas resistentes a CpGV. Esto podría ser útil cuando múltiples lepidópteros infestan el mismo hospedador ya que no solo se controlará la plaga primaria sino también las plagas secundarias. Normalmente, las plagas secundarias solo se observan una vez que se ha suprimido la plaga primaria.
Se descubrió que la actividad biológica del CrpeNPV era más virulenta contra los hospedadores heterólogos, incluidas las especies de polillas resistentes a CpGV con una velocidad de destrucción más rápida. Estos resultados indican que el CrpeNPV tiene la posibilidad de desarrollarse, desde el punto de vista comercial, en un bioplaguicida para controlar las poblaciones de insectos de C. peltastica, T. leucotreta y C. pomonella en árboles y plantas, particularmente en árboles frutales (por ejemplo, lichi, cítricos, manzano y peral) y frutos secos (por ejemplo, nuez de macadamia y nueces). Además, El CrpeNPV también podría utilizarse para controlar otras plagas de lepidópteros de la familia Tortricidae.
Tabla 8 : Secuencia de nucleótidos del gen de la poliedrina (polH) del NPV de C. peltastica (SEQ ID NO: 1)
A CX IA C IIXG XXXAAAG AAAXC CG XAG C G XXAAG C C C G AC AC AAXG AAAC XAG XXG XXAAXXG G AG C G G XAAAG AG XXXXXG AG GGAAACTTGGACTCGTTTCATGGAGGACAGCTTTCCCATTGTAAACGACCAAGAAATTATGGATGTTTTCCTAGTAGTTAACAT G CG CCCGACTAGACCTAACCGTTGCTACAAGTTCTTGGCTCAACACGCTCTTCGTTGCGACCCAGACTATGTGCCTCACGAAGT
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Tabla 9: Secuencia de nucleótidos del genoma del NPV de C. peltastica (SEQ ID NO: 2)
ATGTATACG CG TTACAGTTATAACCCATCTTTG G G7CGTACG TATGTTTATG ACAACAAG TATTACAAAAACCTCG GCTCAGTA
ATCAAAAACGCCAAACGTAAGCGCCACCTACTCGAGCATGAAATCGAGGAACGTAATTTGGACCCCCTAGATAATTATCTGGTC
GCCGAGGATCCTTTCCTGGGACCCGGCAAAAACCAGAAACTTACTXTGTTTAAAGAAATCCGTAGCGTTAAGCCCGACACAATG
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G ACCAAG AAAXTAXG GAXG XXXXCCXAG XAG XXAACAXG CGCCCGACXAG ACCXAACCGXXG CXACAAG XXCXXG GC l'CAACAC
G CXCXXCGXXGCGACCCAGACXAXGXGCCXCACGAAGXAATXAGAAXAGXTGAGCCGXCAXGGGXGGGAAGCAACAACGAGXAC
CGTATTAGTCTGGCCAAGCGCGGCGGCGGATGTCCAGTGATGAATCTGCATGCTGAGTACACCAACTCGTTTGAAGAGTTCATT
AACAGAGTCATTTGGGAAAACTTCTACAAGCCCATTGTGTACATTGGTACCGACTCTGCTGAGGAAGAGGAAATTCTAATGGAA
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TTACTAGGGTCTAAAGGCGATTCGGAAGGTTTTGGAGGAGACGGTGTCGATGTTTCTAAACCCGACATTGGCGGAGCAGGCGGT
GCCTCGCTAGCTGTGGGCATAGGCGGTGGGGGCGGAGGACCAAAATCTGAAGCCATCGGCGGAGGCGGAGGAGGAACAAAATCT
GAAACCATCGGCGGAGGCGGAGGCGGCGGTGGTGGTATGCTCGTTTCTAGCTCTTTCATAGGAGGCGGCGGAGGTATGTTTGTA
ATAGGTTCAGGAGGCGGCGGAGGCGGCGGTGGCATGAAAGGTTCAACTATTTTATCGTTTACCGTAGATATAAAATCGTTGGAT
GTAAG TAGAATGTCTTCCACACG TTTAACTAACTCACCATAG TTTTG ATCG G GAATAACAG TTTTAATG TTTTG ATCATCAGTT
TCGTTCGAAACAATTGGTGCTACTATCGTTTCCCTGTTCAAACTTTTGTCGGCGCCTTTTGTGGCGATATCATCCAACGAAACT
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C G C AG C AXXAXTTXACAG CXAG XCG ACG CXCXACAAG CCCXACAXAAAAACXXCAXXAXACAXAACG ATG XCAAG CXG G AAAAX
G XTTXG XACCATAG AAAGAG ACAAATXXAXTXG XG TG ACTAXGG ACXCTG CCGCAXAG XCG G AG TCAAG XCXIG CCAAGACGG C
ACXXTAG AXXATTTCTCACCCG AAAAAAXCAXG G GAAGAAACXAXG ACXXXG GATXTG ACXG G TG GXCAGXCG GXG XTCXAACC
XACG AG CXAAXCACAGG AACCCAXCCAXACAAAXXXGAXCCG G ACG AAGACCXCACXACAAAXG TXCXG CAG CG AAG G CAG CAA
A G A AA A CXXG AAXXTAAAC CXAG CG XG XC XATAG C XG CXC AG XC XXXXATXG AAAAAXXAC XG XTXTAXAAXAXXAAC XAXAG A
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Claims (1)
- REIVINDICACIONES1. Un nucleopoliedrovirus (NPV) adecuado para su uso en el control de poblaciones de insectos, teniendo el NPV una secuencia genómica con una identidad de secuencia de al menos 85 % con la SEC ID NO: 2 y siendo un aislado o genotipo del NPV cuya secuencia genómica está representada por la SEC ID NO: 2, en el que el NPV tiene un intervalo de hospedadores virulentos que comprende la tribu Grapholitini de la familia de lepidópteros Tortricidae.2. Un NPV de acuerdo con la reivindicación 1, que tiene un gen de poliedrina con una identidad de secuencia mayor de 93 % con la SEQ ID NO: 1.3. Un NPV de acuerdo con la reivindicación 1, en el que el intervalo de hospedadores comprende Cryptophlebia peltastica, Thaumatotibia leucotreta, Cydia pomonella, Grapholita molesta y Thaumatotibia batracopa.4. Un NPV de acuerdo con una cualquiera de las reivindicaciones 1 a 3, en el que los insectos se seleccionan de la tribu Grapholitini, preferentemente de las larvas de Cryptophlebia peltastica, Thaumatotibia (Cryptophlebia) leucotreta, Cydia pomonella Grapholita molesta o Thaumatotibia batracopa.5. Un NPV de acuerdo con una cualquiera de las reivindicaciones 1 a 4, que se utiliza en combinación con uno o más bioplaguicidas adicionales, preferentemente seleccionado de un granulovirus de Cryptophlebia leucotreta, un granulovirus de Cydia pomonella, un granulovirus de Cryptophlebia batracopa o un granulovirus de Grapholita molesta. 6. Un NPV de acuerdo con una cualquiera de las reivindicaciones 1 a 5, en el que la secuencia genómica del NPV contiene solo un sitio de reconocimiento para la enzima de restricción Sma1.7. Una composición bioplaguicida que comprende un NPV según una cualquiera de las reivindicaciones 1 a 6 y uno o más adyuvantes y/o diluyentes que son aceptables desde el punto de vista agronómico.8. Una composición de acuerdo con la reivindicación 7, que comprende un bioplaguicida adicional, preferentemente seleccionado de un granulovirus de Cryptophlebia leucotreta, un granulovirus de Cydia pomonella, un granulovirus de Cryptophlebia batracopa o un granulovirus de Grapholita molesta.9. Una composición de acuerdo con la reivindicación 7 o la reivindicación 8, que comprende además un estimulante nutritivo, un aceite mineral y un protector UV.10. Un método para controlar poblaciones de insectos, comprendiendo el método aplicar a los insectos o a su hábitat, una cantidad eficaz desde el punto de vista insecticida de un NPV según una cualquiera de las reivindicaciones 1 a 6 o una composición bioplaguicida según una cualquiera de las reivindicaciones 7 a 9.11. Un método de acuerdo con la reivindicación 10, que comprende la aplicación simultánea o secuencial, además del NPV o de la composición bioplaguicida, de al menos un bioplaguicida adicional a los insectos o a su hábitat.12. Un método de tratamiento o prevención de infestaciones de insectos en plantas o frutos, comprendiendo el método aplicar, a las plantas o a los frutos, una cantidad eficaz desde el punto de vista insecticida de un NPV según una cualquiera de las reivindicaciones 1 a 6 o una composición bioplaguicida según una cualquiera de las reivindicaciones 7 a 9.
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