PL216541B1 - Kompozycja immunogenna oraz kompozycja do szczepienia i jej zastosowanie - Google Patents

Kompozycja immunogenna oraz kompozycja do szczepienia i jej zastosowanie

Info

Publication number
PL216541B1
PL216541B1 PL375548A PL37554803A PL216541B1 PL 216541 B1 PL216541 B1 PL 216541B1 PL 375548 A PL375548 A PL 375548A PL 37554803 A PL37554803 A PL 37554803A PL 216541 B1 PL216541 B1 PL 216541B1
Authority
PL
Poland
Prior art keywords
bvdv
leptospira
virus
type
cows
Prior art date
Application number
PL375548A
Other languages
English (en)
Other versions
PL375548A1 (pl
Inventor
Paul Joseph Dominowski
Mark D. Goodyear
Michael J. Huether
Original Assignee
Pfizer Prod Inc
Priority date (The priority date is an assumption and is not a legal conclusion. Google has not performed a legal analysis and makes no representation as to the accuracy of the date listed.)
Filing date
Publication date
Application filed by Pfizer Prod Inc filed Critical Pfizer Prod Inc
Publication of PL375548A1 publication Critical patent/PL375548A1/pl
Publication of PL216541B1 publication Critical patent/PL216541B1/pl

Links

Classifications

    • A—HUMAN NECESSITIES
    • A61—MEDICAL OR VETERINARY SCIENCE; HYGIENE
    • A61K—PREPARATIONS FOR MEDICAL, DENTAL OR TOILETRY PURPOSES
    • A61K39/00—Medicinal preparations containing antigens or antibodies
    • A61K39/12—Viral antigens
    • A61K39/295—Polyvalent viral antigens; Mixtures of viral and bacterial antigens
    • A—HUMAN NECESSITIES
    • A61—MEDICAL OR VETERINARY SCIENCE; HYGIENE
    • A61K—PREPARATIONS FOR MEDICAL, DENTAL OR TOILETRY PURPOSES
    • A61K39/00—Medicinal preparations containing antigens or antibodies
    • A61K39/02—Bacterial antigens
    • A61K39/0225—Spirochetes, e.g. Treponema, Leptospira, Borrelia
    • A—HUMAN NECESSITIES
    • A61—MEDICAL OR VETERINARY SCIENCE; HYGIENE
    • A61K—PREPARATIONS FOR MEDICAL, DENTAL OR TOILETRY PURPOSES
    • A61K39/00—Medicinal preparations containing antigens or antibodies
    • A61K39/12—Viral antigens
    • A—HUMAN NECESSITIES
    • A61—MEDICAL OR VETERINARY SCIENCE; HYGIENE
    • A61K—PREPARATIONS FOR MEDICAL, DENTAL OR TOILETRY PURPOSES
    • A61K39/00—Medicinal preparations containing antigens or antibodies
    • A61K39/12—Viral antigens
    • A61K39/155—Paramyxoviridae, e.g. parainfluenza virus
    • A—HUMAN NECESSITIES
    • A61—MEDICAL OR VETERINARY SCIENCE; HYGIENE
    • A61K—PREPARATIONS FOR MEDICAL, DENTAL OR TOILETRY PURPOSES
    • A61K39/00—Medicinal preparations containing antigens or antibodies
    • A61K39/12—Viral antigens
    • A61K39/245—Herpetoviridae, e.g. herpes simplex virus
    • A61K39/265—Infectious rhinotracheitis virus
    • A—HUMAN NECESSITIES
    • A61—MEDICAL OR VETERINARY SCIENCE; HYGIENE
    • A61K—PREPARATIONS FOR MEDICAL, DENTAL OR TOILETRY PURPOSES
    • A61K39/00—Medicinal preparations containing antigens or antibodies
    • A61K39/39—Medicinal preparations containing antigens or antibodies characterised by the immunostimulating additives, e.g. chemical adjuvants
    • A—HUMAN NECESSITIES
    • A61—MEDICAL OR VETERINARY SCIENCE; HYGIENE
    • A61P—SPECIFIC THERAPEUTIC ACTIVITY OF CHEMICAL COMPOUNDS OR MEDICINAL PREPARATIONS
    • A61P11/00—Drugs for disorders of the respiratory system
    • A—HUMAN NECESSITIES
    • A61—MEDICAL OR VETERINARY SCIENCE; HYGIENE
    • A61P—SPECIFIC THERAPEUTIC ACTIVITY OF CHEMICAL COMPOUNDS OR MEDICINAL PREPARATIONS
    • A61P15/00—Drugs for genital or sexual disorders; Contraceptives
    • A—HUMAN NECESSITIES
    • A61—MEDICAL OR VETERINARY SCIENCE; HYGIENE
    • A61P—SPECIFIC THERAPEUTIC ACTIVITY OF CHEMICAL COMPOUNDS OR MEDICINAL PREPARATIONS
    • A61P15/00—Drugs for genital or sexual disorders; Contraceptives
    • A61P15/06—Antiabortive agents; Labour repressants
    • A—HUMAN NECESSITIES
    • A61—MEDICAL OR VETERINARY SCIENCE; HYGIENE
    • A61P—SPECIFIC THERAPEUTIC ACTIVITY OF CHEMICAL COMPOUNDS OR MEDICINAL PREPARATIONS
    • A61P31/00—Antiinfectives, i.e. antibiotics, antiseptics, chemotherapeutics
    • A—HUMAN NECESSITIES
    • A61—MEDICAL OR VETERINARY SCIENCE; HYGIENE
    • A61P—SPECIFIC THERAPEUTIC ACTIVITY OF CHEMICAL COMPOUNDS OR MEDICINAL PREPARATIONS
    • A61P31/00—Antiinfectives, i.e. antibiotics, antiseptics, chemotherapeutics
    • A61P31/04—Antibacterial agents
    • A—HUMAN NECESSITIES
    • A61—MEDICAL OR VETERINARY SCIENCE; HYGIENE
    • A61P—SPECIFIC THERAPEUTIC ACTIVITY OF CHEMICAL COMPOUNDS OR MEDICINAL PREPARATIONS
    • A61P31/00—Antiinfectives, i.e. antibiotics, antiseptics, chemotherapeutics
    • A61P31/12—Antivirals
    • A—HUMAN NECESSITIES
    • A61—MEDICAL OR VETERINARY SCIENCE; HYGIENE
    • A61P—SPECIFIC THERAPEUTIC ACTIVITY OF CHEMICAL COMPOUNDS OR MEDICINAL PREPARATIONS
    • A61P31/00—Antiinfectives, i.e. antibiotics, antiseptics, chemotherapeutics
    • A61P31/12—Antivirals
    • A61P31/14—Antivirals for RNA viruses
    • A—HUMAN NECESSITIES
    • A61—MEDICAL OR VETERINARY SCIENCE; HYGIENE
    • A61P—SPECIFIC THERAPEUTIC ACTIVITY OF CHEMICAL COMPOUNDS OR MEDICINAL PREPARATIONS
    • A61P31/00—Antiinfectives, i.e. antibiotics, antiseptics, chemotherapeutics
    • A61P31/12—Antivirals
    • A61P31/20—Antivirals for DNA viruses
    • A—HUMAN NECESSITIES
    • A61—MEDICAL OR VETERINARY SCIENCE; HYGIENE
    • A61P—SPECIFIC THERAPEUTIC ACTIVITY OF CHEMICAL COMPOUNDS OR MEDICINAL PREPARATIONS
    • A61P31/00—Antiinfectives, i.e. antibiotics, antiseptics, chemotherapeutics
    • A61P31/12—Antivirals
    • A61P31/20—Antivirals for DNA viruses
    • A61P31/22—Antivirals for DNA viruses for herpes viruses
    • A—HUMAN NECESSITIES
    • A61—MEDICAL OR VETERINARY SCIENCE; HYGIENE
    • A61P—SPECIFIC THERAPEUTIC ACTIVITY OF CHEMICAL COMPOUNDS OR MEDICINAL PREPARATIONS
    • A61P37/00—Drugs for immunological or allergic disorders
    • A61P37/02—Immunomodulators
    • A—HUMAN NECESSITIES
    • A61—MEDICAL OR VETERINARY SCIENCE; HYGIENE
    • A61P—SPECIFIC THERAPEUTIC ACTIVITY OF CHEMICAL COMPOUNDS OR MEDICINAL PREPARATIONS
    • A61P37/00—Drugs for immunological or allergic disorders
    • A61P37/02—Immunomodulators
    • A61P37/04—Immunostimulants
    • A—HUMAN NECESSITIES
    • A61—MEDICAL OR VETERINARY SCIENCE; HYGIENE
    • A61P—SPECIFIC THERAPEUTIC ACTIVITY OF CHEMICAL COMPOUNDS OR MEDICINAL PREPARATIONS
    • A61P39/00—General protective or antinoxious agents
    • C—CHEMISTRY; METALLURGY
    • C07—ORGANIC CHEMISTRY
    • C07K—PEPTIDES
    • C07K14/00—Peptides having more than 20 amino acids; Gastrins; Somatostatins; Melanotropins; Derivatives thereof
    • C07K14/005—Peptides having more than 20 amino acids; Gastrins; Somatostatins; Melanotropins; Derivatives thereof from viruses
    • A—HUMAN NECESSITIES
    • A61—MEDICAL OR VETERINARY SCIENCE; HYGIENE
    • A61K—PREPARATIONS FOR MEDICAL, DENTAL OR TOILETRY PURPOSES
    • A61K39/00—Medicinal preparations containing antigens or antibodies
    • A61K2039/51—Medicinal preparations containing antigens or antibodies comprising whole cells, viruses or DNA/RNA
    • A61K2039/525—Virus
    • A61K2039/5252—Virus inactivated (killed)
    • A—HUMAN NECESSITIES
    • A61—MEDICAL OR VETERINARY SCIENCE; HYGIENE
    • A61K—PREPARATIONS FOR MEDICAL, DENTAL OR TOILETRY PURPOSES
    • A61K39/00—Medicinal preparations containing antigens or antibodies
    • A61K2039/51—Medicinal preparations containing antigens or antibodies comprising whole cells, viruses or DNA/RNA
    • A61K2039/525—Virus
    • A61K2039/5254—Virus avirulent or attenuated
    • A—HUMAN NECESSITIES
    • A61—MEDICAL OR VETERINARY SCIENCE; HYGIENE
    • A61K—PREPARATIONS FOR MEDICAL, DENTAL OR TOILETRY PURPOSES
    • A61K39/00—Medicinal preparations containing antigens or antibodies
    • C—CHEMISTRY; METALLURGY
    • C12—BIOCHEMISTRY; BEER; SPIRITS; WINE; VINEGAR; MICROBIOLOGY; ENZYMOLOGY; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING
    • C12N—MICROORGANISMS OR ENZYMES; COMPOSITIONS THEREOF; PROPAGATING, PRESERVING, OR MAINTAINING MICROORGANISMS; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING; CULTURE MEDIA
    • C12N2710/00—MICROORGANISMS OR ENZYMES; COMPOSITIONS THEREOF; PROPAGATING, PRESERVING, OR MAINTAINING MICROORGANISMS; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING; CULTURE MEDIA dsDNA viruses
    • C12N2710/00011—Details
    • C12N2710/16011—Herpesviridae
    • C12N2710/16711—Varicellovirus, e.g. human herpesvirus 3, Varicella Zoster, pseudorabies
    • C12N2710/16722—New viral proteins or individual genes, new structural or functional aspects of known viral proteins or genes
    • C—CHEMISTRY; METALLURGY
    • C12—BIOCHEMISTRY; BEER; SPIRITS; WINE; VINEGAR; MICROBIOLOGY; ENZYMOLOGY; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING
    • C12N—MICROORGANISMS OR ENZYMES; COMPOSITIONS THEREOF; PROPAGATING, PRESERVING, OR MAINTAINING MICROORGANISMS; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING; CULTURE MEDIA
    • C12N2720/00—MICROORGANISMS OR ENZYMES; COMPOSITIONS THEREOF; PROPAGATING, PRESERVING, OR MAINTAINING MICROORGANISMS; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING; CULTURE MEDIA dsRNA viruses
    • C12N2720/00011—Details
    • C12N2720/10011—Birnaviridae
    • C12N2720/10022—New viral proteins or individual genes, new structural or functional aspects of known viral proteins or genes
    • C—CHEMISTRY; METALLURGY
    • C12—BIOCHEMISTRY; BEER; SPIRITS; WINE; VINEGAR; MICROBIOLOGY; ENZYMOLOGY; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING
    • C12N—MICROORGANISMS OR ENZYMES; COMPOSITIONS THEREOF; PROPAGATING, PRESERVING, OR MAINTAINING MICROORGANISMS; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING; CULTURE MEDIA
    • C12N2760/00—MICROORGANISMS OR ENZYMES; COMPOSITIONS THEREOF; PROPAGATING, PRESERVING, OR MAINTAINING MICROORGANISMS; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING; CULTURE MEDIA ssRNA viruses negative-sense
    • C12N2760/00011—Details
    • C12N2760/18011—Paramyxoviridae
    • C12N2760/18511—Pneumovirus, e.g. human respiratory syncytial virus
    • C12N2760/18522—New viral proteins or individual genes, new structural or functional aspects of known viral proteins or genes
    • C—CHEMISTRY; METALLURGY
    • C12—BIOCHEMISTRY; BEER; SPIRITS; WINE; VINEGAR; MICROBIOLOGY; ENZYMOLOGY; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING
    • C12N—MICROORGANISMS OR ENZYMES; COMPOSITIONS THEREOF; PROPAGATING, PRESERVING, OR MAINTAINING MICROORGANISMS; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING; CULTURE MEDIA
    • C12N2760/00—MICROORGANISMS OR ENZYMES; COMPOSITIONS THEREOF; PROPAGATING, PRESERVING, OR MAINTAINING MICROORGANISMS; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING; CULTURE MEDIA ssRNA viruses negative-sense
    • C12N2760/00011—Details
    • C12N2760/18011—Paramyxoviridae
    • C12N2760/18611—Respirovirus, e.g. Bovine, human parainfluenza 1,3
    • C12N2760/18622—New viral proteins or individual genes, new structural or functional aspects of known viral proteins or genes
    • C—CHEMISTRY; METALLURGY
    • C12—BIOCHEMISTRY; BEER; SPIRITS; WINE; VINEGAR; MICROBIOLOGY; ENZYMOLOGY; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING
    • C12N—MICROORGANISMS OR ENZYMES; COMPOSITIONS THEREOF; PROPAGATING, PRESERVING, OR MAINTAINING MICROORGANISMS; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING; CULTURE MEDIA
    • C12N2770/00—MICROORGANISMS OR ENZYMES; COMPOSITIONS THEREOF; PROPAGATING, PRESERVING, OR MAINTAINING MICROORGANISMS; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING; CULTURE MEDIA ssRNA viruses positive-sense
    • C12N2770/00011—Details
    • C12N2770/24011—Flaviviridae
    • C12N2770/24311—Pestivirus, e.g. bovine viral diarrhea virus
    • C12N2770/24322—New viral proteins or individual genes, new structural or functional aspects of known viral proteins or genes
    • C—CHEMISTRY; METALLURGY
    • C12—BIOCHEMISTRY; BEER; SPIRITS; WINE; VINEGAR; MICROBIOLOGY; ENZYMOLOGY; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING
    • C12N—MICROORGANISMS OR ENZYMES; COMPOSITIONS THEREOF; PROPAGATING, PRESERVING, OR MAINTAINING MICROORGANISMS; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING; CULTURE MEDIA
    • C12N2770/00—MICROORGANISMS OR ENZYMES; COMPOSITIONS THEREOF; PROPAGATING, PRESERVING, OR MAINTAINING MICROORGANISMS; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING; CULTURE MEDIA ssRNA viruses positive-sense
    • C12N2770/00011—Details
    • C12N2770/28011—Hepeviridae
    • C12N2770/28022—New viral proteins or individual genes, new structural or functional aspects of known viral proteins or genes

Landscapes

  • Health & Medical Sciences (AREA)
  • Life Sciences & Earth Sciences (AREA)
  • Chemical & Material Sciences (AREA)
  • General Health & Medical Sciences (AREA)
  • Medicinal Chemistry (AREA)
  • Pharmacology & Pharmacy (AREA)
  • Public Health (AREA)
  • Animal Behavior & Ethology (AREA)
  • Veterinary Medicine (AREA)
  • Virology (AREA)
  • Organic Chemistry (AREA)
  • Immunology (AREA)
  • General Chemical & Material Sciences (AREA)
  • Chemical Kinetics & Catalysis (AREA)
  • Nuclear Medicine, Radiotherapy & Molecular Imaging (AREA)
  • Microbiology (AREA)
  • Mycology (AREA)
  • Epidemiology (AREA)
  • Communicable Diseases (AREA)
  • Engineering & Computer Science (AREA)
  • Oncology (AREA)
  • Molecular Biology (AREA)
  • Bioinformatics & Cheminformatics (AREA)
  • Proteomics, Peptides & Aminoacids (AREA)
  • Genetics & Genomics (AREA)
  • Biophysics (AREA)
  • Biochemistry (AREA)
  • Gastroenterology & Hepatology (AREA)
  • Reproductive Health (AREA)
  • Endocrinology (AREA)
  • Pulmonology (AREA)
  • Biotechnology (AREA)
  • Pregnancy & Childbirth (AREA)
  • Gynecology & Obstetrics (AREA)
  • Toxicology (AREA)
  • Medicines Containing Antibodies Or Antigens For Use As Internal Diagnostic Agents (AREA)
  • Micro-Organisms Or Cultivation Processes Thereof (AREA)
  • Medicinal Preparation (AREA)
  • Medicines Containing Material From Animals Or Micro-Organisms (AREA)

Description

Przedmiotem niniejszego wynalazku jest kompozycja immunogenna oraz kompozycja do szczepienia i jej zastosowanie. Wynalazek dotyczy dziedziny szczepionek kombinowanych i znajduje zastosowanie w leczeniu lub zapobieganiu chorobom lub schorzeniom spowodowanym zakażeniem wirusem biegunki wirusowej bydła (BVDV) typu 1 i 2, wirusem opryszczki bydła typu 1 (BHV-1), wiruseir syncytialnym układu oddechowego bydła (BRSV), wirusem grypy rzekomej (PI3), Campylobacter fetus, Leptospira canicola, Leptospira grippotyphosa, Leptospira borgpetersenii hadrjoprajitno, Leptospira icterohaemmorrhagiae, Leptospira borgpetersenii hadrjobovis i Leptospira interrogans pomona, poprzez podawanie zwierzęciu skutecznej ilości szczepionki kombinowanej. Szczepionka kombinowana może być w całości lub częściowo inaktywowana komórkowo albo modyfikowanym preparatem żywym.
Tło wynalazku
Pięć czynników wirusowych związanych z zespołem chorób układu oddechowego bydła (BRD), wirus opryszczki bydła typu 1 (BHV-1), znany także jako wirus zakaźnego zapalenia nosa i tchawicy bydła (IBR), wirus biegunki wirusowej bydła (BVDV) typu 1 i 2, wirus syncytialny układu oddechowego bydła (BRSV), wirus grypy rzekomej (PI3), powoduje infekcje układu oddechowego o wielkim znaczeniu ekonomicznym w hodowli krów i przemyśle mleczarskim na całym świecie. BRD wywołuje szerokie spektrum zespołów klinicznych, łącznie z ostrym początkiem choroby oddechowej oraz poronienia. Postać oddechowa BRD charakteryzuje się zapaleniem, opuchlizną, krwotokiem i martwicą błon śluzowych przewodu oddechowego i mogą mu towarzyszyć wysoka gorączka, jadłowstręt, przygnębienie, wydzielina z nosa, ciężki oddech i zaogniony pysk. Poronienia indukowane wirusem IBR oraz BVDV mogą nastąpić we wszystkich trzech trymestrach ale głównie w drugiej połowie ciąży, a często bez wystąpienia innych oznak klinicznych (Ellis i inni, (1996) JAVMA 208: 393-400; Ellsworth i inni, (1994) w: Proceedings, 74th Conference of Research Workers In Animal Disease: 34).
Wirus opryszczki bydła typu 1 (BHV-1) jest członkiem podrodziny alfaherpesviridae i wywołuje rozmaite postacie kliniczne chorób bydła, łącznie z infekcjami oddechowymi i narządów rozrodczych, zapaleniem spojówek, zapaleniem mózgu i poronieniami. Poprzednie próby kontroli infekcji BHV-1 wykorzystywały szczepionki zawierające żywego, atenuowanego wirusa (Gerber, J. D. i inni, 1978, Am. J. Vet. Res. 39: 753-760; Mitchell, D., 1974, Can. Vet. Jour. 15: 148-1510, wirusa inaktywowanego (Frerichs, G. N. i inni, 1992 Vet. Rec. 111; 116-122) oraz podjednostki wirusowe, takie jak np. jedna z trzech głównych glikoprotein BHV-1, które zostały oznaczone w technice jako gl, glll i gIV (Babiuk, L. A. i inni, 1987, Virology 159: 57-66; van Drunen, S. i inni, 1993, Vaccine 11: 25-35). Oprócz tego przedstawiono zdolność wersji glikoproteiny BHV-1 (oznaczonej jako BHV-1 tgIV) do indukcji odporności błony śluzowej wobec BHV-1 (van Drunen, S. i inni 1994, Vaccine 12: 1295-1302). Jednakże, przeciwwskazaniem do stosowania znanych w technice szczepionek BHV-1 jest ciąża u krów seropozytywnych i seronegatywnych, a także karmienie cielęcia przez ciężarną krowę.
BVDV typu 1 i 2 jest powiązany z rozmaitymi objawami klinicznymi. Ustalono na podstawie badań, że wirus wywołuje ciężką, pierwotną chorobę układu oddechowego; że przetrwale zakażone (PI) bydło jest głównym źródłem infekcji dla podatnych cieląt; oraz że BVDV zakaża rezerwuar białych krwinek powodując głębokie, rozszerzające się niedobory w układzie odpornościowym, Ellis i inni, (1996) JAVMA 208: 393-400; Baum i inni (1993) The Compendium Collection: Infectious Disease in Food Animal Practice. Trenton, NJ Veterinary Learning Systems - 113-121; Meyling i inni (1987) Agric Pestivirus Infect Rumin 225-231. Poronienie lub mumifikacja może mieć miejsce wtedy, gdy ciężarna krowa ulega zakażeniu, zwłaszcza w pierwszym trymestrze, Bolin i inni (1989) Am. Vet. Res. 52: 1033-1037. Choroba błony śluzowej, inny częsty objaw wirusowej biegunki bydła (BVD) wynika z wczesnego zakażenia płodu niecytopatycznym biotypem BVDV, rozwojem immunotolerancji wobec wirusa, urodzeniem przetrwale zakażonego (PI) cielęcia i następnie nadkażenie cytopatycznym biotypem BVDV, Bolin i inni (1989) Am. J. Vet. Res. 52: 1033-1037. BVDV typu 2, odkąd został uznany za przede wszystkim biegunkowy izolat BVDV, w większości w stadach mlecznych, stał się głównym szczepem wyizolowanym w większości regionów Stanów Zjednoczonych, zarówno z poronień powiązanych z BVD, jak i przypadków oddechowych, Van Oirchot i inni (1999) Vet. Micro 64: 169-183.
BVDV jest klasyfikowany w rodzaju pestiwirus i rodzinie Flaviviridae. Jest blisko spokrewniony z wirusami wywołującymi chorobę pogranicza u owiec oraz klasyczną gorączkę świń. Zakażone bydło wykazuje „chorobę błon śluzowych”, która charakteryzuje się podwyższoną temperaturą, biegunką,
PL 216 541 B1 kaszlem i owrzodzeniem błony śluzowej układu pokarmowego (Olafson i inni, Cornell Vet. 36: 205-213 (1946); Ramsey i inni. North Am. Vet. 34: 629-633 (1953)). Wirus BVD jest zdolny do przechodzenia przez łożysko ciężarnej krowy i może spowodować urodzenie cielęcia PI (Malmquist, J. Am. Vet. Med. Assoc. 152: 763-768 (1968); Ross i inni, J. Am. Vet. Med. Assoc. 188: 618-619 (1986)). Te cielęta są immunotolerancyjne wobec wirusa i przetrwale wiremiczne przez resztę życia. Stanowią źródło wybuchów chorób błon śluzowych (Liess i inni, Dtsch. Tieraerztl. Wschr. 81: 481-487 (1974) i są wysoce predysponowane do infekcji drobnoustrojami wywołującymi choroby, takie jak zapalenie płuc lub chorobę jelit (Barber i inni, Vet. Rec. 117: 459-464 (1985).
Zgodnie z badaniami nad wzrostem BVDV w hodowanych komórkach, sklasyfikowano dwa biotypy wirusa: wirusy, które indukują efekt cytopatyczny (cp) i wirusy, które nie indukują efektu cytopatycznego (ncp) w zakażonych komórkach (Lee i inni, Am. J. Ver. Res. 18: 952-953; Gillespie i inni, Cornell Ver. 50: 73-79, 1960). Odmiany cp mogą powstać ze zwierząt Pl wstępnie zakażonych wirusami ncp (Howard i inni, Vet. Microbiol. 13: 361-369 1987; Corapi i inni, J. Virol. 62: 2823-2827, 1988). Na podstawie różnorodności genetycznej regionu 5' bez translacji (NTR) oraz różnic antygenowych glikoproteiny powierzchniowej wirionu E2 wirusów BVD, zaproponowano dwa główne gentypy: typ I i typ II. BVDV typu I reprezentuje klasyczne lub tradycyjne szczepy wirusowe, które zwykle wywołują jedynie łagodną biegunkę u zwierząt immunokompetentnych, podczas gdy BVDV typu 2 są wirusami wyłaniającymi się, o wysokiej wirulencji, które mogą wywoływać małopłytkowość, krwotoki i ostrą śmiertelną chorobę (Corapi i inni, J. Virol. 63: 3934-3943; Bolin i inni, Am. J. Vet. Res. 53: 2157-2163; Pellerin i inni, Virology 203: 260-268, 1994; Ridpath i inni, Virology 205: 66-74, 1994; Carman i inni, J. Vet. Diagn. Invest. 10: 27-35, 1998). Wirusy BVDV typu I I Il odznaczają się odmienną antygenicznością określoną przez panel przeciwciał monoklonalnych (Mab) oraz przez zobojętnianie krzyżowe z użyciem surowic swoistych wobec wirusa, wzbudzonych u zwierząt (Corapi i inni, Am. J. Vet. Res. 51: 1388-1394, 1990). Wirusy każdego genotypu mogą istnieć w postaci jednego lub dwóch biotypów, wirusów cp albo ncp.
Badania nad zwierzętami zakażonymi wirusem BVD sugerują, że wirusy BVD indukują u zwierząt zarówno odpowiedzi komórek B, jak i T (Donis i inni, Virology 158:1 68-273, 1987; Larson i inni, Vet. Microbiol. 31: 317-325, 1992; Howard i inni, Vet. Immunol. Immunopathol. 32: 303-314, 1992; Lambot i inni, J. Gen. Virol. 78: 1041- 1047, 1997; Beer i inni, Vet. Microbiology. 58: 9-22, 1997).
Opracowano liczne szczepionki BVDV wykorzystujące inaktywowane izolaty wirusa BVD (Fernelius i inni, Am. J. Vet. Res. 33: 1421-1431, 1972; Kolar i inni, Am. J. Vet. Res.33: 1415-1420, 1972; McClurkin i inni. Arch. Virol. 58: 119, 1978). Przy szczepionkach inaktywowanych konieczne są wielokrotne dawki dla uzyskania pierwotnej immunizacji. Niektóre szczepionki z inaktywowanym wirusem zapewniają zabezpieczenie jedynie przed BVDV typu I (Beer i inni, Vet. Microbiology 77: 195-208, 2000). Nie uzyskano zabezpieczenia płodu przy stosowaniu szczepionek inaktywowanych BVDV, z powodu krótkiego okresu trwania odporności oraz nieskutecznego zabezpieczenia typu krzyżowego (Bolin, Vet. Clin. North Am. Food Anim. Pract. 11: 615-625, 1995).
Z drugiej strony, szczepionki z wirusem zmodyfikowanym oferują wyższy poziom zabezpieczenia. Aktualnie, produkowane są licencjonowane szczepionki MLV BVDV wykorzystujące atenuowane wirusy otrzymywane przez wielokrotne pasaże w komórkach bydlęcych lub świńskich (Coggins i inni, Cornell Vet. 51: 539, 1961; Philips i inni, Am. J. Vet. Res. 36: 135, 1975) albo wykorzystujące wirusy modyfikowane chemicznie, które wykazują fenotyp wrażliwy na temperaturę (Lohmann i inni, Am. J. Vet. Res. 45: 2498, 1984; 47: 557-561, 1986). Do immunizacji wystarcza pojedyncza dawka szczepionki MLV i odporność szczepionego bydła może trwać lata. Jednak, ponieważ szczepionki te opracowano przy użyciu szczepów wirusa typu I BVDV, ma miejsce jedynie zabezpieczenie przed wirusem typu I. Ponadto, dostępne szczepionki BVDV nie są wskazane do stosowania u ciężarnych krów lub ciężarnych krów karmiących cielęta.
Wirus PI3 zwykle wywołuje jedynie łagodną chorobę, jeśli działa sam; jednak wirus uwrażliwia przewód oddechowy na wtórne zakażenie większą liczbą organizmów patogennych, łącznie z wirusem IBR, BRSV i BVDV, czego skutkiem jest klasyczny zespół gorączki transportowej. Spośród różnych wirusów, o których wiadomo, że wywołują chorobę układu oddechowego u bydła, wirus PI3 jest najbardziej rozpowszechniony, Ellis i inni (1996) JAVMA 208: 393-400.
BRSV atakuje przede wszystkim dolne drogi oddechowe, a ciężkość infekcji jest zdeterminowana głównie przez odpowiedź układu odpornościowego na kluczowe białka wirusa, Bolin i inni, (1990) Am. J. Res. 51: 703. Dotknięte bydło generalnie wykazuje niespecyficzne objawy obejmujące surowiczy wyciek z nosa i oczu, łagodną, często dwufazową gorączkę oraz suchy, tnący kaszel. Ciężej do4
PL 216 541 B1 tknięte bydło rozwija szorstki kaszel, ciężki oddech przy otwartym pysku i pienistą ślinę wokół pyska oraz może odmawiać jedzenia i picia, Eliis i inni (1996) JAVMA 208: 393-400.
Leptospiroza, wywoływana przez krętki z rodzaju Leptospira, jest ekonomicznie istotną infekcją powodującą zoonozy zwierząt gospodarskich. Leptospira borgpetersenii serovar hardjo (L. hardjo) oraz L. interrogans serovar pomona (L. pomona) są dwiema odmianami serologicznymi najczęściej związanymi z leptospirozą bydła na całym świecie. W badaniu bydła w Stanach Zjednoczonych 29% reagowało serologicznie z L. hardjo i 23% z L. pomona. Leptospiry atakują ustrój przez błony śluzowe lub uszkodzoną skórę i rozsiewają się przez krew. Wykazują tropizm w stosunku do nerek i układu rozrodczego, a rzadziej w stosunku do ciała szklistego oka i centralnego układu nerwowego.
Najczęściej do zakażenia dochodzi przez bezpośredni lub pośredni kontakt z zakażonym moczem, mlekiem lub płynami łożyskowymi, lecz znane jest także przenoszenie weneryczne lub przez jajniki. Zakażenie leptospirą u bydła może powodować ostrą gorączkę, bezmleczność, poronienie lub urodzenie przedwczesne albo słabego, zakażonego cielęcia i może być przyczyną niepowodzeń rozrodu i niskiego współczynnika zapłodnień.
Infekcje można leczyć antybiotykami, lecz mogą być one bezobjawowe u ciężarnych krów lub nie będących w okresie laktacji. U takiego bydła są zaczątkiem ostrej lub przewlekłej infekcji nerek, czego skutkiem jest wydalanie z moczem wirulentnych organizmów, które z kolei mogą zakażać inne zwierzęta lub opiekunów.
Odporność na Leptospira jest swoista dla odmiany serologicznej i choć szczepionki są dostępne przez wiele lat, większość indukuje jedynie słabą i krótkotrwałą odporność.
Istnieje zatem potrzeba opracowania szczepionek kombinowanych, które zapewnią zabezpieczenie przeciwko wielu różnym antygenom, które będą bezpieczne dla ciężarnych i karmiących krów i ich potomstwa oraz spełnią oczekiwania rynku mlecznego i mięsnego. Przedmiotem niniejszego wynalazku są szczepionki kombinowane do leczenia i zapobiegania głównym zakaźnym przyczynom chorób układu oddechowego i rozrodczego u zwierząt.
Omówienie wynalazku
Przedmiotem niniejszego wynalazku jest kompozycja immunogenna obejmująca: modyfikowany, żywy Bovine herpes Virus (BHV-1); modyfikowany, żywy wirus grupy rzekomej typu 3 (PI3); modyfikowany, żywy Bovine Respiratory Syncytial Virus (BRSV);
Bovine Viral Diarrhea Virus typu 1 (BVDV-1);
Bovine Viral Diarrhea Virus typu 2 (BVDV-2); oraz nośnik dopuszczalny w weterynarii.
Korzystnie, antygen jest inaktywowany.
Korzystnie, adiuwant obejmuje saponinę; emulsję typu olej w wodzie zawierającą saponinę; i/lub Quil A, Amphigen i cholesterol.
Korzystnie, wspomniany nośnik jest mikrofluidyzowany.
Korzystnie, wspomniany Bovine Viral Diarrhea Virus typu 1 (BVDV-1) oraz Bovine Viral Diarrhea Virus typu 2 (BVDV-2) jest cytopatyczny.
Korzystniej, wspomniany Bovine Viral Diarrhea Virus typu 1 (BVDV-1) jest szczepem BVDV 5960 (National Animal Disease Center, United States Department of Agriculture, Ames, Iowa).
Korzystniej, wspomniany Bovine Viral Diarrhea Virus typu 2 (BVDV-2) jest szczepem BVDV 53637 (ATCC PTA-4859).
Korzystnie, wspomniany antygen obejmuje co najmniej jeden antygen wybrany z grupy obejmującej Leptospira canicola, Leptospira grippotyphosa, Leptospira borgpetersenii hardio-prajitno, Leptospira icterohaemmorrhagia, Leptospira interrogans pomona, Leptospira borgpetersenii hardjo-bovis i Campylobacter fetus.
Przedmiotem wynalazku jest również kompozycja do szczepienia obejmująca:
modyfikowany, żywy Bovine Herpes Virus (BHV-1);
modyfikowany, żywy wirus grupy rzekomej typu 3 (PI3);
modyfikowany, żywy Bovine Respiratory Syncytial Virus (BRSV);
inaktywowany Bovine Viral Diarrhea Virus typu 1 (BVDV-1);
inaktywowany Bovine Viral Diarrhea Virus typu 2 (BVDV-2); oraz nośnik dopuszczalny w weterynarii.
Przedmiotem wynalazku jest także wyżej określona kompozycja do zastosowania w zapobieganiu poronieniom wywoływanym przez BHV-1 u zwierzęcia.
PL 216 541 B1
Korzystnie, wspomnianym zwierzęciem jest krowa, cielę, jałówka, wół lub buhaj.
Przedmiotem wynalazku jest ponadto wyżej określona kompozycja do zastosowania w leczeniu lub zapobieganiu chorobie lub schorzeniu u zwierzęcia, wywoływanych przez zakażenie wirusem wybranym z grupy obejmującej BVDV typu 1 lub typu 2, BHV-1, PI3 lub BRSV.
Przedmiotem wynalazku jest również wyżej określona kompozycja do zastosowania w leczeniu lub zapobieganiu chorobie lub schorzeniu u zwierzęcia, wywoływanych przez zakażenie antygenem wybranym z grupy obejmującej Leptospira canicola, Leptospira grippotyphosa, Leptospira borgpetersenii hardio-prajitno, Leptospira icterohaemmorrhagia, Leptospira interrogans pomona, Leptospira borgpetersenii hardjo-bovis, Leptospira Bratislava, Campylobacter fetus, Neospora caninum, Trichomonus fetus. Mycoplasma, bovis, Haemophilus somnus, Mannheimia haemolytica i Pasturella multocida, obejmujący podawanie takiemu zwierzęciu.
Ponadto, przedmiotem wynalazku jest wyżej określona kompozycja do zastosowania w zapobieganiu przetrwałym zakażeniom płodu u podmiotu będącego zwierzęciem.
Przedmiotem wynalazku jest również wyżej określona kompozycja do zastosowania w zapobieganiu infekcji BVDV u podmiotu będącego zwierzęciem.
Wynalazek dotyczy również kompozycji do szczepienia obejmującej: modyfikowany, żywy Bovine Herpes Virus (BHV-1); modyfikowany, żywy wirus grupy rzekomej typu 3 (PI3); modyfikowany, żywy Bovine Respiratory Syncytial Virus (BRSV); cytopatyczny BVD-2;
BVD-1;
co najmniej jeden antygen wybrany z grupy obejmującej Leptospira canicola, Leptospira grippotyphosa, Leptospira borgpetersenii hardio-prajitno, Leptospira icterohaemmorrhagia, i Leptospira interrogans pomona, Leptospira borgpetersenii hardjo-bovis, Leptospira Bratislava i Campylobacter fetus; oraz nośnik dopuszczalny w weterynarii.
Wynalazek ma na względzie sposób leczenia lub zapobiegania chorobie lub schorzeniu u zwierzęcia, wywoływanej przez infekcję co najmniej jednym spośród BVDV typu 112, BHV-1, PI3, BRSV, Campylobacter fetus, Leptospira canicola, Leptospira grippotyphosa, Leptospira borgpetersenii hadrjo-prajitno, Leptospira icterohaemmorrhagiae, Leptospira borgpetersenii hadrjo-bovis i Leptospira interrogans pomona obejmuje podawanie zwierzęciu skutecznej ilości szczepionki kombinowanej. Sposób ten obejmuje zabezpieczanie zwierząt, takich jak bydło, w szczególności bydło mleczne, przed infekcją układu oddechowego i chorobą układu rozrodczego.
Sposób ten obejmuje zabezpieczenie zwierząt, takich jak ciężarne krowy przed poronieniem wywołanym przez IBR oraz trwałymi infekcjami płodów wywołanymi przez BVDV typu 1 i 2.
Sposób ten obejmuje również zabezpieczenie zwierząt, takich jak krowy w laktacji oraz cielęta ssące ciężarne krowy, przed trwałymi infekcjami wywołanymi przez BVDV typu 1 i 2.
Zatem, sposób ten obejmuje zabezpieczanie zwierząt w wieku rozrodczym, zwierząt ciężarnych oraz zwierząt karmiących.
Kombinowana szczepionka może być w całości lub częściowo preparatem komórkowym (np. modyfikowanym preparatem żywym). Szczepionka kombinowana może obejmować dodatkowe składniki, takie jak adiuwant i ewentualnie drugi lub jeszcze więcej antygenów.
Drugi antygen wybiera się spośród następujących, łącznie, bez ograniczenia, z wirusem opryszczki bydła typu 1 (BHV-1), wirusem biegunki wirusowej bydła (BVDV) typu 1 i 2, wirusem syncytialnym układu oddechowego bydła (BRSV), wirusem grypy rzekomej (PI3), Leptospira canicola, Leptospira grippotyphosa, Leptospira borgpetersenii hadrjo-prajItno, Leptospira icterohaemmorrhagiae, Leptospira interrogans pomona, Leptospira borgpetersenii hadrjo-bovis, Leptospira bratislava, Campylobacter fetus, Neospora caninum, Trichomonus fetus. Mycoplasma bovis, Haemophilus somnus, Mannheimia heamolytica i Pasturella multocida.
W pewnych postaciach realizacji szczepionki mogą obejmować zmodyfikowaną szczepionkę żywą oraz farmaceutycznie dopuszczalny nośnik albo zmodyfikowaną szczepionkę żywą i adiuwant.
Dla przejrzystości opisu i bez żadnego ograniczania, szczegółowy opis wynalazku jest podzielony na następujące podrozdziały, które opisują lub objaśniają pewne cechy, postacie realizacji lub zastosowania wynalazku.
PL 216 541 B1
Definicje i skróty
Określenie „leczenie lub zapobieganie” pod względem choroby albo schorzenia jakie stosuje się w niniejszym, oznacza redukcję albo eliminację ryzyka infekcji wirulentnym wirusem BVDV typu 1 i 2; IBR; PI3; BRSV; Campylobacteria; i/lub antygenami Laptospira, poprawę lub łagodzenie objawów infekcji, albo przyspieszenie powrotu do zdrowia. Leczenie jest uznawane za terapię, jeśli następuje redukcja obciążenia wirusem albo bakteriami, zmniejszenie infekcji płucnej, obniżenie temperatury w odbytnicy i/lub zwiększenie pobierania pokarmu i/lub wzrostu. Leczenie jest również uznawane za terapię jeśli następuje redukcja infekcji płodu I wydalania z moczem z powodu infekcji, np. Lapetospira odmian serologicznych hardjo i pomona.
Sposób leczenia jest np. skuteczny przy zapobieganiu lub redukowaniu poronień wywoływanych przez IBR i infekcji wywołanych przez BVDV typu 1 i 2 oraz redukowania temperatury w odbytnicy. Niniejszy wynalazek rozważa zatem cel, jakim jest zabezpieczenie płodu przed IBR oraz infekcjami wywoływanymi przez BVDV typu 1 i 2, jak również zabezpieczenie płodu przed opryszczką bydła i pestiwirusami bydła. Niniejszy wynalazek rozważa również cel, jakim jest zabezpieczenie przed przetrwałą infekcją płodu, taką jak przetrwała infekcja BVDV.
Przez „przetrwałą infekcję płodu” rozumie się infekcję następującą podczas wczesnej fazy rozwoju płodu (np. 45-125 dzień ciąży), które prowadzi do żywych urodzeń zwierząt, które odznaczają się tolerancją immunologiczną w stosunku do BVDV i u których utrzymuje się replikacja i namnażanie aktywnego BVDV, jaka często ma miejsce z dużą szybkością w ciągu miesięcy lub lat, stanowiąc trwałe źródło BVDV w stadzie. Te przetrwale zakażone zwierzęta są również podatne na rozwinięcie śmiertelnej choroby błon śluzowych, jeśli nastąpi nadkażenie cytopatycznym biotypem wirusa.
Określenie „szczepionka kombinowana” oznacza biwalentną albo poliwalentną kombinację antygenów obejmujących modyfikowane antygeny żywe i/lub antygeny inaktywowane. Szczepionka kombinowana może obejmować modyfikowane, żywe, zakaźne IBR, PI3, BRSV oraz inaktywowane BVDV typu 1 i 2, jeden lub większą liczbę antygenów, takich jak, bez ograniczenia, Leptospira canicola, Leptospira grippotyphosa, Leptospira borgpetersenii hardio-prajItno, Leptospira icterohaemmorrhagia, Leptospira interrogans pomona, Leptospira borgpetersenii hardjo-bovis, Leptospira bratislava, Campylobacter fetus, Neospora caninum, Trichomonus fetus, Mycoplasma bovis, Haemophilus somnus, Mannheimia haemolytica i Pasturella multocida, nośnik dopuszczalny w weterynarii oraz adiuwant. Modyfikowany, żywy składnik IBR może być IBR wrażliwym na temperaturę. W innej korzystnej postaci realizacji składnik BVDV typu 2 jest cytopatyczny (szczep cpBVD-2 53637-ATCC nr PTA4859) oraz składnik BVDV typu 1 jest cytopatycznym 5960 (szczep cpBDV-1 5960-National Animal Disease Center, United States Department of Agriculture, Ames, Iowa). Niniejszy wynalazek rozważa również niecytopatyczne szczepy BVDV typu 1 i typu 2. Modyfikowane żywe antygeny mogą być poddawane desykacji, liofilizowane albo witryfikowane.
Według niniejszego wynalazku szczepionka kombinowana może obejmować inaktywowany BVDV typu 1 i 2, jeden lub większą liczbę antygenów, takich jak, bez ograniczenia, Leptospira canicola, Leptospira grippotyphosa, Leptospira borgpetersenii hardio-prajitno, Leptospira icterohaemmorrhagia, Leptospira interrogans pomona, Leptospira borgpetersenii hardjo-bovis, Leptospira bratislava, Campyiobacter fetus, Neospora caninum, Trichomonus fetus, Mycoplasma bovis, Haemophilus somnus, Mannheimia haemolytica i Pasturella multocida, nośnik dopuszczalny w weterynarii i adiuwant.
Określenie „szczepionka kombinowana”, jak stosuje się w niniejszym, również odnosi się do wieloskładnikowej kompozycji zawierającej co najmniej jeden modyfikowany, żywy antygen, co najmniej jeden drugi antygen i adiuwant, który zapobiega albo redukuje ryzyko zakażenia i/lub który łagodzi objawy zakażenia.
W korzystnej postaci realizacji, drugi antygen jest inaktywowany.
®
W korzystnej postaci realizacji źródłem szczepionki kombinowanej jest PregSure® 5 (Pfizer,
Inc.), PregSure® 5-L5 (Pfizer, Inc.) i PregSure® 5-VL5 (Pfizer, Inc.). Szczególnie korzystnym źródłem ® szczepionki kombinowanej jest PregSure® 5-VL5.
Efekt zabezpieczający kompozycji szczepionki kombinowanej przed patogenem uzyskuje się zwykle poprzez indukcję u podmiotu odpowiedzi odpornościowej, albo komórkowej albo humoralnej odpowiedzi komórkowej albo kombinację obu. Mówiąc ogólnie, zniesione albo zredukowane przypadki infekcji BVDV, IBR i/lub PI3, złagodzenie objawów przyspieszenie eliminacji wirusów z zakażonych podmiotów, są wskaźnikiem efektu zabezpieczającego kompozycji szczepionki kombinowanej. Kompozycje szczepionki według niniejszego wynalazku zapewniają zabezpieczenie przed infekcjami wyPL 216 541 B1 woływanymi przez każdy albo oba wirusy BVD typu 1 i typu 2, jak również poronieniami wywoływanymi przez BHV-1 (IBR) oraz infekcjami układu oddechowego wywoływanymi przez PI3 i BRSV.
Sposób leczenia lub zapobiegania chorobie lub schorzeniu u zwierzęcia wywoływanymi przez zakażenie IBR, BVDV, PI3, BRSV, Campylobacter fetus i/lub Leptospirae, przez podawanie szczepionki kombinowanej, jest również w niniejszym przytoczony jako sposób szczepienia.
Określenie „szczepionka kombinowana” może obejmować np. inaktywowany w całości łub częściowo preparat komórkowy C. fetus i/lub Leptospira, inaktywowany BVDV typu 1 i 2 i/lub jeden lub większą liczbę modyfikowanych, żywych antygenów, takich jak BHV-1, PI3 i/lub BRSV.
W jednej postaci realizacji, kompozycje szczepionki według niniejszego wynalazku mogą obejmować skuteczną ilość jednego lub większej liczby wyżej opisanych wirusów BVDV, korzystnie szczep -2 5S5S7 cpBVD(ATCC PTA-4859); cpBVD-1 szczep 5960 (cpBDV-1 szczep 5960-National Animal Disease Center, United States Department of Agriculture, Ames, Iowa); szczep zmutowany ts IBR RBL 106 (National Institute of Veterinary Research, Bruksela, Belgia); szczep zmutowany ts PI3 RBL IOS (RIT, Rixensart, Belgia); szczep BRSV S75 (Veterinary Medical Research Institute, Ames, Iowa). Oczyszczone wirusy BVDV można wykorzystać bezpośrednio w kompozycji szczepionki albo korzystnie, wirusy BVD można dodatkowo atenuować za pomocą inaktywacji chemicznej lub wielo3 10 krotnych pasaży in vitro. Zazwyczaj, szczepionka zawiera pomiędzy około 1 x 103 i około 1 x 1010 jednostek tworzących łysinki lub kolonie wirusa, z nośnikiem dopuszczalnym w weterynarii i adiuwantem, w objętości wynoszącej pomiędzy 0,5 i 5 ml, a korzystnie około 2 ml. Dokładna ilość wirusa w kompozycji szczepionki skutecznie zapewniająca efekt zabezpieczający, może być określona przez wprawnego lekarza weterynarii. Nośniki dopuszczalne w weterynarii, odpowiednie do stosowania w kompozycjach szczepionki, mogą być takie jak opisano w niniejszym poniżej.
Typową drogą podawania będzie wstrzyknięcie domięśniowe lub podskórne wynoszące pomiędzy około 0,1 i około 5 ml szczepionki. Kompozycje szczepionki według niniejszego wynalazku mogą również obejmować inne składniki aktywne, takie jak inne kompozycje szczepionki przeciwko BVDV, np. te opisane w WO 9512682, WO 9955366, opisie patentowym nr US 6 060 457, opisie patentowym nr US 6 015 795, opisie patentowym nr US 6 001 613 oraz opisie patentowym nr US 5 593 873.
Zaszczepienia można dokonać poprzez pojedyncze szczepienie lub poprzez wiele szczepień. Jeśli trzeba, można zebrać surowice od szczepionych zwierząt i testować pod względem obecności wirusa BVD.
Kompozycje do szczepienia stosuje się przy leczeniu infekcji BVDV. W związku z tym, niniejszy wynalazek ma na względzie leczenie infekcji u podmiotów będących zwierzętami, wywoływanych przez wirusy BVD typu 1 lub typu 2, albo kombinację typu 1 i typu 2, przez podawanie zwierzęciu terapeutycznie skutecznej ilości wirusa BVD według niniejszego wynalazku. Kompozycje do szczepienia według niniejszego wynalazku skutecznie poprawiają płodność stada oraz zmniejszają ryzyko przenoszenia choroby z bydła na opiekunów.
Przez „podmiot będący zwierzęciem” rozumie się każde zwierzę, które jest wrażliwe na zakażenie BVDV, BHV, PI3, BRSV lub Leptospira, np. takie jak bydło, owce i świnie.
W praktyce, kompozycję do szczepienia według niniejszego wynalazku podaje się bydłu mlecznemu, korzystnie drogą domięśniową lub podskórną, choć można również stosować inne drogi podawania, takie jak np. przez podawanie doustne, donosowe (np. aerozolowe lub inne podawanie bezigłowe), do węzła chłonnego, śródskórne, dootrzewnowe, odbytnicze albo dopochowowe, albo poprzez kombinację tych dróg podawania. Konieczne mogą być tryby przypominające i tryb dawkowania może być dostrojony dla zapewnienia optymalnej immunizacji.
Przez „immunogenny” rozumie się zdolność wirusa BVD do prowokowania odpowiedzi odpornościowej u zwierzęcia przeciwko wirusom BVD typu 1 lub typu 2, albo przeciwko wirusom BVD, zarówno typu 1, jak i typu 2. Odpowiedź odpornościowa może być odpowiedzią typu komórkowego, przede wszystkim za pośrednictwem cytotoksycznych komórek T, albo odpowiedzią typu humoralnego, przede wszystkim za pośrednictwem pomocniczych komórek T, które z kolei aktywują komórki B, prowadząc do wytwarzania przeciwciał.
Wirusy są korzystnie atenuowane poprzez inaktywację chemiczną albo przez seryjne pasażowanie w hodowli komórkowej przed użyciem w kompozycji immunogennej. Metody atenuowania są dobrze znane fachowcom.
Korzystnym wirusem, który wchodzi w skład kompozycji immunogennej według niniejszego wynalazku jest BVDV cp53637(ATCC Nr PTA-4859). Innym korzystnym wirusem, który wchodzi w skład kompozycji immunogennej według niniejszego wynalazku jest BVDV 5960. Innym korzystnym wiru8
PL 216 541 B1 sem, który może wchodzić w skład kompozycji immunogennej według niniejszego wynalazku jest szczep zmutowany ts RBL 106 szczepu IBR. Innym korzystnym wirusem, który może wchodzić w skład kompozycji immunogennej według niniejszego wynalazku jest szczep zmutowany ts RBL 103 PI3. Jeszcze innym wirusem, który może wchodzić w skład kompozycji immunogennej według niniejszego wynalazku jest szczep 375BRSV.
Kompozycja immunogenna według niniejszego wynalazku może również obejmować inne składniki aktywne, takie jak inne kompozycje immunogenne przeciwko BVDV, np. te opisane w równocześnie będącym w toku Application Serial No. 08/107 908, WO 9512682, WO 9955366, opisie patentowym nr US 6 060 457, opisie patentowym nr US 6 015 795, opisie patentowym nr US 6 001 613 i opisie patentowym nr US 5 593 873.
Ponadto, kompozycje immunogenne i do szczepienia według niniejszego wynalazku mogą obejmować jeden lub większą liczbę nośników dopuszczalnych w weterynarii. Jak stosuje się w niniejszym, „nośnik dopuszczalny w weterynarii” obejmuje jakikolwiek i wszystkie rozpuszczalniki, środowiska dyspersyjne, powłoki, adiuwanty, stabilizatory, rozcieńczalniki, konserwanty, środki przeciwbakteryjne I przeciwgrzybowe, środki izotoniczne, środki opóźniające adsorpcję i podobne.
Rozcieńczalniki mogą obejmować wodę, roztwór soli, dekstrozę, etanol, glicerol i podobne. Środki izotoniczne mogą obejmować chlorek sodu, dekstrozę, mannitol, sorbitol i laktozę, między innymi. Stabilizatory obejmują między innymi albuminę. Adiuwanty obejmują, lecz bez ograniczenia, system adiuwanta RIBI (Ribi Inc.), ałun, żel wodorotlenku glinu. Cholesterol, emulsje olej w wodzie, emulsje woda w oleju, takie jak, np. kompletny i niekompletny adiuwant Freunda, kopolimer blokowy (CytRx, Atlanta GA), SAF-M (Chiron, Emeryville CA), adiuwant AMPHIGEN®, saponinę, Quil A, QS-21 (Cambridge Biotech Inc., Cambridge MA), GPI-0010 (Galenica Pharmaceuticals, Inc., Birmingham, AL) lub inne frakcje saponiny, monofosforylowy lipid A, adiuwant Avridine lipid-amina, termolabilną enterotoksynę E. coli (rekombinowaną albo inną), toksynę cholery albo dipeptyd muramylowy, wśród wielu innych. Kompozycje immunogenne mogą dodatkowo obejmować jedną lub większą ilość innych środków immunomodulujących, takich jak np. interleukiny, interferony lub inne cytokiny. Kompozycje immunogenne mogą również obejmować Gentamicin i Merthiolate. Choć ilości i stężenia adiuwantów oraz dodatków przydatnych w kontekście niniejszego wynalazku mogą być łatwo określone przez fachowca, niniejszy wynalazek rozważa kompozycje obejmujące od około 50 μg do około 2000 μg adiuwanta, a korzystnie około 500 μg/2 ml dawkę kompozycji do szczepienia. W innej korzystnej postaci realizacji, niniejszy wynalazek rozważa kompozycje do szczepienia obejmujące od około 1 μg/ml do około 60 μg/ml antybiotyku, a korzystniej poniżej około 30 μg/ml antybiotyku.
Kompozycje immunogenne według niniejszego wynalazku można wykonać w różnych postaciach, zależnie od drogi podawania. Przykładowo, kompozycje immunogenne można wykonać w postaci jałowych roztworów wodnych lub dyspersji odpowiednich do wstrzyknięć, albo wykonać w postaci Iiofilizowanej z wykorzystaniem technik suszenia z mrożeniem. Liofilizowane kompozycje immunogenne są zazwyczaj utrzymywane w temperaturze około 4°C i można je poddać rekonstytucji w roztworze stabilizującym, np. roztworze soli i/lub HEPES, z adiuwantem lub bez. Kompozycje immunogenne według niniejszego wynalazku można podawać podmiotom będącym zwierzętami dla indukcji odpowiedzi odpornościowej przeciwko wirusom BVD typu 1 lub typu 2, lub przeciwko wirusom BVD, zarówno typu 1, jak i typu 2. W związku z tym, sposoby stymulowania odpowiedzi odpornościowej przeciwko wirusom BVD typu 1 lub typu 2, albo przeciwko kombinacji wirusów BVD typu 1 i typu 2, opierają się na podawaniu podmiotowi będącemu zwierzęciem skutecznej ilości kompozycji immunogennej według niniejszego wynalazku, opisanej powyżej. Przez „podmiot będący zwierzęciem” rozumie się każde zwierzę, które jest wrażliwe na infekcje BVDV, takie jak bydło, owce i świnie.
Zgodnie z niniejszym wynalazkiem, korzystna kompozycja immunogenna do podawania podmiotowi będącemu zwierzęciem, obejmuje wirusa BVDV cp53637 lub wirusa BVDV cp5960. Kompozycja immunogenna zawierająca wirusa BVDV, korzystnie atenuowanego przez inaktywację chemiczną albo wielokrotne pasażowanie w hodowli, jest podawana bydłu mlecznemu, korzystnie drogą domięśniową lub podskórną, choć można także wykorzystywać inne drogi podawania, takie jak np. doustną, donosową, do węzła chłonnego, śródskórną, dootrzewnową, odbytniczą lub pochwową, albo za pomocą kombinacji dróg podawania.
Protokoły immunizacji można zoptymalizować stosując procedury dobrze znane w technice. Zwierzętom można podawać pojedynczą dawkę, albo, alternatywnie, mogą mieć miejsce dwa lub więcej szczepień w odstępach dwóch do dziesięciu tygodni. Zależnie od wieku zwierzęcia, kompozycję immunogenną lub do szczepienia można podać ponownie. Przykładowo, niniejszy wynalazek rozPL 216 541 B1 waża zdrowego bydła mlecznego przed szóstym miesiącem życia i ponowne szczepienie w szóstym miesiącu życia. Jako inny przykład, niniejszy wynalazek rozważa szczepienie bydła przed rozrodem na około 5 tygodni przed rozrodem i ponownie na około 2 tygodnie przed rozrodem dla zabezpieczenia płodu przed zakażeniem wywoływanym przez BVDV typu 1 i 2. Ponowne szczepienie co pół roku pojedynczą dawką szczepionki kombinowanej jest również brane pod uwagę jako zabezpieczenie przed zakażeniem płodu BVDV.
Rozmiar i charakter reakcji odpornościowych indukowanych u bydła mlecznego można oszacować za pomocą różnych technik. Przykładowo, można kontrolować surowice od zaszczepionych zwierząt i testować od względem obecności przeciwciał swoistych dla wirusów BVDV, np. w konwencjonalnym teście neutralizacji wirusa.
Określenie „bydło mleczne”, jakie stosuje się w niniejszym, odnosi się do bydła obejmującego bez ograniczenia wołów, buhajów, krów i cieląt. Bydło mleczne, jak stosuje się w niniejszym, odnosi się do bydła ciężarnego, w okresie laktacji.
Korzystnie, niniejszy wynalazek jest stosowany wobec zwierzęcia, które jest ssakiem ale nie człowiekiem; korzystnie, karmiącej lub ciężarnej krowy i jej płodu.
Określenie „terapeutycznie skuteczna ilość” lub „skuteczna ilość” odnosi się do ilości szczepionki kombinowanej wystarczającej do wzbudzenia reakcji odpornościowej u zwierzęcia, któremu jest podawana. Reakcja odpornościowa może obejmować, bez ograniczenia, indukcję odporności komórkowej i/lub humoralnej. Ilość szczepionki, jaka jest terapeutycznie skuteczna może się zmieniać w zależności od wykorzystanego wirusa, stanu bydła i/lub stopnia zakażenia i może być określona przez lekarza weterynarii.
Inaktywowane (częściowo lub całej komórki) i modyfikowane szczepionki żywe
Inaktywowane lub modyfikowane żywe szczepionki do stosowania w niniejszym wynalazku można otrzymać za pomocą różnych metod znanych w technice.
Przykładowo, izolaty BVDV można otrzymać bezpośrednio z macic zakażonych krów za pomocą znanych technik.
Izolaty BVDV mogą być inaktywowane za pomocą różnych znanych metod, np. oddziaływania na izolat bakteryjny binarną etylenoiminą (BEI) jak opisano w opisie patentowym nr US 5 565 205, albo inaktywacji formaliną, glutaraldehydem, ciepłem, promieniowaniem, BPL lub innymi środkami inaktywującymi znanymi w technice.
Oprócz inaktywowanych izolatów wirusowych, produkty do szczepienia mogą również obejmować odpowiednią ilość jednego lub większej liczby powszechnie stosowanych adiuwantów. Odpowiednie adiuwanty mogą obejmować, lecz bez ograniczenia: żele mineralne, np. wodorotlenek glinu; substancje powierzchniowo aktywne, takie jak lizolecytyna; glikozydy, np. pochodne saponiny, takie jak Quil A lub GPI-0100; poliole typu pluronic; polianiony; niejonowe polimery blokowe, np. Pluronic F-127 (B.A.S.F., USA); peptydy; oleje mineralne, np. Montanide ISA-50 (Seppic, Paris, France), karbopol, Amphigen, Amphigen Mark II (Hydronics, USA), Alhydrogel, emulsje olejowe, np. emulsja oleju mineralnego, takiego jak BayolF/Arlacel A i wody lub emulsja oleju roślinnego, wody i emulgatora, takiego jak lecytyna; ałun; cytokiny bydlęce; cholesterol; i kombinacje adiuwantów. W korzystnej postaci realizacji, emulsja olej w wodzie zawierająca saponinę jest zwyczajowo poddawana mikrofluidyzacji.
Szczególnie korzystnym źródłem BVDV typu I, do stosowania w szczepionce według niniejsze® go wynalazku jest PregSure® (PFIZER INC.), zawierający szczep BVDV 5960 (nabyty z National Animal Disease Center (NADC), USDA, Ames, IA). Szczególnie korzystnym źródłem BVDV typu 2, do ® stosowania w szczepionce według niniejszego wynalazku jest PregSure® (PFIZER INC.), zawierający szczep BVDV 53637 (ATCC PTA-4859), nabyty z Guelph, Guelph, Ontario.
Korzystnie, szczepy 5960 i 53637 są inaktywowane za pomocą ΒΕΙ i zaopatrzone w dostępny na rynku adiuwant, korzystnie Quil A-Cholesterol-Amphigen (Hydronics, USA). Korzystną dawką kompozycji immunogennych i do szczepienia według niniejszego wynalazku jest około 2,0 ml. W kompozycjach według niniejszego wynalazku mogą być zawarte konserwanty. Konserwanty brane pod uwagę przez niniejszy wynalazek obejmują gentamycynę i mertiolat. Można również dodać nośnik, korzystnie PBS. Otrzymywanie modyfikowanych, żywych szczepionek, tak jak przez atenuację wirulentnych szczepów przez pasażowanie w hodowli jest znane w technice. Inaktywowane izolaty BVDV można również łączyć z następującymi bakteriami i wirusami, włączając bez ograniczenia, herpeswirus bydła typu 1 (BHV-1), wirus syncytialny układu oddechowego bydła (BRSV), wirus grypy rzekomej (PI3), Campylobacter fetus, Leptospira canicola, Leptospira grippotyphosa, Leptospira borgpetersenii
PL 216 541 B1 hardjo-prajitno, Leptospira icterohaemmorrhagiae, Leptospira borgpetersenii hardjo-bovis i Leptospira interrogans pomona.
Dawkowanie i sposoby podawania
Według niniejszego wynalazku, skuteczna ilość szczepionki kombinowanej podawanej bydłu, łącznie z krowami ciężarnymi i cielętami ssącymi ciężarne krowy, zapewnia skuteczną odporność przed chorobą i zakażeniem płodu związanym z wirusem wirusowej biegunki bydła (typu 1 i 2). W jednej postaci realizacji, szczepionka kombinowana jest podawana cielętom w dwóch dawkach, w odstępach około 3 do 4 tygodni. Przykładowo, pierwszą dawkę podaje się, gdy zwierzę jest w wieku około 1 do około 3 miesięcy. Drugą dawkę podaje się około 1 do około 4 tygodni po pierwszej dawce szczepionki kombinowanej.
W korzystnej postaci realizacji, pierwszą dawkę podaje się około 5 tygodni przed rozrodem zwierząt. Drugą dawkę podaje się około 2 tygodnie przed rozrodem zwierząt. Podawanie następnych dawek szczepionki wykonuje się korzystnie w stosunku rocznym. W innej korzystnej postaci realizacji, zwierzęta szczepione przed osiągnięciem wieku około 6 miesięcy powinny zostać ponownie zaszczepione po 6 miesiącu życia. Podawanie następnych dawek szczepionki wykonuje się korzystnie w stosunku rocznym.
Ilość szczepionki kombinowanej, jaka jest ilością skuteczną zależy od składników szczepionki i trybu podawania. Zazwyczaj, gdy w szczepionce wykorzystuje się preparat inaktywowanego wirusa
10 wirusowej biegunki bydła, skuteczna jest ilość szczepionki zawierającej około 103 do około 1010 jednostek tworzących kolonię na dawkę BVDV, a korzystnie około 105 do około 108 jednostek tworzących kolonię na dawkę BVDV (typu 1 i 2) przy podawaniu zwierzęciu dwukrotnie w okresie około 3 do 4 tygodni.
5
Korzystnie, szczepionka kombinowana, która zapewnia skuteczną odporność zawiera około 105 do 108 jednostek tworzących kolonię/dawkę BVDV (typu 1 i 2), a korzystniej około 106 jednostek tworzących kolonię/dawkę, przy podawaniu zwierzęciu dwukrotnie w okresie około 3 do 4 tygodni. Pierwszą dawkę podaje się około 5 tygodni przed rozrodem zwierząt. Drugą dawkę podaje się około 2 tygodni przed rozrodem zwierząt. Podawanie następnych dawek szczepionki wykonuje się korzystnie w stosunku rocznym. Zwierzęta szczepione przed osiągnięciem wieku około 6 miesięcy powinny być ponownie szczepione przed osiągnięciem wieku 6 miesięcy. Podawanie następnych dawek szczepionki wykonuje się korzystnie w stosunku rocznym.
Gdy podawany jest korzystny produkt PregSure® 5 (Pfizer, Inc.), PregSure® 5 jest podawany korzystnie dwukrotnie, za każdym razem w ilości około 0,5 ml do około 5,0 ml, korzystnie około 1,5 ml ® do około 2,5 ml, a korzystniej, około 2 ml. Gdy podawany jest korzystny produkt PregSure® 5-L5 lub PregSure® 5-VL5, PregSure® 5-L5 lub PregSure® 5-VL5 jest podawany korzystnie dwukrotnie, za każdym razem w ilości około 0,5 ml do około 10,0ml, korzystnie około 3 ml do około 7 ml, a korzystniej około 5 ml. Pierwszą dawkę podaje się około 5 tygodni przed rozrodem zwierząt. Drugą dawkę podaje się około 2 tygodni przed rozrodem zwierząt. Podawanie następnych dawek szczepionki wykonuje się korzystnie w stosunku rocznym. Zwierzęta szczepione przed osiągnięciem wieku około 6 miesięcy powinny być ponownie szczepione przed osiągnięciem wieku 6 miesięcy. Podawanie następnych dawek szczepionki wykonuje się korzystnie w stosunku rocznym.
Według niniejszego wynalazku, podawanie może być dokonywane znanymi drogami, łącznie z doustną, donosową, miejscową, przezskórną i pozajelitową (np. dożylną, dootrzewnową, śródskórną, podskórną lub domięśniową).
Korzystną drogą podawania jest podawanie podskórne lub domięśniowe.
Niniejszy wynalazek rozważa również pojedynczą, pierwotną dawkę, po której następuje co roku ponowne szczepienie, co eliminuje konieczność podawania dodatkowych dawek cielętom przed corocznym ponownym szczepieniem dla wygenerowania i/lub utrzymania odporności przed zakażeniem.
Szczepionka kombinowana podawana zgodnie z niniejszym wynalazkiem może obejmować inne składniki, takie jak adiuwant (np. żele mineralne, np. wodorotlenek glinu; substancje powierzchniowo czynne, takie jak cholesterol, lizolecytyna; glikozydy, np. pochodne saponin, takie jak Quil A, QS21 lub GPI-0100; poliole typu pluronic; polianiony; niejonowe polimery blokowe, np. Pluronic F- 127; peptydy; oleje mineralne, np. Montanide ISA-50, karbopol, Amphigen, Alhydrogel, emulsje olejowe, np. emulsja oleju mineralnego, takiego jak BayolF/Arlacel A i wody lub emulsja oleju roślinnego, wody i emulgatora, takiego jak lecytyna; ałun; cytokiny bydła; i kombinacje adiuwantów).
PL 216 541 B1
Według niniejszego wynalazku, podawanie skutecznej ilości szczepionki kombinowanej podawanej bydłu mlecznemu w wieku około 3 miesięcy zapewnia skuteczną odporność przed infekcjami układu oddechowego i rozrodczego i redukuje możliwość poronienia.
Sposób immunizacji bydła, włączając bez ograniczenia krowy, cielęta jałówki przed okresem rozrodu, przed zakażeniami wywoływanymi przez BVDV (typu 1 i 2) i chorobą układu oddechowego przypisywaną IBR, BVDV (typu 1 i 2), PI3, BRSV, kampylobacteriozie i leptospirozie, polega na podawaniu zwierzęciu co najmniej jednej dawki, a korzystnie dwóch dawek szczepionki kombinowanej dla immunizacji zwierzęcia przed zakażeniami wywoływanymi przez BVD (typu 1 i 2), IBR, PI3, BRSV, Leptospira canicola, Leptospira grippotyphosa, Leptospira borgpetersenii hardio-prajitno, Leptospira icterohaemmorrhagia, Leptospira interrogans pomona, Leptospira borgpetersenii hardjo-bovis, Leptospira bratislava i Campylobacter fetus.
W korzystnej postaci realizacji, szczepionka jest podawana podskórnie.
W innej korzystnej postaci realizacji, szczepionka jest podawana domięśniowo. Ponadto, korzystnie, dawka szczepionki obejmuje około 2 ml do około 7 ml, a korzystnie około 5 ml, przy czym ml zawiera około IO do około 10° jednostek tworzących kolonię/na dawkę wirusa. W innej korzystnej 3 postaci realizacji szczepionka obejmuje około 2 ml, przy czym każdy ml zawiera około 103 do około 10
1010 jednostek tworzących kolonię na dawkę wirusa. Szczepionka kombinowana jest korzystnie podawana zwierzęciu dwukrotnie; raz w około 1 do około 3 miesiąca życia i raz w około 1 do 4 tygodni później. Niniejszy wynalazek rozważa również ponowne szczepienia co pół roku z pojedynczą dawką i ponownym szczepieniem przed rozrodem.
Sposób zabezpieczania płodów bydlęcych przed zakażeniem płodu i przetrwałym zakażeniem płodu obejmuje podawanie zwierzęciu co najmniej jednej dawki, a korzystnie dwóch dawek szczepionki kombinowanej dla immunizacji płodu przed zakażeniami wywoływanymi przez BVD (typu 1 i 2), IBR, PI3, BRSV, Leptospira canicola, Leptospira grippotyphosa, Leptospira borgpetersenii hardioprajitno, Leptospira icterohaemmorrhagia, Leptospira interrogans pomona, Leptospira borgpetersenii hardjo-bovis, Leptospira bratislava i Campylobacter fetus. Szczepionka kombinowana jest korzystnie podawana zwierzęciu dwukrotnie, raz około pięciu tygodni przed rozrodem i raz na około dwa tygodnie przed rozrodem.
Niniejszy wynalazek bierze również pod uwagę, że podawanie zwierzętom skutecznej ilości szczepionki kombinowanej, a korzystnie bydłu mlecznemu, do leczenia lub zapobiegania schorzeniom obejmującym przetrwałe infekcje płodu i schorzenia układu rozrodczego, takie jak poronienia u takich zwierząt.
Niniejszy wynalazek jest dodatkowo objaśniony, lecz bez ograniczenia, przez następujące przykłady.
P r z y k ł a d 1
Materiały i metody
Zwierzęta - pięćdziesiąt sześć seronegatywnych pod względem BVDV (to znaczy posiadających miano neutralizacji [SN] < 1:2) krów odpowiednich do rozrodu, otrzymano z wielu źródeł i utrzymywano oddzielnych boksach do badań naukowych przez okres trwania badania. Każde zwierzę było zidentyfikowane przez podwójne kolczykowanie uszu, po jednym w każdym uchu. Nowe znaczniki instalowano w przypadkach zgubienia przez zwierzę kolczyka z ucha. Przed badaniem, zwierzęta testowe zaszczepiono komercyjnymi szczepionkami na leptospirozę, kampylobakteriozę (wibriozę) i infekcje klostridiami. Zwierzęta testowe utrzymywano pod kontrolą prowadzącego weterynarza, który monitorował je pod względem klinicznym w stosunku dziennym.
Szczepionka testowa - szczepionką testową była wielowalentna, modyfikowana, żywa szczepionka przeciwko zakaźnemu zapaleniu nosa i tchawicy bydła (IBR)-grypie rzekomej 3 (PI3)-wirusowi syncytialnemu układu oddechowego (RSV) w postaci desykowanej, ponownie uwodnionej za pomocą inaktywowanej, płynnej szczepionki BVDV łączonej z adiuwantem (Pfizer Inc, Nowy Jork, NY.) Składnik BVDV zawierał minimalne dawki immunizujące BVDV-1 i -2, w połączeniu z jałowym adiuwantem. Moc immunizującą antygenów BVDV ustalono obliczając średnią geometryczną miana (GMT) dla 8 powtórzeń mianowania płynu całkowitego stosowanego do otrzymywania szczepionki. Po uwodnieniu, szczepionkę IBR-PI3-BRSV-BVDV podawano w 2 ml dawkach albo przez wstrzyknięcie domięśniowe (IM) albo podskórne (SC). Desykowaną szczepionkę IBR-PI3-RSV rekonstytuowaną jałową wodą wykorzystywano jako placebo i podawano przez wstrzyknięcie IM.
Wirus prowokujący - niecytopatyczny izolat polowy wirusa BVDV typu 2 (szczep 94B-5359, otrzymany od Dr Hana Van Campen, Wyoming State Veterinary Laboratory, University of Wyoming)
PL 216 541 B1 wykorzystano jako środek prowokujący. Tożsamość wirusa potwierdzono za pomocą testu SN i reakcję łańcuchową polimerazy z odwrotną transkryptazą (RT-PCR). Analiza RT-PCR była dodatnia dla sekwencji nukleotydowych BVDV typu 2 dla białka pl25 i regionu bez translacji 5 oraz ujemna dla sekwencji zakonserwowanych gp53 i p80 BVDV typu 1. Moc wirusa prowokującego ustalono dla GMT wynoszącego 103,2 TCID50/ml za pomocą 2 powtórzeń mianowania dokonywanych tuż przed i po prowokacji. Szczepionkę prowokującą podawano donosowo w 4 ml podzielonej dawce, 2 ml na nozdrze.
Próby serologiczne - miana neutralizacji w surowicy dla BVDV typu 1 i 2 określono za pomocą testu stałej wirusa, spadku w surowicy w hodowli komórek bydlęcych. Wielokrotne rozcieńczenia surowicy połączono albo z 50-300 TCID50 cytopatycznego szczepu 5960BVDV typu 1 albo podobną ilością cytopatycznego szczepu 125c BVDV typu 2.
Izolowanie wirusa - izolację poprowokacyjną (PC) BVDV w hodowli komórek bydlęcych wykonano z krwi obwodowej krowy, płynu owodniowego, krwi płodowej i tkanek płodu. Hodowlę komórek pozytywnych pod względem BVDV określono za pomocą pośredniej immunofIuorescencji z użyciem kozich przeciwciał poliklonalnych anty-BVDV. Izolacji BVDV z tkanek płodu również dokonano z użyciem metod immunohistochemicznych, opisanych wcześniej (Haines D. M., Clark E. G. i Dubovi E. J., Vet Pathol 1992: 29: 27-32.) Krew całkowitą krowy odciągnięto przez żyłę jarzmową w 5-10 ml próbkach i umieszczono w rurkach zawierających heparynę, dla uzyskania komórek z „kożuszkiem” wykorzystywanych w próbach izolacji wirusa. Płyn owodniowy zebrano w znieczuleniu miejscowym poprzez laparotomię lewego boku i aspirację 3-5 ml próbki z macicy.
W następstwie cesarskiego cięcia lub poronienia samoistnego, od każdego płodu pobrano aseptycznie oczy, śledzionę, grasicę i 3 wycinki mózgu (pień mózgu/śródmózgowie, mózg i móżdżek). Supernatant homogenizowanych tkanek płodu wykorzystano do izolacji wirusa w hodowli komórkowej. Dla oceny immunohistochemicznej, tkanki płodu osadzono w parafinie i testowano podwójnie z użyciem rozcieńczeń 1:800 i 1:600 płynu puchlinowego zawierającego przeciwciała monoklonalne anty-BVDV.
Analiza danych biometrycznych - aby wykazać zabezpieczenie po prowokacji, należy wykazać statystycznie istotną redukcję występowania u matki i płodu zakażenia BVDV typu 2 w grupach szczepionych (T2 i T3) w stosunku do grup kontrolnych otrzymujących placebo (T1). Do porównania występowania (1) wiremii krów w czasie pierwszych 14 dni po prowokacji, (2) izolacji BVDV z płynu owodniowego, (3) izolacji BVDV z tkanki płodu i krwi płodu po samoistnym poronieniu lub cesarskim cięciu i (4) immunohistochemii tkanki płodu dodatniej pod względem BVDV, wykorzystano test dokładności Fishera. Miana neutralizacji w surowicy analizowano wykorzystując mieszany model liniowy z powtarzanymi pomiarami. Średnie najmniejszych kwadratów z analizy wariancji użyto do obliczenia średniej geometrycznej miana (GMT), co wykluczało dane SN dla krów, które nie były prowokowane. Prawdopodobieństwo wynoszące P < 0,05 stosowano przy określaniu istotności statystycznej.
Badanie zabezpieczenia płodu - 56 testowych krów przypisano losowo do jednej z trzech grup testowych, grupy placebo IM (T1), grupy szczepionej TM (T2) i grupy szczepionej SC (T3), jak zapisano w tablicy 1. Krowy zaszczepiono albo szczepionką, albo placebo w dniu badania 0 i dniu 21. We wszystkich przypadkach, w dniu 0 podano szczepionkę w lewą stronę szyi, a w dniu 21 szczepionkę podano w prawą stronę szyi.
W dniu 1, krowom podano paszę z dodatkiem octanu melengestrolu, przez 14 dni. W dniu 32, wszystkie krowy otrzymały wstrzyknięcie IM prostaglandyny (Lutalyse, Pharmacia & Upjohn, Kalamazoo, Ml) aby zsynchronizować jajeczkowanie. Krowy wykazujące jajeczkowanie zapłodniono poprzez sztuczne unasienienie licencjonowanym nasieniem, ujemnym pod względem BVDV. W dniu 100, w około 65 dniu ciąży, status ciążowy krów określono przez badanie palpacyjne przez odbyt. W dniu 105, 23 krowy o potwierdzonej ciąży wybrano losowo z każdej grupy testowej (7 kontroli, szczepionych IM I 8 szczepionych SC), przeniesiono do pobliskiego oddzielnego boksu (Midwest Veterinary Services, Oakland, NE) i pomieszano. W dniu 119, 23 krów testowych poddano prowokacji przez donosowe szczepienie wirulentnym BVDV. Próbki krwi pobrano w dniu prowokacji 1 w 8 odstępach PC, w dniu 119, 121, 123, 125, 127, 129, 133, 140 i 147 (dni PC 0, 2, 4, 6, 8, 10, 14, 21 i 28) dla izolacji BVDV i testu serologicznego.
W dniu 147 (28 dni po prowokacji), przeprowadzono Iaparotomię lewego boku i od każdej krowy odciągnięto płyn owodniowy. W dniu 297, około 7-14 dni przed prawdopodobnym wycieleniem, krowy testowe przetransportowano do boksów University of Nebraska, Department of Veterinary and Biomedical Services, do cesarskiego cięcia. Tuż przed zabiegiem, od każdej krowy pobrano próbki krwi dla
PL 216 541 B1 testu SN. Po porodzie przez cesarskie cięcie (w dniu 300-301), od każdego płodu pobrano próbkę krwi. Następnie płody uśmiercono i aseptycznie zebrano tkanki dla izolacji BVDV.
W niektórych przypadkach, w których nastąpiło samoistne poronienie, próbki krwi pobrano od matki po wykryciu poronienia i dwa tygodnie później. Pary próbek krwi poddano testom serologicznym (University of Nebraska Veterinary Diagnositic Center, Lincoln, NE), a poronione płody oceniono pod względem izolacji BVDV (Pfizer Central Research, Lincoln, NE) i poddano ocenie histopatologicznej tkanek płodu (Saskatoon Veterinary Biodiagnostics, Saskatoon, SK, Canada).
Wyniki
Nie obserwowano szkodliwych zjawisk podczas lub tuż po podaniu 2 dawek szczepionki.
Wszystkie krowy były seronegatywne względem BVDV typu 1 i 2 przed szczepieniem (dzień 0), potwierdzając, że testowe zwierzęta były immunologicznie nieprowokowane BVDV na początku badania. Wartości GMT dla BVDV typu 1 są ukazane w tablicy 2. Piętnaście z 16 zwierząt szczepionych uległo przekształceniu serologicznemu po 2 dawkach szczepionki. Krowa numer 61 (grupa T3) miała miana SN BVDV typu 1 wynoszące < 1:2 w dniu 0, 1:19 w dniu 21, < 1:2 w dniu 33 i dniu 119. Wartości GMT dla BVDV typu 2 są ukazane w tablicy 3. Wszystkie zwierzęta szczepione, łącznie z krową 61, ulegały przekształceniu serologicznemu po drugiej dawce (krowa 61 miała miana SN BVDV typu 2 wynoszące < 2 w dniu 0, 1:19 w dniu 21, 1:2,048 w dniu 33 i 1:431 w dniu 119). W dniu zapłodnienia (dni 32-41), szczepione krowy (wyłączywszy krowę 61) miały miana SN BVDV typu 1 w zakresie od 1:64 do 1:13,777. Szczepione krowy miały miana BVDV typu 2 w zakresie od 1:64 do 1:6,889 w dniu zapłodnienia. Po szczepieniu, różnica wartości GMT dla grup IM (T2) w stosunku do SC (T3) była nieistotna statystycznie w każdym z 2 odstępów przed prowokacją lub po prowokacji. Wszystkie krowy w grupie placebo (T1) pozostały seronegatywne zarówno pod względem BVDV typu 1, jak i 2, aż do czasu prowokacji (dzień 119), wskazując, że badanie nie było zakłócone przygodną ekspozycją. Wszystkie krowy z grupy placebo reagowały serologicznie na prowokację, weryfikując, że u każdego zwierzęcia nastąpiła żywotna prowokacja. Grupa placebo odznaczała się PC-GMT dla BVDV typu 1, która była istotnie niższa niż reakcje anamnestyczne uzyskane w każdej grupie szczepionej (tablica 2, dzień 147). Krowy z grupy otrzymującej placebo również miały niższą PC-GMT dla BVDV typu 2 w porównaniu z każdą grupą szczepioną, ale różnica była istotna statystycznie jedynie w stosunku do zwierząt szczepionych IM (T2).
Dwadzieścia trzy krowy w 3 grupach testowych uzyskały potwierdzenie ciąży, zostały poddane prowokacji i punkcji owodni (tablica 1). W czasie między punkcją owodni (dzień 147) i cesarskim cięciem (dzień 300-301), 7 krów poroniło, 4 z grupy T2 i 3 z grupy T3. Ponadto, 3 zapłodnione krowy (1 krowa z grupy placebo T1 i 2 krowy z grupy T3) nie były w ciąży w czasie cesarskiego cięcia. U tych 3 krów potwierdzono ciążę przez badanie palpacyjne przez odbyt w dniu 100, około 65 dni po zapłodnieniu, wskazując, że nastąpiło niewykryte poronienie lub resorpcja płodu. Ponieważ tkanki płodu od 3 krów z niedonoszoną ciążą były niedostępne do oceny, zwierzęta te usunięto z badania. W dniu 259, krowa numer 67 z grupy placebo T1 padła, a jej płód usunięto dla izolacji BVDV. Tak więc, na końcu badania, 12 z 23 krów, które sprowokowano, poddano cesarskiemu cięciu. 12 płodów uzyskanych w wyniku cesarskiego cięcia plus 7 płodów poronionych i płód od padłej krowy (20 wszystkich) oceniono pod względem izolacji BVDV.
Krowa 38 z grupy T2 poroniła w dniu 156 (w 123 dniu ciąży i 37 dni po prowokacji). Pary próbek krwi nie były oceniane, ale analiza krwi obwodowej i płynu owodniowego krowy 38 była negatywna pod względem izolacji BVDV po prowokacji. Płód uległ poważnemu samorozkładowi. Ocena histopatologiczna i bakteriologiczna płodu ujawniła ropne zapalenie tkanki łącznej kosmówkowej i podkosmówkowej. Wyizolowano Staphylococcus hyicus z płuca, wątroby i płynu śródpiersiowego. Otrzymano ujemne wyniki izolacji BVDV i immunohistochemiczne, wskazując, że płód nie był zakażony w wyniku prowokacji.
Trzy krowy T3 (numery 21, 27 i 40) poroniły w dniu 158 lub 159 (w 125-127 dniu ciąży i 39 lub 40 dni po prowokacji). Poronień nie zauważono, tak, że odzyskane płody nie mogły być przypisane do konkretnych krów. Oznaczono je jako nieznany płód 1, 2 lub 3. Nieznane płody 1 zmumifikowano, ze zmianami histologicznie typowymi dla neosporosis. Nieznany płód 2 uległ samostrawieniu, z wieloogniskowym, ropnym i martwiczym zapaleniem łożyska i wielką liczbą ziarniaków bakteryjnych wymieszanych wysiękiem zapalnym. Wyizolowano Staphylococcus hyicus płuca, nerki, wątroby, treści żołądkowej i tkanki łożyska. Nieznany płód 3 uległ maceracji i samostrawieniu. Wyizolowano Staphylococcus sp. z płuca, wątroby, nerki treści żołądkowej. Ujemne wyniki izolacji BVDV immunohistochemiczne uzyskano dla wszystkich tkanek z nieznanych płodów. Wszystkie 3 matki były negatywne pod
PL 216 541 B1 względem izolacji BVDV po prowokacji w analizie krwi obwodowej. Krowy 21 i 40 były podobnie negatywne po względem izolacji BVDV z płynu owodniowego, lecz krowa 2 była pozytywna pod względem BVDV w próbce płynu owodniowego. Pary próbek krwi od matek nie były oceniane.
Krowa 45 z grupy T2 poroniła płód w dniu 160 (w 12 dni ciąży I 41 dniu po prowokacji). Widoczne było rozległe samostrawienie płodu. Wyizolowano Staphylococcus sp. płuca, wątroby, nerki, treści żołądkowej i łożyska. Widoczne było zapalenie łożyska z wieloogniskową zakrzepicą i ropne zapalenie naczyń. Testy serologiczne płynu śródpiersiowego były negatywne pod względem IBR wirusowej biegunki bydła (BVD) i leptospirozy. Negatywne wyniki izolacji BVDV i immunohistochemii uzyskano dla wszystkich tkanek płodu.
Krowa 66 z grupy T2 poroniła płód w dniu 195 (w 16 dniu ciąży i 76 dni po prowokacji). Zauważono znaczne ropne zapalenie błony podstawnej łożyska, rozciągające się od powierzchni płodu. Wyhodowano E. coli i Proteus vulgaris z treści żołądkowej i łożyska.
Wyniki serologiczne par próbek krwi i płynu śródpiersiowego nie potwierdzały IBR, BVD lub leptospirozy jako etiologii. Negatywne wyniki izolacji BVDV i immunohistochemii uzyskano dla wszystkich tkanek płodu.
Krowa 31 z grupy T2 poroniła płód w dniu 295 (w 262 dniu ciąży i 176 dni po prowokacji). Badanie histopatologiczne ujawniło rozlane, martwicze i ropne zapalenie łożyska, martwicę nabłonka kosmówki i intensywne zapalenie neutrofilowe. Z ognisk zapalnych wyhodowano Gram-ujemne ziarniakolaseczki i pałeczki. Wyniki serologiczne par próbek nie potwierdziły IBR, BVD, czy leptospirozy jako etiologii. Negatywne wyniki izolacji BVDV i immunohistochemii uzyskano dla wszystkich tkanek płodu.
Pozytywny wynik izolacji BVDV otrzymano z próbek krwi obwodowej PC i płynu owodniowego otrzymanego od krowy 67 z grupy placebo T1, która padła przed zakończeniem badania. Wszystkie tkanki płodu od tej krowy były pozytywne pod względem izolacji BVDV i immunohistochemii.
Próbki krwi pobrane od 12 płodów uzyskanych w wyniku cesarskiego cięcia testowano pod względem miana SN wobec BVDV typu 1 i 2. Żaden z płodów uzyskanych przez cesarskie cięcie z 5 krów z grupy placebo lub 7 szczepionych nie był seropozytywny pod względem BVDV albo typu 1 albo 2.
Wyniki izolacji wirusa po prowokacji są ukazane w tablicy 4. Wszystkie 7 krów z grupy placebo T1 doświadczyło wiremii BVDV, wzmacniając wyniki serologiczne, co pokazuje, że u każdego nie szczepionego zwierzęcia nastąpiła żywotna prowokacja. Próbki krwi od wszystkich 16 szczepionych zwierząt z grupy T2 I T3 były negatywne pod względem wiremii BVDV w każdej z 8 próbek po prowokacji. Różnica współczynnika wiremii PC w grupach zwierząt szczepionych T2 i T3 w stosunku do kontrolnych była statystycznie istotna (P < 0,0001).
Płyn owodniowy od 2 z 16 (12,5 procent) zwierząt szczepionych był pozytywny pod względem BVDV, w stosunku do pozytywnych wyników dla 7 z 7 (100 procent) krów z grupy placebo T1, różnicy istotnej statystycznie (P < 0,0001). Próbki płynu owodniowego od zwierząt szczepionych 27 i 60 z grupy T3 były pozytywne. Płód od krowy 27 był negatywny pod względem BVDV, za pomocą metod izolacji wirusa i immunohistochemii.
Tkanki płodowe od 1 z 14 zwierząt szczepionych (7,1 procent), krowa 60 z grupy T3, były pozytywne pod względem m izolacji BVDV. Stanowiło to porównanie z izolacją BVDV u 6 z 6 (100 procent) płodów od krów z grupy placebo T1, statystycznie istotną różnicę (P < 0,0001). Wyniki izolacji BVDV były albo wszystkie pozytywne, albo wszystkie negatywne dla ocenianych tkanek płodowych od każdego płodu.
Wyniki immunohistochemiczne były pozytywne pod względem BVDV dla tkanek płodowych od 1 z 14 (7,1 procent) zwierząt szczepionych z grupy T2 i TB (krowa 60 z grupy TB). Wszystkie tkanki płodu od 6 z 6 (100 procent) krów z grupy placebo T1 były pozytywne pod względem BVDV-immunohistochemii, istotnie wyższe występowanie (P < 0,0001) w stosunku do zwierząt szczepionych. Wyniki immunohistochemii BVDV były albo wszystkie pozytywne, albo wszystkie negatywne dla ocenianych tkanek z każdego płodu.
Tablica 5 wskazuje źródło izolacji wirusa i miana SN przed prowokacją 2 szczepionych krów z pozytywnym wynikiem izolacji BVDV. Dane serologiczne wskazują, że oba szczepione zwierzęta 27 i 60 z grupy T3 odpowiedziały immunologicznie na szczepienie. Krowa 27 miała miano SN BVDV typu 2 podczas prowokacji niższe niż GMT dla grupy T3, lecz różnica nie była istotna.
Szczepienie domięśniowe i SC zbiorczo zapewniło 92,9 procent skuteczności przed zakażeniem płodu BVDV-2, z negatywnymi wynikami izolacji BVDV występującymi w tkankach płodu od 13
PL 216 541 B1 z 14 zaszczepionych krów (tablica 4). Porównano to ze współczynnikiem 88,9 procent zabezpieczenia (16 z 18 szczepionych zwierząt było negatywnych pod względem izolacji BVDV) we wcześniejszym teście tej samej szczepionki przed prowokacją płodu BVDV-1 (zobacz przykład 2).
W obu tych badaniach, nastąpiło 100 procent zakażenia płodowego w grupie nieszczepionych krów przyjmujących placebo, potwierdzając, że zwierzęta szczepione zetknęły się z ciężką prowokacją odporności.
Wirusa prowokującego wyizolowano z płynu owodniowego 2 zwierząt szczepionych, krów 27 i 60 (tablica 5). W efekcie, obie krowy uznano za pozytywne pod względem infekcji BVDV, mimo że były negatywne pod względem wiremii w każdym z 8 odstępów PC.
Izolacja wirusa, jak również metody immunohistochemiczne o wysokiej swoistości i czułości, nie wykrywały BVDV w poronionych płodach od krowy 27, a więc konieczne było opisanie jej jako negatywną pod względem BVDV. Poronienie tego płodu z powodu procesu zakaźnego BVDV u matki było możliwe.
Aby potwierdzić wyniki, wykorzystano dwie metody oszacowania zabezpieczenia u krów (wiremia i izolacja wirusa z płynu owodniowego) i ich płodów (immunohistochemia i izolacja wirusa w hodowli tkankowej).
Najbardziej konserwatywne wyniki wykorzystano do określenia współczynnika zabezpieczenia. Tak więc, współczynnik zabezpieczenia u szczepionych krów uznano za 87,5 procent (14 z 16), procent krów negatywnych pod względem izolacji wirusa z płynu owodniowego, bardziej niż 100 procent, procent krów negatywnych pod względem wiremii.
Nie opublikowane badanie prowokacji odporności przez BVDV Study dało 100 procent zabezpieczenia płodu u zwierząt szczepionych przed prowokacją, co dało 100 procent zakażenia płodu u nieszczepionych zwierząt kontrolnych. Nawet modyfikowana, żywa szczepionka wirusowa (MLV), nie oceniana powszechnie u ciężarnych krów, zapewniała więcej niż 83 procent zabezpieczenia przed infekcją płodu BVDV-1 w badaniu (Cortese V. S., Grooms, D. L., Ellis J. i inni (1998) Am. J. Vet. Res. 59: 1409-1413.)
T a b l i c a 1
Grupy testowe i końcowy status ciąży krów w badaniu prowokacji płodu przez wirus wirusowej biegunki bydła (BVDV) typu 2
Zakończenie ciąży
Grupa Działanie Liczba krów szczepionych (dni 0, 21) Liczba krów prowokowanych (dzień 119) (1) Śmierć matkia (2) Poronienie0 (3) Ciąża niedonoszonac (4) Cesarskie cięcie Liczba płodów ocenionych pod względem izolacji BVDV (1 +2+4)
T1 Placebo (IM) 18 7 1 0 1 5 6
T 2 Szczepionka (IM) 18 8 0 4 0 4 8
T3 Szczepionka (SC) 20 8 0 3 2 3 6
IM = szczepienie domięśniowe;
SC = szczepienie podskórne;
a Śmierć matki nastąpiła dla krowy 67 grupa T1 (dzień 259);
b Nastąpiło poronienie u krowy 38 grupa T2 (dzień 156), 45 (dzień 160), 66 (dzień 195), 31 (dzień 295) i u krów 21, 27 grupa T3 i 40 (dni 158 lub 159);
c U wszystkich krów z niedonoszonymi ciążami potwierdzono ciążę w dniu 100, około 65 dni po zapłodnieniu
PL 216 541 B1
T a b l i c a 2
Odpowiedź serologiczna na wirus wirusowej biegunki bydła (BVDV) typu 1 u krów prowokowanych BVDV typu 2
Wzajemność średniej geometrycznej miana neutralizacji w surowicy BVDV typu 1 w wybranych odstępach w teście
Działanie Liczba seropozytywnych krów w dniu cesarskiego cięciaa Szczepienie (dzień 0) Szczepienie (dzień 21) Zapłodnienie (dni 32-41) Prowokacja (dzień 119) Punkcja owodni (dzień 147) Cesarskie cięcie (dni 300-301)
T1 (n=7) 0/7 < 2 < 2 < 2 < 2 65,7 833, 6 (n=6)d
T2 (n=8) 8/8 < 2 13,7b 2383,1c 480,7c 1919,2c 762,7 (n=4)d
T3 (n=8) 7/8 (87,5%) < 2 18,2c 1116,6c 570,4c 1448,3c 691,7 (n=5)f
T2 & T3 (n= 16) 5/16 (93,8%) < 2 15,8c 1631,3c 523,6c 1667,2c 726,3 (0=9)
a Wzajemność miana SN < 8 b Statystycznie istotna różnica w stosunku do grupy placebo (T1), P < 0,0002 c Statystycznie istotna różnica w stosunku do grupy placebo (T1), P < 0,0001 d Krowa 67 padła w dniu 259 e Poronienia nastąpiły u krów 38 (dzień 156), 45 (dzień 160), 66 (dzień 195) i 31 (dzień 295); nie pobrano próbek krwi od tych krów w dniu 300-301 f Poronienia nastąpiły u krów 21, 27, i 40 w dniu 158 i dniu 159; krew nie była pobierana od tych krów w dniu 300-301
T a b l i c a 3
Odpowiedź serologiczna na wirus wirusowej biegunki bydła (BVDV) typu 2 u krów prowokowanych BVDV typu 2
Wzajemność średniej geometrycznej miana neutralizacji w surowicy BVDV typu 1 w wybranych odstępach w teście
Działanie Liczba seropozytywnych krów w dniu cesarskiego cięciaa Szczepienie (dzień 0) Szczepienie (dzień 21) Zapłodnienie (dni 32-41) Prowokacja (dzień 119) Punkcja owodni (dzień 147) Cesarskie cięcie (dni 300-301)
T1 (n=7) 0/7 < 2 < 2 < 2 < 2 402,6 2823,8 (n=6)g
T2 (n=8) 8/8 < 2 7,0b 1217,7d 285,2d 2598,6e 922,2 (n=4)h
T3 (n=8) 8/8 < 2 12,8c 1837,6d 261,7d 1217,5d 621,3 (n=5)!
T2 & T3 (n= 16) 16/16 < 2 9,5c 1495,9d 273,2d 1778,7f 756,9b (0=9)
a Wzajemne miano NS < 8 b Statystycznie istotna różnica w stosunku do grupy placebo (T1), P < 0,0064 c Statystycznie istotna różnica w stosunku do grupy placebo (T1), P < 0,0005 d Statystycznie istotna różnica w stosunku do grupy placebo (T1), P < 0,0001 e Statystycznie istotna różnica w stosunku do grupy placebo (T1), P = 0,0128 f Statystycznie istotna różnica w stosunku do grupy placebo (T1), P = 0,023 g Krowa 67 padła w dniu 259 h Nastąpiły poronienia u krów 38 (dzień 156), 45 (dzień 160), 66 (dzień 195) i 31 (dzień 295); od tych krów nie pobierano krwi w dniu 300-301 i Nastąpiły poronienia u krów 21, 27 I 40 w dniu 158 i dzień 159; od tych krów nie pobierano krwi w dniu 300-301
T a b l i c a 4
Omówienie wyników izolacji wirusa wirusowej biegunki bydła (BVDV) po prowokacji u krowy i płodu
Metoda izolacji wirusa po prowokacji i występowanie
1 2 3 4 5
Grupa leczona Wiremia u krówa Izolacja wirusa z płynu owodoniowego Izolacja wirusa z tkanek płodub Immunohistochemia płodub
T1 Placebo (IM) 7/7 (100%) 7/7 (100%) 6/6 (100%)c 6/6 (100%)c
PL 216 541 B1 cd. tablicy 4
1 2 3 4 5
T2 Szczepiona (IM) 0/8 (0%)d 0/8 (0%)d 0/8 (0%)d 0/8 (0%)d
T3 Szczepiona (SC) 0/8 (0%)d 2/8 (25%)c,d 1/6 (16,7%)c,d 1/6 (16,7%)c,d
T2 & T3 0/16 (0%)d 2/16 (12,5%)d 1/14 (7,1%)d 1/14 (7,1%)d
a Izolacji wirusa dokonano z preparatów komórek z „kożuszkiem” z próbek zebranych w 9 odstępach od dnia 119 (prowokacja) do dnia 147 (punkcja owodni). Krowę uznawano za wiremiczną, jeśli jakakolwiek próbka krwi była pozytywna pod względem BVDV b Tkanki płodowe zebrane po poronieniu albo cesarskim cięciu. Płód uznawano za pozytywny pod względem BVDV, jeśli jakakolwiek tkanka była pozytywna.
c Jedna krowa z grupy T1 i dwie krowy z grupy T3 wyeliminowano z badania, ponieważ nie były w ciąży w czasie cesarskiego cięcia i poronienia nie zostały zauważone d Statystycznie istotna różnica w stosunku do grupy placebo (T1), P < 0,0001
T a b l i c a 5
Miana neutralizacji wirusa w surowicy matczynej (SN) i wyniki prowokacji w przypadkach, w których wirus wirusowej biegunki bydła (BVDV) był wyizolowany z grupy testowej
Serotyp BVDV i wzajemne miano SN przy prowokacji
Grupa testowa Krowa nr Źródło izolacji wirusa Zakończenie ciąży BVDV1 BVDV2
T3 27 AF Poronienie 512 91
T3 60 AF, FT, IHC Cesarskie cięcie 181 152
T3 Grupa GMT N/A N/A 570 262
AF = płyn owodniowy; FT = tkanki płodu; IHC = Immunohistochemia tkanek płodu; GMT = średnia geometryczna miana; NA = niemożliwe do zastosowania
P r z y k ł a d 2
Materiały i metody
Zwierzęta - pięćdziesiąt dziewięć seronegatywnych pod względem BVDV (to znaczy mających miana neutralizacji w surowicy [SN] < 1:2) krów i jałówek w wieku rozrodczym i zdrowych uzyskano z wielu źródeł i utrzymywano w odosobnieniu w boksach badawczych w Nebrasce przez okres badania. Każde zwierzę było zidentyfikowane przez podwójne kolczykowanie uszu, po jednym w każdym uchu. Nowe znaczniki instalowano w przypadkach zgubienia przez zwierzę kolczyka z ucha. Przed badaniem, zwierzęta testowe zaszczepiono komercyjnymi szczepionkami na leptospirozę, kampylobacteriozę (wibriozę) i infekcje klostridiami. Zwierzęta testowe utrzymywano pod kontrolą prowadzącego weterynarza, który monitorował je pod względem klinicznym w stosunku dziennym.
Szczepionka testowa - szczepionką testową była wielowalentna, modyfikowana, żywa szczepionka przeciwko zakaźnemu zapaleniu nosa i tchawicy bydła (IBR)-grypie rzekomej 3 (PI3)-wirusowi syncytialnemu układu oddechowego (RSV) w postaci desykowanej, ponownie uwodnionej za pomocą inaktywowanej, płynnej szczepionki BVDV (Cattle/Master/PregSure 5, Pfizer Inc, Nowy Jork, NY). Składnik BVDV był połączony z jałowym adiuwantem. Moc immunizującą antygenu BVDV ustalono obliczając średnią geometryczną miana (GMT) dla 8 powtórzeń mianowania płynu całkowitego stosowanego do otrzymywania szczepionki. Po uwodnieniu, szczepionkę IBR-PI3-BRSV-BVDV podawano w 2 ml dawkach albo przez wstrzyknięcie domięśniowe (IM) albo podskórne (SC). Desykowaną szczepionkę IBR-PI3-RSV, rekonstytuowaną jałową wodą wykorzystywano jako placebo.
Wirus prowokujący - n iecytopatyczny izolat połowy wirusa BVDV typu 2 (szczep 816317, otrzymany od Dr E. J. Dubovi, New York State Coiiege of Veterinary Medicine, Cornell University) wykorzystano jako środek prowokujący. Tożsamość wirusa potwierdzono za pomocą testu SN i reakcję łańcuchową polimerazy z odwrotną transkryptazą (RT-PCR). Analiza RT-PCR była pozytywna dla sekwencji nukleotydowych białka gp53 i p80 i regionu bez transiacji 5 BVDV typu 1 oraz negatywna dla sekwencji dla sekwencji p125 BVDV typu 2. Moc wirusa prowokującego ustalono dla GMT wynoszącego 104,3 TCID50 na ml za pomocą 2 powtórzeń mianowania dokonywanych tuż przed i po prowokacji. Szczepionkę prowokującą podawano donosowo w 4 ml podzielonej dawce, 2 ml na nozdrze.
Próby serologiczne - miana neutralizacji w surowicy dla BVDV typu 1 i 2 określono za pomocą testu stałej wirusa, spadku w surowicy, w hodowli komórek bydlęcych. Wielokrotne rozcieńczenia su18
PL 216 541 B1 rowicy połączono albo z 50-300 TCID50 cytopatycznego szczepu 5960 BVDV typu 1, albo podobną ilością cytopatycznego szczepu 125c BVDV typu 2.
Izolacja wirusa - izolację poprowokacyjną (PC) BVDV w hodowli komórek bydlęcych wykonano z krwi obwodowej krowy, płynu owodniowego i tkanek płodu. Hodowlę komórek pozytywnych pod względem BVDV określono za pomocą pośredniej immunofIuorescencji z użyciem kozich przeciwciał poliklonalnych anty-BVDV. Izolacji BVDV z tkanek płodu również dokonano z użyciem metod immunohistochemicznych, opisanych wcześniej, Haines D. M., Clark E. G. i Dubovi E. J., Vet. Pathol. 1992: 29: 27-32.) Krew całkowitą krowy odciągnięto przez żyłę jarzmową w 5-10 ml próbkach i umieszczono w rurkach zawierających heparynę, dla uzyskania komórek z „kożuszkiem” wykorzystywanych w próbach izolacji wirusa. Płyn owodniowy zebrano w znieczuleniu miejscowym poprzez laparotomię lewego boku i aspirację 3-5 ml próbki z macicy. W następstwie cesarskiego cięcia lub poronienia samoistnego, od każdego płodu pobrano aseptycznie oczy, śledzionę, grasicę i 3 wycinki mózgu (pień mózgu/śródmózgowie, mózg i móżdżek). Supernatant homogenizowanych tkanek płodu wykorzystano do izolacji wirusa w hodowli komórkowej. Dla oceny immunohistochemicznej, tkanki płodu osadzono w parafinie i testowano podwójnie z użyciem rozcieńczeń 1:800 i 1:600 płynu puchlinowego zawierającego przeciwciała monoklonalne anty-BVDV.
Analiza danych biometrycznych - aby wykazać zabezpieczenie po prowokacji, należy wykazać statystycznie istotną redukcję występowania zakażenia u matki i płodu, w grupach szczepionych (T2 i T3) w stosunku do grup kontrolnych otrzymujących placebo (T1). Do porównania występowania wiremii krów i izolacji BVDV z płynu owodniowego, tkanki płodu i immunohistochemii tkanki płodu, wykorzystano test dokładności Fishera. Miana neutralizacji w surowicy analizowano wykorzystując mieszany model liniowy z powtarzanymi pomiarami. Średnie najmniejszych kwadratów z analizy wariancji użyto do obliczenia średniej geometrycznej miana (GMT), co wykluczało dane SN dla krów, które nie były prowokowane. Prawdopodobieństwo wynoszące P < 0,05 stosowano przy określaniu istotności statystycznej.
Badanie zabezpieczenia płodu - 59 testowych krów przypisano losowo do jednej z trzech grup testowych, grupy placebo IM (T1), grupy szczepionej IM (T2) i grupy szczepionej SC (T3), jak zapisano w tablicy 6. Krowy zaszczepiono albo szczepionką, albo placebo w dniu badania 0 i dniu 21. We wszystkich przypadkach, w dniu 0 podano szczepionkę w lewą stronę szyi, a w dniu 21 szczepionkę podano w prawą stronę szyi.
W dniu 32, wszystkie krowy otrzymały wstrzyknięcie IM prostaglandyny (Lutalyse, Pharmacia & Upjohn, Kalamazoo, MI) aby zsynchronizować jajeczkowanie. Krowy wykazujące jajeczkowanie zapłodniono poprzez sztuczne unasienienie licencjonowanym nasieniem negatywnym pod względem BVDV. W dniu 96, w około 60 dniu ciąży, status ciążowy krów określono przez badanie palpacyjne przez odbyt. W dniu 103, 10 krów o potwierdzonej ciąży wybrano losowo z każdej grupy testowej i przeniesiono do pobliskiego oddzielnego boksu (Midwest Veterinary Services, Oakland, NE). W dniu 117, te 30 krów testowych poddano prowokacji przez donosowe szczepienie wirulentnym BVDV. Próbki krwi pobrano w dniu prowokacji i w 8 odstępach PC, w dniu 119, 121, 123, 125, 127, 131, 138 i 145 dla izolacji BVDV.
W dniu 145 (28 dni po prowokacji), przeprowadzono laparotomię lewego boku i od każdej krowy odciągnięto płyn owodniowy. W dniu 295, około 7-14 dni przed prawdopodobnym wycieleniem, krowy testowe przetransportowano do boksów University of Nebraska, Department of Veterinary i Biomedical Services, do cesarskiego cięcia. Tuż przed zabiegiem, od każdej krowy pobrano próbki krwi dla testu SN. Po porodzie przez cesarskie cięcie (w dniu 298-300), od każdego płodu pobrano próbkę krwi. Następnie płody uśmiercono i aseptycznie zebrano tkanki dla izolacji BVDV.
W przypadkach, w których nastąpiło samoistne poronienie, próbki krwi pobrano od matki po wykryciu poronienia i dwa tygodnie później. Pary próbek krwi i poronione płody poddano testom serologicznym (University of Nebraska Veterinary Diagnositic Center, Lincoln, NE), pod względem izolacji wirusa z tkanek płodowych (Pfizer Central Research, Lincoln, NE) i ocenie histopatologicznej tkanek płodowych (Saskatoon Veterinary Biodiagnostics, Saskatoon, SK, Canada).
Wyniki
Poszczególne wartości SN dla 30 krów wykorzystanych w teście zabezpieczenia płodu były negatywne pod względem BVDV typu 1 i 2 w dniu 0, potwierdzając, że te wszystkie 10 zwierzęta testowe były immunologicznie nieprowokowane BVDV na początku badania. Wartości GMT (tablice 7 i 8) wskazują, że oba szczepienia IM (grupa T2) i SC (grupa T3) wzbudzały odpowiedź odpornościową po podaniu dwóch dawek. Wszystkie krowy w grupach T2 i T3 ulegały serokonwersji (miano SN > 1:8)
PL 216 541 B1 w stosunku do BVDV typu 1 i BVDV typu 2 po drugiej dawce szczepionki. W dniu zapłodnienia (dzień 34- 37), miana SN BVDV typu 1 wynosiły od 1:27 do 1:2,900 i miana BVDV typu 2 wynosiły od 1:609 do 1:13,777. Po szczepieniu, wartości GMT dla grupy SC były marginalnie wyższe w stosunku do grupy IM w każdym odstępie przed prowokacją ale różnice były statystycznie nieistotne. Dwadzieścia osiem dni po prowokacji (dzień 145), wartości GMT BVDV typu 1 (tablica 7) wykazały statystycznie istotną różnicę na korzyść szczepień SC (grupa T3) w stosunku do grupy IM (T2).
Wszystkie krowy w grupie placebo (T1) pozostały seronegatywne pod względem BVDV, zarówno typu 1, jak i 2, aż do czasu prowokacji (dzień 117), pokazując, że badanie nie było zakłócone przygodną ekspozycją. Krowy z grupy placebo odpowiadały serologicznie na prowokację, ale ich odpowiedzi GMT wobec BVDV typu 1 i 2 w dniu 145 były znacznie niższe niż odpowiedzi anamnestyczne uzyskane przez każdą grupę szczepioną (tablice 7 i 8).
Między punkcją owodni (dzień 145) i cesarskim cięciem (dzień 298-300), dwie krowy poroniły, jedna z grupy T1 i druga z grupy T3. Ponadto, 4 zapłodnione krowy (2 krowy z grupy placebo T1 i po jednej krowie z grup z T2 i T3) okazały się jałowe w czasie cesarskiego cięcia. Te 4 krowy miały potwierdzoną ciążę przez palpację odbytniczą w dniu 96, około 60 dni po zapłodnieniu, pokazując, że nastąpiło niezauważone poronienie lub resorpcja płodu. Ponieważ tkanki płodu od 4 krów z niedonoszonymi ciążami były niedostępne do badania, zwierzęta te usunięto z badania. Tak więc, na koniec badania, 24 z 30 krów, które zostały sprowokowane, przeszły cesarskie cięcie i całkowitą liczbę 26 płodów uzyskanych w wyniku porodu przez cesarskie cięcie lub poronienie oceniano pod względem izolacji BVDV (tablica 6). Krowa numer 1317 z grupy placebo T1 poroniła płód w dniu 238 (po 201 dniu ciąży i 121 dni po prowokacji). Ocena histopatologiczna i bakteriologiczna płodu ujawniła zapalenie płuc, martwicę nabłonka kosmówki i wyizolowano Corynebacterium sp. z żołądka i łożyska. Pary próbek serologicznych od krowy nie potwierdziły IBR, BVD lub leptospirozy jako etiologii poronienia. Pozytywne wyniki izolacji BVDV w hodowli komórkowej uzyskano dla krwi obwodowej krowy pobranej 6, 8 i 10 dni po prowokacji; dla płynu owodniowego; i dla mózgu, oka i grasicy płodu, lecz nie dla śledziony. Mózg, oko, grasica i śledziona płodu były immunohistochemicznie pozytywne pod względem BVDV. Izolacja wirusa i wynik serologiczny w tym przypadku wskazuje, że płód zakażony BVDV został poroniony przez matkę, która doświadczyła wiremii w wyniku prowokacji.
Krowa numer 1331 z grupy szczepionej T3 poroniła płód w dniu 249 (po 212 dniach ciąży i 132 dni po prowokacji). Ocena histopatologiczna I bakteriologiczna płodu ujawniła rozlane, ropne zapalenie płuc. Hodowle treści żołądkowej i płuc były mocno przerośnięte bakteriami typu coli. Pary poporonnych próbek serologicznych od krowy nie potwierdziły IBR, BVD lub leptospirozy jako etiologii poronienia. Próby izolacji BVDV w hodowli komórkowej były negatywne dla krwi obwodowej krowy zebranej we wszystkich 9 odstępach po prowokacji i dla płynu owodniowego i mózgu, oka, śledziony i grasicy płodu. Wyniki immunohistochemii dla tkanek płodu były negatywne. Jednak, zbiorcze tkanki płodu były pozytywne pod względem izolacji BVDV w hodowli komórkowej. Sprzeczne wyniki sugerują możliwość zanieczyszczenia tkanek płodu albo przez kontakt z paszą z wysianym prowokacyjnym wirusem BVD, albo przez substancje zatrzymujące bakterie w pomieszczeniu do sekcji, gdzie BVDV był wcześniej izolowany. Brak wiremii po prowokacji u matki, jej pozytywny status serokonwersji i negatywne wyniki izolacji BVDV dla konkretnych narządów płodu potwierdzają wniosek, że płód ten nie był zakażony BVDV w wyniku prowokacji. Próbki krwi pobrane od każdego płodu uzyskanego w wyniku cesarskiego cięcia testowano pod względem mian SN wobec BVDV typu 1 i 2. Żaden z 7 płodów uzyskanych w wyniku cesarskiego cięcia z grupy krów placebo T1 nie był seropozytywny pod względem BVDV typu 1 lub 2. Pięć z 17 płodów otrzymanych przez cesarskie cięcie z grup szczepionych T2 i T3 było seropozytywnych pod względem BVDV typu 1. Cztery płody miały miana SN typu 1 wynoszące albo 1:2 albo 1:4, a płód od krowy 1421 z grupy T2 miał miano SN typu 1 wynoszące 1:181 i miano SN typu 2 wynoszące 1:512.
Wyniki izolacji wirusa po prowokacji są ukazane w tablicy 9. Dziewięć z 10 krów z grupy placebo T1 doświadczyło wiremii BVDV, wskazując, że nastąpiła żywotna prowokacja. Próbki krwi od 19 z 20 zwierząt szczepionych z grup T2 i T3 były negatywne pod względem wiremii BVDV w każdej z 8 próbek poprowokacyjnych. Szczepiona krowa 1421 T2 była pozytywna pod względem BVDV w dniu 123, 6 dni po prowokacji i urodziła płód, był seropozytywny jak zauważono powyżej, ale negatywny pod względem izolacji wirusa. 5 procentowe występowanie wiremii BVDV po prowokacji w grupach szczepionych T2 i T3 było znacznie mniejsze (P < 0,0001) niż 90-procentowy współczynnik w grupie kontrolnej. Tkanki płodowe od 2 z 18 zwierząt szczepionych (11,1 procent), krowy 1301 i 1335 T2, były pozytywne pod względem izolacji BVDV. W porównaniu z izolacją BVDV u 8 na 8 (100 procent)
PL 216 541 B1 płodów z grupy placebo T1, stanowiło statystycznie istotną różnicę (P < 0,0001). Wyniki izolacji BVDV były albo pozytywne pod względem BVDV, albo negatywne dla wszystkich ocenianych tkanek płodu, z wyjątkiem krowy 1317 T1, od której 3 z 4 próbek tkanki płodu były pozytywne.
Płyn owodniowy od 2 z 20 (10 procent) zwierząt szczepionych był pozytywny pod względem BVDV, w stosunku do pozytywnych wyników dla 10 z 10 (100 procent) krów z grupy placebo T1, co stanowiło statystycznie istotną różnicę (P < 0,0001). Próbki płynu owodniowego od zwierząt szczepionych 1301 i 1335 z grupy T2 były pozytywne.
Wyniki imimunohistochemii były pozytywne pod względem BVDV dla tkanek płodu od 2 z 18 (11,1 procent) zwierząt szczepionych 1301 i 1335 z grupy T2. Wszystkie oceniane tkanki płodu od szczepionych krów były pozytywne. Odpowiadało to wynikom izolacji BVDV dla tych samych dwóch krów przy próbach izolacji wirusa z płynu owodniowego i z tkanek płodu za pomocą metod hodowli komórkowej. Wszystkie tkanki płodu od 8 z 8 (100 procent) krów z grupy placebo T1 były pozytywne pod względem BVDV, stanowiąc istotnie wyższe występowanie (P < 0,0001) w stosunku do zwierząt szczepionych.
Status serologiczny przed prowokacją trzech szczepionych krów z pozytywnymi wynikami izolacji BVDV jest ukazany w tablicy 10. Krowy 1301 i 1335, które urodziły płody pozytywne pod względem BVDV i krowa 1421, która była wiremiczna, wszystkie odpowiedziały immunologicznie na szczepienie.
Szesnaście z 18 płodów (88,9 procent) od krów szczepionych niewrażliwych na prowokację, która dała 100 procent zakażenia płodu w nieszczepionej grupie kontrolnej. Prowokacja donosowa nie tylko naśladowała naturalne wrota zakażenia, ale była w dawce znacznie większej niż ta, której można by się spodziewać z ekspozycji polowej. Moc prowokacji również przekroczyła poziom, na jakim we wcześniejszym badaniu, uzyskanoby jednoznacznie doświadczalną wiremię BVDV typu 1 i zakażenie płodu, Ficken M., Jeevaraerathnam S., Wan Welch S. K. i inni: BVDV fetal infections with selected isolates, w: Proceedings of the International Symposium on Bovine Viral Diarrhea Virus, a Fifty-Year Review, Ithaca, NY, 1996: 110-112. Użyto nie cytopatycznego szczepu wirusa prowokacyjnego, ponieważ jest to biotyp związany z zakażeniem przetrwałym i zakażeniem płodów immunotolerancyjnych, Cortese V. S.: Bovine wirus diarrhea wirus i mucosal disease, w: Current Veterinary Therapy 4, Food Animal Practice, Philadelphia, PA: WB Saunders, 1999, 286-291.
Dane serologiczne potwierdziły antygeniczność szczepionki przy podawaniu zarówno IM, jak i SC. Wszystkie szczepione krowy uległy serokonwersji wobec obu typów BVDV i znaczna odpowiedź anamnestyczna na prowokację (tablice 7 i 8) dały miana GMT, które przetrwały aż do końca badania, 6 miesięcy później. Trzy szczepione krowy powiązane z pozytywną izolacją wirusa również ulegały serokonwersji po szczepieniu (tablica 10). Cielęta urodzone przez cesarskie cięcie od seropozytywnych krów 1301 i 1335 były pozytywne pod względem BVDV. Izolacja wirusa od seropozytywnych krów lub ich płodów sugeruje, że odporność humoralna może korelować z zabezpieczeniem, lecz nie jest to jedyna determinanta. Mogą się z tym wiązać również mechanizmy komórkowe lub błony śluzowej.
T a b l i c a 6
Grupy testowe i końcowy status ciąży krów w badaniu prowokacji płodu wirusem wirusowej biegunki bydła (BVDV) typu 1
Zakończenie ciąży
Gru- pa Działanie Liczba krów szczepionych (dni 0, 21) Liczba krów prowokowanych (dzień 1 i 9) (1) Śmierć matkia (2) Po-b ronienieb (3) Ciąża niedonoszonac (4) Cesarskie cięcie Liczba płodów ocenionych pod względem Izolacji BVDV (1+2+4)
T1 Placebo (IM) 18 7 1 0 1 5 6
T2 Szczepionka (IM) 18 8 0 4 0 4 8
T3 Szczepionka (SC) 20 8 0 3 2 3 6
IM = szczepienie domięśniowe; SC = szczepienie podskórne;
a Nastąpiło poronienie w dniu 238 (krowa T1) i dniu 249 (krowa T3);
b U wszystkich krów z niedonoszonymi ciążami potwierdzono ciążę w dniu 96, około 60 dni po zapłodnieniu
PL 216 541 B1
T a b l i c a 7
Odpowiedź serologiczna na wirus wirusowej biegunki bydła (BVDV) typu 1 u krów prowokowanych BVDV typu 1
Wzajemność średniej geometrycznej miana neutralizacji w surowicy (SN) BVDV typu 1
w wybranych odstępach w teście
Działanie Liczba seropozytywnych krów w dniu cesarskiego cięcia3 Szczepienie (dzień 0) Szczepienie (dzień 21) Zapłodnienie dni (34-37) Prowokacja (dzień 117) Punkcja owodni (dzień 145) Cesarskie cięcie (dni 298-300)
T1 (n = 10) 0/10 < 2 < 2 < 2 < 2 118,0 808,2 n = 9)d
T2 (n = 10) 10/10 < 2 5,5b 414,1b 177,4b 10380,1b 2233,2 (n = 10)b
T3 (n = 10) 10/10 < 2 7,3b 613,2b 281,2b 20169,2b,c 3804,6 (n = 9)e
T2 & T3 (n = 2) 20/20 < 2 6,3b 510,8b 223,3b 14469,2b 2914,9 (n = 19)b
a Wzajemność miana SN >8;
b Statystycznie istotna różnica w stosunku do grupy placebo (T1), P < 0,003; c Statystycznie istotna różnica w stosunku do grupy szczepionej IM (T2), P = 0,0446; d Jedna krowa poroniła w dniu 238;
e Jedna krowa poroniła w dniu 249.
T a b l i c a 8
Odpowiedź serologiczna na wirus wirusowej biegunki bydła (BVDV) typu 2 u krów prowokowanych BVDV typu 1
Wzajemność średniej geometrycznej miana neutralizacji w surowicy (SN) BVDV typu 2
w wybranych odstępach w teście
Działanie Liczba seropozytywnych krów w dniu zapłodnieniaa Szczepienie (dzień 0) Szczepienie (dzień 21) Zapłodnienie (dni 34-37) Prowokacja (dzień 117) Punkcja owodni (dzień 145) Cesarskie cięcie (dni 298-300)
T1 (n = 10) 0/10 < 1,4 < 1,4 < 1,4 < 1,4 48,5 604,9 (n = 9)d
T2 (n = 10) 10/10 < 1,4 17,6b 1783,9b 174,8b 3756,0b 1634,9b (n = 10)
T3 (n = 10) 10/10 < 1,4 17,7b 2749,6b 309,7b 4240,4b 1879,9b (n = 9)
T2 & T3 ( n = 20) 20/20 < 1,4 11,6b 2214,1b 232,7b 3990,9b 1753,1b (n = 19)
a Wzajemność miana SN > 8;
b Statystycznie istotna różnica w stosunku do grupy placebo (T1), P < 0,02; c Statystycznie istotna różnica w stosunku do grupy szczepionej IM (T2), P = 0,0415; d Jedna krowa poroniła w dniu 238;
e Jedna krowa poroniła w dniu 249.
PL 216 541 B1
T a b l i c a 9
Omówienie wyników izolacji wirusa wirusowej biegunki bydła (BVDV) po prowokacji u krowy i płodu
Metoda izolacji wirusa po prowokacji i występowanie
Grupa leczona Wiremia u krówa Izolacja wirusa z płynu owodoniowego Izolacja wirusa z tkanek płodub Izolacja wirusa z Immu- nohistochemia płodub
T1 Placebo (IM) 9/10 (90%) 10/10 (100%) 8/8 (100%)d 8/8 (100%)c
T2 Szczepione (IM) 1/10 (10%)d 2/10 (20%)d 2/9 (22,2%)c,d 2/9 (22,2%)c,d
T3 Szczepione (SC) 0/10 (0%)d 0/10 (0%)d 0/9 (0%)d 0/9 (0%)d
T2 & T3 1/20 (5%)d 2/20 (10%)d 2/18 (11,1%)d 2/18 (11,1%)d
a Izolacji wirusa dokonano z preparatów komórek z „kożuszkiem” z próbek zebranych w 9 odstępach od dnia prowokacji (dzień 117) do dnia 145. Krowę uznawano za wiremiczną jeśli jakakolwiek próbka krwi była pozytywna pod względem BVDV; b Tkanki płodowe zebrane po poronieniu albo cesarskim cięciu. Płód uznawano za pozytywny pod względem BVDV, jeśli jakakolwiek tkanka była pozytywna;
c Dwie krowy z grupy T1, jedną krowę z grupy T2 i jedną krowę z grupy T3 wyeliminowano z badania, ponieważ nie były w ciąży w czasie cesarskiego cięcia i poronienia nie zostały zauważone; d Statystycznie istotna różnica w stosunku do grupy placebo (T1), P < 0,008.
T a b l i c a 10
Miana neutralizacji wirusa w surowicy krowy (SN) przed prowokacją w przypadkach, w których wirus wirusowej biegunki bydła (BVDV) był wyizolowany od krów szczepionych lub ich płodów
Serotyp BVDV i wzajemne miano SN przy prowokacji
Grupa testowa Krowa nr Źródło izolacji wirusa BVDV1 BVDV2
T2 1301 FT,AF, IHC 128 181
T2 1335 FT,AF, IHC 109 91
T2 1421 CV 64a 27a
T2 Grupa GMT N/A 177,4 174,8
FT = tkanki płodu; AF = płyn owodniowy; IHC = Immunohistochemia tkanek płodu; CV = wiremia krowy; NA = niemożliwe do zastosowania; GMT = średnia geometryczna miana.
P r z y k ł a d 3
Dwie grupy po 16 sztuk bydła zaszczepiono dwukrotnie podskórnie w odstępach 3 tygodni 2 ml szczepionki kombinowanej L. hardjo/L. pomona otrzymanej z dwóch preparatów adiuwantowych:
1) 2,5% Amphigen z Quil A/cholesterol każdy 250 μο/ml i 2) Amphigen/AI-żel. Szczepionki zawierały zabite leptospiry, z których usunięto płyn hodowlany tak, że poziom wolnej endotoksyny był niski. Po obu wstrzyknięciach obserwowano i zapisywano temperaturę ciała, reakcje w miejscu wstrzyknięcia i ogólny stan zdrowia. Nie ujawnił się żaden wpływ układowy, a reakcje miejscowe były minimalne i ocenione jako klinicznie dopuszczalne. Szesnastu innym krowom wstrzyknięto roztwór soli jako kontrolę. Cztery tygodnie po szczepieniu, bydło zostało sprowokowane przez zakropienie oczne i pochwowe 5 x 106 Ieptospir w ciągu 3 kolejnych dni. Połowę każdej grupy leczonej sprowokowano odmianą serologiczną hardjo, a połowę odmianą pomona. Dwie krowy kontrolne z grupy pomona wyeliminowano z badania z innych powodów, pozostawiając w tej grupie 6 zwierząt. Cotygodniową zbiórkę moczu i próbki nerek pobrane podczas sekcji, 8 tygodni po prowokacji, oceniano przez hodowlę, PCR i mikroskopię fIuorescecyjną z przeciwciałem (FA).
Po prowokacji L. hardjo wykryto żywe organizmy w moczu i/lub hodowlach nerek u 100% (8/8) nieszczepionych kontroli, podczas gdy hodowli pozytywnych nie uzyskano od żadnego zwierzęcia szczepionego (0/16). Po prowokacji L. pomona 67% (4/6) nieszczepionych kontroli uległo zakażeniu na podstawie badań hodowli z moczu/nerki lecz żadna hodowla nerki lub moczu od zwierząt z grupy zaszczepionej nie była pozytywna (0/16).
Ponieważ leptospiroza jest przenoszona poprzez zanieczyszczony mocz, zdolność do zapobiegania lub redukcji wydalania z moczem jest przydatna miarą skuteczności szczepionki. Oba preparaty szczepionki zmniejszały wydalanie Ieptospir z moczem w ilości statystycznie istotnej w porównaniu z kontrolami. Dane pokazują zasadniczą korzyść ze szczepienia biwalentną szczepionką L. hardjo/L.
PL 216 541 B1 pomona opracowaną z każdym adiuwantem; wykazując zabezpieczenie bydła przed zakażeniem Ieptospirami przez szczepienie szczepionkami bakteryjnymi zabitymi formaliną.
P r z y k ł a d 4
Materiały i metody
Zwierzęta - trzydzieści sześć około 7-miesięcznych cieląt, seronegatywnych pod względem BVDV i Leptospira (to znaczy mających miana neutralizacji w surowicy [SN] BVDV < 1:2 i miana Leptospira odmian serologicznych hardjo i pomona [MAT] < 1:20)) uzyskano z wielu źródeł i utrzymywano w boksach naukowych w izolacji w Nebrasce przez okres badania. Każde zwierzę było zidentyfikowane przez podwójne kolczykowanie uszu, po jednym w każdym uchu. Nowe znaczniki instalowano w przypadkach zgubienia przez zwierzę kolczyka z ucha. Przed badaniem, zwierzęta testowe zaszczepiono przeciwko chorobom wywoływanym przez klostridia i czynnikom wywołującym choroby układu oddechowego (z wyjątkiem wirusa BVD). Zwierzęta testowe utrzymywano pod kontrolą prowadzącego weterynarza, który monitorował je pod względem klinicznym w stosunku dziennym.
Szczepionki testowe - doświadczalnymi szczepionkami testowymi były płynne szczepionki zawierające albo inaktywowane formaliną L. hardjo-bovis albo L. pomona lub obie i inaktywowane wirusy BVD typu 1 i typu 2. Składniki BVDV były połączone z jałowym adiuwantem. Moc antygenów immunizujących BVDV ustalono przez obliczenie miana średniej geometrycznej (GMT) dla 8 powtórzonych mianowań całości płynu użytego do otrzymania szczepionki. Moc antygenów immunizujących Leptospira ustalono zgodnie z procedurą modelu śmiertelności chomików. Adiuwanty w doświadczalnych szczepionkach testowych obejmowały albo 2,5% Amphigen (objętościowo) z Quil A/cholesterol każdy w ilości 100 μg/ml, z 2% (objętościowych) wodorotlenku glinu lub bez; 2,5% Amphigen (objętościowo) z Quil A/Dimethyl bromkiem dioktadecyloamonium (DDA) każdy w ilości 100 μg/ml, z 2% (objętościowo) wodorotlenku glinu lub bez. Doświadczalne szczepionki testowe podawano w 5 ml dawce przez wstrzyknięcie podskórne (SC). Jako kontrolę pozytywną użyto monowalentną szczepionkę bakteryjną
L. hardjo-bovis, zgodnie z instrukcjami producenta. Szczepionkę z placebo, zawierającą roztwór soli użyto jako kontrolę negatywną.
Bakterie prowokacyjne - Leptospira borgpetersenii odmiany serologicznej hardjo typu hardjobovis, szczep 203 (National Animal Disease Center, Ames, Iowa), wykorzystano jako czynnik prowokacyjny. Materiał prowokacyjny L. hardjo-bovis otrzymano w postaci organizmów pierwszego pasażu, który wyizolowano z moczu bydła doświadczalnie zakażonego L. hardjo-bovis. Materiał prowokacyjny podawano raz dziennie przez trzy kolejne dni. Każdego dnia prowokacji, podawano całkowitą ilość dwóch ml materiału prowokacyjnego, zawierających około 2,5 x 106 organizmów L. hardjo-bovis/ml, w trzy oddzielne miejsca anatomiczne. Drogą prowokacji było zakropienie do worka spojówkowego każdego oka (1/2 ml każdy) i do pochwy (1 ml).
Testy serologiczne - miana neutralizacji w surowicy dla BVDV typu 1 i 2 określono za pomocą testu stałej wirusa, spadku w surowicy w hodowli w komórkach bydła. Wielokrotne rozcieńczenia surowicy łączono albo z 50-300 TCID50 cytopatycznego szczepu 5960 BVDV typu 1 albo podobnej ilości cytopatycznego szczepu 125c BVDV typu 2. Miana w surowicy aglutynacji mikroskopowej (MAT) dla L. hardjo-bovis i L. pomona prowadzono stosując standardowy test w kwalifikowanym centrum dignostyki weterynaryjnej (Cornell University College of Veterinary Medicine Diagnostic Laboratory).
Izolacja Leptospira - próbki moczu i homogenaty tkanki nerki (zbiorczo nerki lewej i prawej) badano pod względem obecności Leptospira. Hodowle moczu i nerek badano pod względem Leptospira raz w tygodniu przez 8 tygodni stosując standardowe procedury. Techniki fIuorescencji z przeciwciałem (FA) dla Leptospira prowadzono przy użyciu standardowego testu w kwalifikowanym centrum dignostyki weterynaryjnej (Cornell University College of Veterinary Medicine Diagnostic Laboratory).
Analiza danych biometrycznych - aby wykazać zabezpieczenie po prowokacji, należy wykazać statystycznie istotną redukcję występowania zakażenia Leptospira w grupach szczepionych (tablica 11) (T02, T03, T04 i T05) w stosunku do grupy kontrolnej z placebo (T1). Dane dla kolonizacji nerki i wydalania z moczem omówiono przez traktowanie i czas. Porównania między traktowaniami dokonano przedstawiając je jako procent zwierząt z Leptospira wykrytymi w nerkach. Porównania między traktowaniami dokonano przedstawiając je jako procent zwierząt z Leptospira wykrytymi w moczu. Do analizy powyższych użyto test dokładności Fishera. Czas trwania wydalania Leptospira w moczu porównano również z użyciem ogólnego mieszanego modelu liniowego. Wartość prawdopodobieństwa wynoszącą P < 0,05 wykorzystano do określenia istotności statystycznej.
Badanie zabezpieczenia przed Leptospira - 36 zwierząt testowych przypisano losowo do jednej z sześciu grup testowych, jak zaznaczono w tablicy 11. W dniu 0 i dniu 21, każde zwierzę przypisane
PL 216 541 B1 do T01-T05 otrzymało jedną 5 ml dawkę SC odpowiedniej doświadczalnej szczepionki testowej lub placebo. W dniu 0 i dniu 28, każde zwierzę przypisane do T06 otrzymało jedną 2 ml dawkę SC szczepionki z kontrolą pozytywną. W dniach 57-59, wszystkie zwierzęta zostały sprowokowane szczepem 203 L. hardjo-bovis jak nakreślono powyżej.
Od każdego zwierzęcia pobrano próbki krwi w dniu 0, 21, 35, 56, 84 i 111 dla określenia mian
BVDV typu 1 i typu 2.
Od każdego zwierzęcia pobrano próbki moczu (około 45 ml) w dniu -1, 56, 70, 77, 84, 91, 98 i 105 dla izolacji leptospir, jak opisano powyżej.
Zwierzęta uśmiercono w dniu 112 i 113 i oceniano nerki pod względem obecności leptospir, jak opisano powyżej.
Wyniki
Wartości GMT (tablica 12) wskazują, że wszystkie zwierzęta otrzymujące szczepionki kombinowane BVDV-Leptopsira (T02, T03, T04 i T05) wzbudziły odpowiedź serologiczną po podaniu dwóch dawek szczepionki. Wszystkie zwierzęta w grupach T02, T03, T04 i T05 uległy serokonwersji (miano SN > 1:8) wobec BVDV typu 1 po drugiej dawce szczepionki. Wszystkie zwierzęta w grupach T02, T04 I T05 uległy serokonwersji (miano SN > 1:8) wobec BVDV typu 2 po drugiej dawce szczepionki. Wszystkie krowy w grupie placebo (T01) lub w grupie, która otrzymała monowalentną szczepionkę przeciwko L. hardjo-bovis pozostały seronegatywne wobec obu typów BVDV 1 i 2, wskazując, że badanie nie było zakłócone przypadkową ekspozycją. Podsumowując, dane serologiczne dla BVDV ukazują po raz pierwszy, że szczepionki kombinowane obejmujące inaktywowane BVDV typu 1 i 2 i inaktywowane L. hardjobovis i L. pomona opracowane w czterech różnych adiuwantach, mogą indukować odpowiedź zabezpieczającą przed chorobą BVDV u bydła, ponieważ miano SN BVDV u krowy wynoszące > 1:8 jest znane w technice jako wskaźnik zabezpieczenia przed choroba BVDV.
Wyniki dla Leptospira w moczu i nerkach (tablica 13) wskazują, że wszystkie zwierzęta, które otrzymały szczepionki kombinowane BVDV-Leptospira (T02, T03, T04 i T05) były negatywne dla hodowli z moczu (CX) (tablica 13, kolumna 2) we wszystkich ośmiu testowanych odstępach czasowych i negatywne dla hodowli nerek (tablica 13, kolumna 8) podczas sekcji (dzień 112 lub 113). Krowy, które otrzymały monowalentną szczepionkę przeciwko Leptospira (T06, kontrola pozytywna) były podobnie zabezpieczone przed zakażeniem Leptospira. Przeciwnie, krowy, które otrzymały szczepionkę z placebo (T01, kontrola negatywna) były zakażone na podstawie badań moczu (tablica 13, kolumna 2) i hodowli nerkowych (tablica 13, kolumna 8), wskazując, że badanie prowokacji szczepieniem miało wartość. W sumie, dane izolacji L. hardjobovis ukazują po raz pierwszy, że szczepionki kombinowane obejmujące inaktywowane BVDV typu 1 i 2 i inaktywowane L. hardjobovis i L. Pomona opracowane w czterech różnych adiuwantach mogą indukować odpowiedź zabezpieczająca przed chorobami wywoływanymi przez Leptospira u bydła.
T a b l i c a 11
Grupy testowe cieląt w badaniu szczepionki kombinowanej BVDV-Leptospira
Działa- nie Szczepionka Liczba zwierząt Objętość dawki Droga podania Liczba dawek/zwierzę Dawkowanie
T01 Saline placebo 6 5 ml SC 2 3 tygodnie
T02 L. hardjobovis-L. PomonaBVDV-1- BVDV-2 w QAC 6 5 ml SC 2 3 tygodnie
T03 L. hardjobovis- L. PomonaBVDV-1- BVDV-2 w QAC/AIOH 6 5 ml SC 2 3 tygodnie
T04 L. hardjobovis- L.PomonaBVDV-1- BVDV-2 w DDA 6 5 ml SC 2 3 tygodnie
T05 L. hardjobovis- L. PomonaBVDV-1- BVDV-2 w DDA/AlOH 6 5 ml SC 2 3 tygodnie
T06 L. hardjobovis monovalent 6 2 ml SC 2 4 tygodnie
PL 216 541 B1
T a b l i c a 12
Wzajemne średnie geometryczne miana neutralizacji w surowicy i zakresy BVDV typu 1 i 2 (#-#) w dniu 35
Wzajemne średnie geometryczne miana neutralizacji w surowicy i zakresy (#-#) W dniu 35
Działanie Wirus BVD typu 1 Wirus BVD typu 2
T01 < 2 (< 2 - < 2) < 2 (< 2 - < 2)
T02 1084,9 (609-2435) 20,8 (16-54)
T03 148,0 (< 2-1218) 5,8 (< 2-19)
T04 1877,9 (1024-2896) 34,0 (19-91)
T05 1084,6 (152-3444) 36,1 (10-91)
T06 < 2 (< 2 - < 2) < 2 (< 2 - < 2)
T a b l i c a 13
Wyniki skuteczności szczepionek kombinowanych BVDV-Leptospira przeciwko prowokacji Leptospira hardjo-bovis
Procent cieląt zawsze pozytywnych pod względem Leptospira w moczu Średnia najmniejszych kwadratów procentu dni dla moczu pozytywnego pod względem Leptospira Procent cieląt zawsze pozytywnych pod względem Leptospira w nerkach
Działanie CX FA PCR CX FA PCR CX FA PCR
T01 n=6 100a 83,3a 83,3a 50,9a 29,11a 37,1a 83,3a 0a 16,7a
T02 n=6 0b 0b 0b 0b 0b 0b 0b 0a 0a
T03 n=6 0b 0b 0b 0b 0b 0b 0b 50,0a 0a
T04 n=6 0b 0b 0b 0b 0b 0b 0b 0a 0a
T05 n=6 0b 16,7ab 16,7ab 0b 0,3b 0,4b 0b 16,7ab 0a
T06 n=6 0b 0b 33,3ab 0b 0b 1,6b 0b 0a 0a
Wartości w kolumnie nie mającej wspólnego indeksu górnego były Istotnie różne (P < 0,05)

Claims (16)

1. Kompozycja immunogenna obejmująca: modyfikowany, żywy Bovine herpes Virus (BHV-1); modyfikowany, żywy wirus grupy rzekomej typu 3 (PI3); modyfikowany, żywy Bovine Respiratory Syncytial Virus (BRSV); Bovine Viral Diarrhea Virus typu 1 (BVDV-1); Bovine Viral Diarrhea Virus typu 2 (BVDV-2); oraz nośnik dopuszczalny w weterynarii.
2. Kompozycja immunogenna według zastrz. 1, znamienna tym, że taki antygen jest inaktywowany.
3. Kompozycja immunogenna według zastrz. 1, znamienna tym, że taki adiuwant obejmuje saponinę; emulsję typu olej w wodzie zawierającą saponinę; i/lub Quil A, Amphigen i cholesterol.
4. Kompozycja immunogenna według zastrz. 3, znamienna tym, że wspomniany nośnik jest mikrofluidyzowany.
5. Kompozycja immunogenna według zastrz. 1, znamienna tym, że wspomniany Bovine Viral Diarrhea Virus typu 1 (BVDV-1) oraz Bovine Viral Diarrhea Virus typu 2 (BVDV-2) jest cytopatyczny.
6. Kompozycja immunogenna według zastrz. 5, znamienna tym, że wspomniany Bovine Viral Diarrhea Virus typu 1 (BVDV-1) jest szczepem BVDV 5960 (National Animal Disease Center, United States Department of Agriculture, Ames, Iowa).
7. Kompozycja immunogenna według zastrz. 5, znamienna tym, że wspomniany Bovine Viral Diarrhea Virus typu 2 (BVDV-2) jest szczepem BVDV 53637 (ATCC PTA-4859).
8. Kompozycja immunogenna według zastrz. 1 albo 2, znamienna tym, że wspomniany antygen obejmuje co najmniej jeden antygen wybrany z grupy obejmującej Leptospira canicola, Leptospira
PL 216 541 B1 grippotyphosa, Leptospira borgpetersenii hardio-prajitno, Leptospira icterohaemmorrhagia, Leptospira interrogans pomona, Leptospira borgpetersenii hardjo-bovis i Campylobacter fetus.
9. Kompozycja do szczepienia obejmująca: modyfikowany, żywy Bovine Herpes Virus (BHV-1); modyfikowany, żywy wirus grupy rzekomej typu 3 (PI3); modyfikowany, żywy Bovine Respiratory Syncytial Virus (BRSV); inaktywowany Bovine Viral Diarrhea Virus typu 1 (BVDV-1); inaktywowany Bovine Viral Diarrhea Virus typu 2 (BVDV-2); oraz nośnik dopuszczalny w weterynarii.
10. Kompozycja określona w zastrz. 9, do zastosowania w zapobieganiu poronieniom wywoływanym przez BHV-1 u zwierzęcia.
11. Kompozycja według zastrz. 10, znamienna tym, że wspomnianym zwierzęciem jest krowa, cielę, jałówka, wół lub buhaj.
12. Kompozycja określona w zastrz. 9, do zastosowania w leczeniu lub zapobieganiu chorobie lub schorzeniu u zwierzęcia, wywoływanych przez zakażenie wirusem wybranym z grupy obejmującej
BVDV typu 1 lub typu 2, BHV-1, PI3 lub BRSV.
13. Kompozycja określona w zastrz. 9, do zastosowania w leczeniu lub zapobieganiu chorobie lub schorzeniu u zwierzęcia, wywoływanych przez zakażenie antygenem wybranym z grupy obejmującej Leptospira canicola, Leptospira grippotyphosa, Leptospira borgpetersenii hardio-prajitno, Leptospira icterohaemmorrhagia, Leptospira interrogans pomona, Leptospira borgpetersenii hardjo-bovis, Leptospira Bratislava, Campylobacter fetus, Neospora caninum, Trichomonus fetus, Mycoplasma bovis, Haemophilus somnus, Mannheimia haemolytica i Pasturella multocida, obejmujący podawanie takiemu zwierzęciu.
14. Kompozycja określona w zastrz. 9, do zastosowania w zapobieganiu przetrwałym zakażeniom płodu u podmiotu będącego zwierzęciem.
15. Kompozycja określona w zastrz. 9, do zastosowania w zapobieganiu infekcji BVDV u podmiotu będącego zwierzęciem.
16. Kompozycja do szczepienia obejmująca: modyfikowany, żywy Bovine Herpes Virus (BHV-1); modyfikowany, żywy wirus grupy rzekomej typu 3 (PI3); modyfikowany, żywy Bovine Respiratory Syncytial Virus (BRSV); cytopatyczny BVD-2; BVD-1; co najmniej jeden antygen wybrany z grupy obejmującej Leptospira canicoia, Leptospira grippotyphosa, Leptospira borgpetersenii hardio-prajitno, Leptospira icterohaemmorrhagia, Leptospira interrogans pomona, Leptospira borgpetersenii hardjo-bovis, Leptospira Bratislava i Campylobacter fetus; oraz nośnik dopuszczalny w weterynarii.
PL375548A 2002-08-26 2003-08-14 Kompozycja immunogenna oraz kompozycja do szczepienia i jej zastosowanie PL216541B1 (pl)

Applications Claiming Priority (1)

Application Number Priority Date Filing Date Title
US40596902P 2002-08-26 2002-08-26

Publications (2)

Publication Number Publication Date
PL375548A1 PL375548A1 (pl) 2005-11-28
PL216541B1 true PL216541B1 (pl) 2014-04-30

Family

ID=31946951

Family Applications (1)

Application Number Title Priority Date Filing Date
PL375548A PL216541B1 (pl) 2002-08-26 2003-08-14 Kompozycja immunogenna oraz kompozycja do szczepienia i jej zastosowanie

Country Status (31)

Country Link
US (4) US20040081666A1 (pl)
EP (2) EP1536830A1 (pl)
JP (4) JP2006501237A (pl)
KR (2) KR20050062542A (pl)
CN (1) CN1315534C (pl)
AP (1) AP2005003238A0 (pl)
AR (1) AR041047A1 (pl)
AT (1) ATE533506T1 (pl)
AU (2) AU2003263390B2 (pl)
BR (1) BR0313806A (pl)
CA (1) CA2496750C (pl)
EA (1) EA011578B1 (pl)
GT (1) GT200300180A (pl)
HR (2) HRP20090271A2 (pl)
IS (1) IS7672A (pl)
MA (1) MA27388A1 (pl)
ME (1) ME00810B (pl)
MX (1) MXPA05002255A (pl)
NO (1) NO20050603L (pl)
NZ (2) NZ538394A (pl)
OA (1) OA12915A (pl)
PA (1) PA8581101A1 (pl)
PE (1) PE20040420A1 (pl)
PL (1) PL216541B1 (pl)
RS (1) RS20050177A (pl)
TN (1) TNSN05059A1 (pl)
TW (1) TWI272105B (pl)
UA (1) UA94689C2 (pl)
UY (1) UY27948A1 (pl)
WO (1) WO2004017990A1 (pl)
ZA (1) ZA200501171B (pl)

Families Citing this family (36)

* Cited by examiner, † Cited by third party
Publication number Priority date Publication date Assignee Title
US7179473B2 (en) 1998-06-05 2007-02-20 Boehringer Ingelheim Vetmedica Gmbh Attenuated pestiviruses
US7135561B2 (en) 2001-09-06 2006-11-14 Boehringer Ingelheim Vetmedica Gmbh Infectious bovine viral diarrhea virus clone
HRP20090271A2 (en) * 2002-08-26 2009-11-30 Pfizer Products Inc. Vaccine for respiratory and reproductive system infections in cattle
US20050089533A1 (en) * 2003-01-29 2005-04-28 Joseph Frantz Canine vaccines against Bordetella bronchiseptica
US7563449B2 (en) * 2003-04-21 2009-07-21 Pfizer Inc, Methods for reducing cattle reproductive diseases
US7361357B2 (en) * 2003-07-29 2008-04-22 Pfizer Inc. Safe mutant viral vaccines
DK1701738T3 (en) * 2003-12-17 2015-03-30 Wyeth Llc Process for preparing storage-stable RSV compositions
EP1742659B1 (en) * 2004-04-05 2013-03-13 Pah Usa 15 Llc Microfluidized oil-in-water emulsions and vaccine compositions
US7572455B2 (en) * 2004-05-19 2009-08-11 Boehringer Ingelheim Vetmedica Gmbh Vaccine comprising an attenuated pestivirus
US20090068223A1 (en) * 2005-11-15 2009-03-12 Boehringer Ingelheim Vetmedica, Inc. Combination vaccine comprising an attenuated bovine viral diarrhea virus
UA98115C2 (ru) 2006-09-11 2012-04-25 Пфайзер Продактс Инк. Композиция, которая содержит подвергнутые тепловой обработке бактерины
WO2008036747A2 (en) * 2006-09-21 2008-03-27 Amarillo Biosciences, Inc. Composition and method for immunomodulation
US7803527B2 (en) * 2007-10-31 2010-09-28 Novartis Ag Inactivated bovine herpes virus-1 and methods
CN101903041A (zh) * 2007-12-21 2010-12-01 辉瑞大药厂 经热处理的菌苗,及由这些经热处理的菌苗制备的乳剂疫苗
UY31930A (es) * 2008-06-25 2010-01-29 Boheringer Ingelheim Pharma Kg Pestivirus atenuados recombinantes, en particular a csfv, bvdv o bdv atenuado recombinante
CA2738664C (en) 2008-10-03 2017-10-31 Novartis Ag Bovine herpes virus-1 compositions, vaccines and methods
US8846054B2 (en) * 2009-01-09 2014-09-30 Boehringer Ingelheim Vetmedica, Inc. Method of treating pregnant cows and/or heifers
RU2395299C1 (ru) * 2009-03-31 2010-07-27 Автономная некоммерческая организация "Научно-исследовательский институт диагностики и профилактики болезней человека и животных" (АНО "НИИ ДПБ") Вакцина инактивированная комбинированная против инфекционного ринотрахеита, вирусной диареи, рота-, коронавирусной болезней и лептоспироза крупного рогатого скота
RU2395297C1 (ru) * 2009-03-31 2010-07-27 Автономная некоммерческая организация "Научно-исследовательский институт диагностики и профилактики болезней человека и животных" (АНО "НИИ ДПБ") Вакцина инактивированная комбинированная против инфекционного ринотрахеита, вирусной диареи и лептоспироза крупного рогатого скота
PE20140576A1 (es) * 2011-06-10 2014-05-24 Novartis Ag Vacunas bovinas y metodos
RU2522780C2 (ru) * 2012-07-27 2014-07-20 Государственное научное учреждение Всероссийский научно-исследовательский институт ветеринарной санитарии, гигиены и экологии Российской академии сельскохозяйственных наук Способ получения вакцины против инфекционного ринотрахеита крупного рогатого скота
US9314519B2 (en) 2012-08-21 2016-04-19 Intervet Inc. Liquid stable virus vaccines
US20140147475A1 (en) 2012-11-29 2014-05-29 Antonius Arnoldus Christiaan Jacobs Vaccine to protect a ruminant against pneumonia caused by pasteurella multocida
US9393298B2 (en) 2013-03-15 2016-07-19 Intervet Inc. Liquid stable bovine virus vaccines
US9480739B2 (en) * 2013-03-15 2016-11-01 Intervet Inc. Bovine virus vaccines that are liquid stable
US9642905B2 (en) 2013-03-18 2017-05-09 Intervet Inc. Vaccine to protect a ruminant against pneumonia caused by mannheimia haemolytica
AR097762A1 (es) 2013-09-27 2016-04-13 Intervet Int Bv Formulaciones secas de vacunas que son estables a temperatura ambiente
AR099470A1 (es) 2014-02-17 2016-07-27 Intervet Int Bv Vacunas de virus de aves de corral líquidas
TWI670085B (zh) 2014-02-19 2019-09-01 荷蘭商英特威國際公司 液體穩定之豬病毒疫苗
EP3402878A1 (en) 2016-01-11 2018-11-21 Zoetis Services LLC Novel cross protective vaccine compositions for porcine epidemic diarrhea virus
BR112018069371A2 (pt) 2016-03-21 2019-01-22 South Dakota Board Of Regents construção de ácido nucleico, vetor, vacina ou composição imunogênica, método de entrega de uma vacina, método de produção de uma construção de ácido nucleico e método para conferir imunidade contra um antígeno
US11453854B2 (en) 2016-10-05 2022-09-27 Zoetis Services Llc Lyophilization methods that provide stably dehydrated protozoans for use as potent live vaccines
RU2643335C1 (ru) * 2016-11-14 2018-01-31 Федеральное государственное бюджетное образовательное учреждение высшего образования Санкт-Петербургская государственная академия ветеринарной медицины (ФГБОУ ВПО СПбГ АВМ) Инактивированная бивалентная гидроокись алюминиевая вакцина против кампилобактериоза собак
GB201703529D0 (en) 2017-03-06 2017-04-19 Cambridge Entpr Ltd Vaccine composition
CN110317749B (zh) * 2019-06-19 2021-01-22 山东省农业科学院奶牛研究中心 一株牛支原体强毒株及其应用
RU2764220C1 (ru) * 2020-12-02 2022-01-14 Федеральное государственное бюджетное научное учреждение "Краснодарский научный центр по зоотехнии и ветеринарии" ФГБНУ КНЦЗВ Способ предупреждения риска заболевания парагриппом-3 у телят

Family Cites Families (22)

* Cited by examiner, † Cited by third party
Publication number Priority date Publication date Assignee Title
US3634587A (en) * 1969-11-06 1972-01-11 Ralston Purina Co Method of immunizing cattle against bovine respiratory disease syndrome
BE759425A (fr) * 1969-11-28 1971-05-25 Mebus Charles A Vaccins contre la diarrhee du veau, leur preparation et emploi
US5593873A (en) 1986-01-27 1997-01-14 Syntro Corporation Recombinant infectious bovine rhinotracheitis virus
US5084269A (en) 1986-11-06 1992-01-28 Kullenberg Fred W Adjuvant for dose treatment with antigens
ES2037072T3 (es) * 1986-12-19 1993-06-16 Duphar International Research B.V Suspension coadyuvante estabilizada que comprende bromuro de dimetil-dioctadecil-amonio.
GB8818415D0 (en) * 1988-08-03 1988-09-07 Animal Health Inst Vaccine
US6291228B1 (en) * 1988-08-03 2001-09-18 Vericore Limited Vaccine
MX9301736A (es) 1992-03-30 1994-01-31 Smithkline Beecham Corp Vacuna de bacterina-toxoide de pasteurella haemolytica tipo a-1.
US5951988A (en) * 1993-03-30 1999-09-14 University Of Saskatchewan Adjuvant formulation with enhanced immunogenic activity, and related compositions and methods
WO1995012682A2 (en) 1993-11-05 1995-05-11 The Upjohn Company Viral vector with bovine viral diarrhea virus (bvdv) antigens
CA2189979C (en) * 1994-05-10 2011-04-19 Hsien-Jue Chu Improved modified live brsv vaccine
US5709865A (en) 1994-11-10 1998-01-20 Biostar Inc. Immunogenic composition against Bovine Viral Diarrhea Virus II glycoprotein 53 (BVDV-II gp53)
US6001613A (en) 1996-05-24 1999-12-14 Board Of Regents Of University Of Nebraska Plasmid bearing a cDNA copy of the genome of bovine viral diarrhea virus, chimeric derivatives thereof, and method of producing an infectious bovine viral diarrhea virus using said plasmid
US6060457A (en) 1996-06-20 2000-05-09 Universite De Montreal DNA plasmid vaccine for immunization of animals against BVDV
BR9803232A (pt) * 1997-08-26 2000-01-11 Pfizer Prod Inc Vaicna de neospora.
DE69838992T2 (de) * 1997-09-05 2008-12-24 Glaxosmithkline Biologicals S.A., Rixensart Öl-in-Wasser Emulsionen mit Saponinen
UA78180C2 (uk) * 1997-10-03 2007-03-15 Меріаль Кільцевий вірус свині типу ii, вакцини та діагностичні реагенти
EP0924295A3 (en) * 1997-12-04 2001-05-16 Pfizer Products Inc. DNA encoding neospora dihydrofolate reductase-thymidylate synthase
AU3757199A (en) 1998-04-24 1999-11-16 Washington University Chimeras of hepatitis c virus and bovine viral diarrhea virus
AU769539B2 (en) * 1999-01-29 2004-01-29 Zoetis Services Llc Adjuvants for use in vaccines
HRP20090271A2 (en) * 2002-08-26 2009-11-30 Pfizer Products Inc. Vaccine for respiratory and reproductive system infections in cattle
EP2117514B1 (en) 2007-03-05 2011-06-15 Cadila Healthcare Limited Compositions comprising peg- interferon alpha conjugates and raffinose as cryoprotectant

Also Published As

Publication number Publication date
AR041047A1 (es) 2005-04-27
AU2003263390B2 (en) 2008-12-18
AU2008258154B2 (en) 2011-07-21
HRP20050192A2 (en) 2005-06-30
US20040081666A1 (en) 2004-04-29
EP1536830A1 (en) 2005-06-08
EA011578B1 (ru) 2009-04-28
MXPA05002255A (es) 2005-06-08
US9662384B2 (en) 2017-05-30
HRP20090271A2 (en) 2009-11-30
PE20040420A1 (es) 2004-07-24
AU2008258154A1 (en) 2009-01-08
WO2004017990A1 (en) 2004-03-04
TWI272105B (en) 2007-02-01
OA12915A (en) 2006-10-13
RS20050177A (sr) 2007-06-04
CN1315534C (zh) 2007-05-16
UY27948A1 (es) 2004-03-31
CA2496750A1 (en) 2004-03-04
BR0313806A (pt) 2005-07-05
GT200300180A (es) 2004-05-18
AU2003263390A1 (en) 2004-03-11
JP2009215309A (ja) 2009-09-24
AP2005003238A0 (en) 2005-03-31
PL375548A1 (pl) 2005-11-28
CA2496750C (en) 2014-10-21
JP5785073B2 (ja) 2015-09-24
HRP20050192B1 (hr) 2014-02-14
US20100266629A1 (en) 2010-10-21
US20130129779A1 (en) 2013-05-23
TW200404565A (en) 2004-04-01
CN1678346A (zh) 2005-10-05
ME00810B (me) 2012-03-20
EP1743652A1 (en) 2007-01-17
UA94689C2 (ru) 2011-06-10
MA27388A1 (fr) 2005-06-01
EA200500275A1 (ru) 2005-08-25
KR20060116037A (ko) 2006-11-13
KR20050062542A (ko) 2005-06-23
ZA200501171B (en) 2006-12-27
EP1743652B1 (en) 2011-11-16
ATE533506T1 (de) 2011-12-15
NO20050603L (no) 2005-03-17
PA8581101A1 (es) 2005-11-25
IS7672A (is) 2005-01-27
JP2006501237A (ja) 2006-01-12
HK1078457A1 (en) 2006-03-17
JP2015172069A (ja) 2015-10-01
US20070298053A1 (en) 2007-12-27
NZ538394A (en) 2008-06-30
NZ565206A (en) 2008-12-24
JP2012092126A (ja) 2012-05-17
TNSN05059A1 (fr) 2007-05-14

Similar Documents

Publication Publication Date Title
US9662384B2 (en) Cattle reproductive disease vaccines
US20070172877A1 (en) Methods for preventing cattle reproductive diseases
EP1727562B1 (en) Method of vaccination against testicular bvdv infection
HK1078457B (en) Vaccine for respiratory and reproductive system infections in cattle
MXPA06010631A (en) Method of vaccination against testicular bvdv infection