PL247534B1

PL247534B1 - 7-O-Heptylonaringenina oraz 7,4’-di-O-heptylonaringenina i sposób jednoczesnego otrzymywania 7-O-heptylonaringeniny oraz 7,4’-di-O-heptylonaringeniny

Info

Publication number: PL247534B1
Application number: PL443471A
Authority: PL
Inventors: Joanna Kozłowska; Anna Duda-Madej
Original assignee: Univ Medyczny Im Piastow Slaskich We Wroclawiu; Wrocław University Of Environmental And Life Sciences
Priority date: 2023-01-13
Filing date: 2023-01-13
Publication date: 2025-07-21
Also published as: PL443471A1

Abstract

Przedmiotem zgłoszenia jest 7-O-Heptylonaringenina o wzorze 2 oraz 7,4'-di-Oheptylonaringenina o wzorze 3 oraz sposób jednoczesnego ich otrzymywania, polegający na tym, że do substratu, którym jest naringenina o wzorze 1 dodaje się węglan potasu K<sub>2</sub>CO<sub>3</sub> oraz 1-jodoheptan w stosunku molowym co najmniej 1:1,5:5 oraz minimalną ilość rozpuszczalnika organicznego, co stanowi mieszaninę reakcyjną, którą pozostawia się w temperaturze od 20°C do 50°C na okres od 10 do 60 godzin przy ciągłym mieszaniu, po czym dodaje się wody i nasyconego roztworu chlorku sodu, a następnie prowadzi się ekstrakcję rozpuszczalnikiem organicznym niemieszającym się z wodą, osusza bezwodnym siarczanem magnezu i/lub bezwodnym siarczanem sodu, a rozpuszczalnik odparowuje się, następnie otrzymaną mieszaninę produktów rozdziela się i oczyszcza na kolumnie chromatograficznej.

Description

Opis wynalazku

Przedmiotem wynalazku jest 7-O-heptylonaringenina oraz 7,4’-di-O-heptylonaringenina.

Przedmiotem wynalazku jest również sposób jednoczesnego otrzymywania 7-O-heptylonaringeniny oraz 7,4’-di-O-heptylonaringeniny.

Wynalazek może znaleźć zastosowanie, jako potencjalny lek o działaniu przeciwdrobnoustrojowym oraz w terapii przeciwnowotworowej.

Znane są doniesienia na temat O-alkilowych pochodnych naringeniny wykazujące ich aktywność antyproliferacyjną względem komórek linii nowotworu okrężnicy (HT-29) oraz aktywność przeciwbakteryjną testowaną względem Escherichia coli, Staphylococcus aureus i Bacillus subtilis. (J. Kozłowska et al., “Novel O-alkyl Derivatives of Naringenin and Their Oximes with Antimicrobial and Anticancer Activity”, Molecules, 2019, 24(4), 679). Znana jest również aktywność przeciwnowotworowa eterowych pochodnych naringeniny względem komórek linii nowotworu czerniaka oraz aktywność przeciwwirusowa względem wirusa Zika (L.A. de Oliveira Mendes et al., „The anti-Zika virus and anti-tumoral activity of the citrus flavanone lipophilic naringenin-based compounds”, Chemico-Biological Interactions, 2020, 331, 109218). Znana jest także aktywność przeciwdrobnoustrojowa O-alkilowych pochodnych naringeniny względem opornych szczepów Helicobacter pylori, Staphylococcus aureus, Enterococcus faecalis, Klebsiella pneumoniae, Acinetobacter baumannii (A. Duda-Madej et al. “Antimicrobial O-Alkyl Derivatives of Naringenin and Their Oximes Against Multidrug-Resistant Bacteria”, Molecules, 2020, 25(16), 3642).

W dostępnej literaturze nie znaleziono doniesień na temat 7-O-heptylonaringeniny oraz 7,4’-di-O-heptylonaringeniny i sposobu ich wytwarzania.

Istotą wynalazku jest 7-O-heptylonaringenina oraz 7,4’-di-O-heptylonaringenina.

Istotą jest także sposób jednoczesnego otrzymywania 7-O-heptylonaringeniny oraz 7,4’-di-O-heptylonaringeniny, polegający na tym, że do naringeniny dodaje się węglan potasu K2CO3 oraz 1-jodoheptan w stosunku molowym co najmniej 1:1,5:5 oraz minimalną ilość rozpuszczalnika organicznego. Stanowi to mieszaninę reakcyjną, którą pozostawia się w temperaturze od 20°C do 50°C na okres od 10 do 60 godzin przy ciągłym mieszaniu. Po tym czasie dodaje się wody i nasyconego roztworu chlorku sodu i prowadzi się ekstrakcję rozpuszczalnikiem organicznym niemieszającym się z wodą, osusza bezwodnym siarczanem magnezu i/lub bezwodnym siarczanem sodu, a rozpuszczalnik odparowuje się. Otrzymaną mieszaninę produktów rozdziela się i oczyszcza na kolumnie chromatograficznej.

Korzystne jest, gdy rozpuszczalnikiem organicznym stosowanym do reakcji jest dimetyloformamid.

Korzystnie również jest, gdy rozpuszczalnikiem organicznym stosowanym do ekstrakcji jest eter dietylowy.

Korzystnym jest, gdy, eluent stosowany do rozdziału 7-O-heptylonaringeniny oraz 7,4’-di-O-heptylonaringeniny na kolumnie chromatograficznej stanowi mieszanina heksanu, chlorku metylenu i octanu etylu w stosunku objętościowym 5:1:1.

Zasadniczą zaletą wynalazku jest otrzymanie 7-O-heptylonaringeniny z wydajnością powyżej 70%, przy jednoczesnym otrzymaniu 7,4’-di-O-heptylonaringeniny z wydajnością 10% z użyciem łatwo dostępnych odczynników.

Sposób wykonania wynalazku objaśniony jest w przykładzie.

Przykład. W kolbie okrągłodennej zaopatrzonej w mieszadło magnetyczne umieszcza się 1 g naringeniny o wzorze 1 oraz 0,7614 g węglanu potasu K2CO3 i dodaje się 10 mL dimetyloformamidu. Po rozpuszczeniu dodaje się kroplami do mieszaniny reakcyjnej 3,011 mL 1-jodoheptanu. Reakcję prowadzi się przez 17 godzin w temperaturze pokojowej. Po tym czasie, dodaje się 20 mL wody i 10 mL nasyconego roztworu chlorku sodu, a następnie prowadzi się 3-krotną ekstrakcję 30 mL eteru dietylowego. Połączone warstwy organiczne osusza się nad bezwodnym siarczanem sodu, rozpuszczalnik odparowuje się na wyparce próżniowej. Otrzymaną mieszaninę produktów rozdziela się i oczyszcza na kolumnie chromatograficznej stosując, jako eluent mieszaninę heksanu, chlorku metylenu i octanu etylu w stosunku objętościowym 5:1:1. W celu oczyszczenia 7,4’-di-O-heptylonaringeniny wykonuje się drugą kolumnę chromatograficzną, gdzie jako eluent stosuje się mieszaninę heksanu, chlorku metylenu i octanu etylu w stosunku objętościowym 15:1:1. Na tej drodze otrzymuje się 0,9730 g 7-O-heptylonaringeniny w postaci białego proszku z wydajnością 71,51% oraz 0,1733 g 7,4’-di-O-heptylonaringeniny w postaci jasnożółtego proszku z wydajnością 10,07%.

Stałe fizyczne i spektroskopowe otrzymanych związków są następujące:

7-O-Heptylonaringenina:

Temp. topnienia (°C): 114-115 ¹H NMR (600 MHz, Chloroform-d) δ [ppm] 12,01 (s, 1 H, OH-5), 7,35 - 7,30 (m, 2H, AA’BB’, H-2’, H-6’), 6,91 - 6,85 (m, 2H, AA’BB’, H-3’, H-5’), 6,06 (d, J = 2,3 Hz, 1 H, H-6), 6,03 (d, J = 2.3 Hz, 1H, H-8), 5,38 - 5,30 (m, 2H, H-2, OH-4’), 3,96 (t, J = 6,6 Hz, 2H, -CH2-), 3,08 (dd, J = 17,1, 13,0 Hz, 1H, H-3a), 2,78 (dd, J = 17,1, 3,0 Hz, 1H, H-3b), 1,80 - 1,73 (m, 2H, -CH2- ), 1,44 - 1,38 (m, 2H, -CH2-), 1,36 - 1,27 (m, 6H, 3x-CH2-), 0,89 (t, J = 6,9 Hz, 3H, -CH3);

¹³C NMR (150 MHz, Chloroform-d) δ [ppm] 196,17 (C=O), 167,85, 164,19, 163,02, 156,28, 130,70, 128,09, 115,81, 103,13, 95,73, 94,78, 79,05, 68,74, 43,30, 31,86, 29,08, 29,02, 25,98, 22,72, 14,21; HRMS (m/z): [M + H]⁺ obliczona dla C22H27O5, 371,1853; zmierzona 371,1854.

7,4’-Di-O-heptylonaringenina:

Temp. topnienia (°C): 74-75 ¹H NMR (600 MHz, Chloroform-d) δ [ppm] 12,02 (s, 1H, OH-5), 7,39 - 7,32 (m, 2H, AA’BB’, H-2’, H-6’), 6,96 - 6,91 (m, 2H, AA’BB’, H-3’, H-5’), 6,05 (d, J = 2,3 Hz, 1H, H-6), 6,03 (d, J = 2,3 Hz, 1H, H-8), 5,35 (dd, J = 13,0, 3,0 Hz, 1H, H-2), 3,99 - 3,94 (m, 4H, 2X-CH2-), 3,09 (dd, J = 17,1, 13,0 Hz, 1H, H-3a), 2,78 (dd, J = 17,1, 3,0 Hz, 1H, H-3b), 1,82 - 1,73 (m, 4H, 2X-CH2-), 1,49 - 1,28 (m, 16H, 8x-CH2-), 0,92 - 0,87 (m, 6H, 2x-CHs);

¹³C NMR (150 MHz, Chloroform-d) δ [ppm] 196,11 (C=O), 167,74, 164,23, 163,04, 159,77, 130,33, 127,83, 114,91, 103,16, 95,67, 94,71, 79,16, 68,70, 68,29, 43,35, 31,93, 31,87, 29,36, 29,20, 29,10, 29,04, 26,14, 26,00, 22,76, 22,73, 14,24, 14,22; HRMS (m/z): [M + H]⁺ obliczona dla C29H41O5, 469,2949; zmierzona 469,2947.

Właściwości bakteriostatyczne 7-O-heptylonaringeniny oraz 7,4’-di-O-heptylonaringeniny wobec szczepów Enterococcus faecalis ATCC 29212, Staphylococcus aureus ATCC 25923 oraz Escherichia coli K12 zbadano zgodnie ze standardową procedurą EUCAST, pozwalającą na określenie Minimalnych Stężeń Hamujących (MIC) oraz Minimalnych Stężeń Bójczych (MBC). Oznaczenia zostały wykonane dla 7-O-heptylonaringeniny oraz 7,4’-di-O-heptylonaringeniny w zakresie stężeń od 512 do 1 μg/mL. Wykonano również próby kontrolne dla 7-O-heptylonaringeniny oraz 7,4’-di-O-heptylonaringeniny w podłożu hodowlanym Muller-Hinton, kontrolę podłoża hodowlanego Muller-Hinton, kontrolę wzrostu szczepu bakteryjnego w podłożu hodowlanym Muller-Hinton oraz kontrolę wpływu rozpuszczalnika dimetylosulfotlenku (DMSO) stosowanego w serii rozcieńczeń 7-O-heptylonaringeniny oraz 7,4’-di-O-heptylonaringeniny na wzrost badanych szczepów bakteryjnych.

Sposób oznaczenia aktywności przeciwbakteryjnej:

Na płaskodennej płytce 96-dołkowej w podłożu Muller-Hinton (MHB) przygotowuje się rozcieńczenia związków o wzorze 2 i 3 w postępie geometrycznym (stężenie wyjściowe związku rozpuszczonego w dimetylosulfotlenku wynosiło 20 mg/mL) uzyskując zakres stężeń od 1024 μg/mL do 2 μg/mL. Następnie do każdego dołka zawierającego 100 μL związku dodaje się 100 μL 18-godzinnej hodowli bakteryjnej w podłożu Muller-Hinton w stężeniu końcowym 10⁵ CFU/mL, otrzymując stężenie końcowe związku w dołku odpowiednio od 512 μg/mL do 1 μg/mL. Płytkę mikrotitracyjną umieszcza się na mieszadle do płytek celem dokładnego wymieszania zawartości dołków (10 min, 70 rpm) i inkubuje się przez 18 godzin (dla szczepów Staphylococcus aureus ATCC 25923 oraz Escherichia coli K12) oraz 24 godziny (dla szczepu Enterococcus faecalis ATCC 29212) w temperaturze 37°C. Po tym czasie dokonuje się odczytu gęstości w spektrofotometrze przy długości fali 600 nm. Celem obliczenia wartości Minimalnego Stężenia Hamującego (MIC) wykonano również próby kontrolne dla 7-O-heptylonaringeniny oraz 7,4’-di-O-heptylonaringeniny w podłożu hodowlanym Muller-Hinton, kontrolę podłoża hodowlanego Muller-Hinton, kontrolę wzrostu szczepu bakteryjnego w podłożu hodowlanym Muller-Hinton oraz kontrolę wpływu rozpuszczalnika dimetylosulfotlenku (DMSO) stosowanego w serii rozcieńczeń 7-O-heptylonaringeniny oraz 7,4’-di-O-heptylonaringeniny na wzrost badanych szczepów bakteryjnych. Stężenie, w którym związek o wzorze 2 i 3 powodowały zahamowanie wzrostu szczepu bakteryjnego w 90% uznano za wartość MIC.

Wartości Minimalnych Stężeń Hamujących (MIC) oraz Minimalnych Stężeń Bójczych (MBC) przedstawiono w tabeli 1.

PL 247534 Β1

Tabela 1. Wartości Minimalnych Stężeń Hamujących (MIC) oraz Minimalnych Stężeń Bójczych (MBC) wyznaczone dla 7-O-heptylonaringeniny oraz 7,4’-di-O-heptylonaringeniny względem szczepów E. faecalis ATCC 29212, S. aureus ATCC 25923 i E. coli K12. ‘

	E. faecalis	S. aureus	E. coli
	ATCC	ATCC	K12
	29212	25923
	MIC90	MIC90	MICgo
	(MBC)	(MBC)	(MBC)
	[pg/mL]	[pg/mL]	[pg/mL]
7-O-heptylonaringenina	32 (>512)	16 (>512)	>512 (>512)
7,4-di-O-	32 (>512)	>512 (>512)	>512 (>512)
heptylonaringenina

W badanym zakresie stężeń najsilniejszą aktywność po 18-godzinnej inkubacji wykazywała 7-O-heptylonaringenina wobec szczepu S. aureus ATCC 25923 (MIC = 16 pg/mL), natomiast 7,4’-di-O-heptylonaringenina podobnie jak 7-O-heptylonaringenina silnie hamowała wzrost szczepu E. faecalis ATCC 29212 (MIC = 32 pg/mL) po 24-godzinnej inkubacji szczepu ze związkiem.

Claims

Zastrzeżenia patentowe

1. 7-O-Heptylonaringenina o wzorze 2 oraz 7,4’-di-O-heptylonaringenina o wzorze 3 przedstawione na rysunku.
2. Sposób jednoczesnego otrzymywania 7-O-heptylonaringeniny oraz 7,4’-di-O-heptylonaringeniny znamienny tym, że do substratu, którym jest naringenina o wzorze 1 dodaje się węglan potasu K2CO3 oraz 1-jodoheptan w stosunku molowym co najmniej 1:1,5:5 oraz minimalną ilość rozpuszczalnika organicznego, co stanowi mieszaninę reakcyjną, którą pozostawia się w temperaturze od 20°C do 50°C na okres od 10 do 60 godzin przy ciągłym mieszaniu, po czym dodaje się wody i nasyconego roztworu chlorku sodu, a następnie prowadzi się ekstrakcję rozpuszczalnikiem organicznym niemieszającym się z wodą, osusza bezwodnym siarczanem magnezu i/lub bezwodnym siarczanem sodu, a rozpuszczalnik odparowuje się, następnie otrzymaną mieszaninę produktów rozdziela się i oczyszcza na kolumnie chromatograficznej.
3. Sposób według zastrz. 2, znamienny tym, że rozpuszczalnikiem organicznym stosowanym do reakcji jest dimetyloformamid.
4. Sposób według zastrz. 2, znamienny tym, że rozpuszczalnikiem organicznym stosowanym do ekstrakcji jest eter dietylowy.
5. Sposób według zastrz. 2, znamienny tym, że eluent stosowany do rozdziału na kolumnie chromatograficznej stanowi mieszanina heksanu, chlorku metylenu i octanu etylu w stosunku objętościowym 5:1:1.